Trabalhos práticos de Técnicas de Hematologia I

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1 Faculdade de Ciências da Saúde Universidade Fernando Pessoa Trabalhos práticos de Técnicas de Hematologia I Análises Clínicas e Saúde Pública Prof. Doutora Cristina Vieira Almeida UFP Porto Ano lectivo 2005/2006

2 Índice: Indicações gerais.... Pág. 3 Assiduidade mínima obrigatória... Pág. 4 Avaliação da componente prática (laboratorial).. Pág. 5 Outras indicações relatórios/fichas Pág. 5 Regras para a elaboração de relatórios..... Pág. 6 Planeamento das aulas de laboratório Pág. 9 Protocolos para as aulas práticas Pág. 10 Trabalho nº 1: Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador....pág. 11 Trabalho nº 2: Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador... Pág. 15 Trabalho nº 3: Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador. Pág. 18 Trabalho nº 4: Determinação do hematócrito: Micro-técnica Doseamento da hemoglobina: Método colorimétrico Determinação dos índices globulares ou índices hematimétricos (VGM, HGM e CHGM)...Pág. 21 Trabalho nº 5: Determinação da velocidade de sedimentação: técnica de Westergreen Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (Wright): estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas Pág. 25 Trabalho nº 6: Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de um esfregaço sanguíneo e automática com autoanalisador Pág. 29 Trabalho nº 7: Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos Pág. 31 Trabalho nº 8: Electroforese de hemoglobinas Pág. 33 Trabalho nº 9: Determinação do grupo sanguíneo (sistema ABO) e do factor Rh Prova de Coombs directa e indirecta...pág. 34 Apêndices: Fichas para registo de resultados, observações e cálculos Pág. 39 THE I, Pág. 2

3 Indicações gerais: O trabalho laboratorial exige por parte do aluno uma atitude especial, uma vez que deverá obter o máximo rendimento de aprendizagem e assimilação dos diferentes procedimentos e operações que são executados no laboratório. Para que os objectivos do trabalho sejam atingidos e a segurança no laboratório mantida, as instruções quanto à execução do protocolo experimental devem ser estudadas previamente e entendidas por forma a planear o tempo de um determinado trabalho e saber actuar de imediato caso seja confrontado com alguma contrariedade. Deve-se trabalhar sem pressas, com método e cuidado para evitar tanto acidentes como danificar o material de laboratório, que é geralmente bastante caro. Relembram-se, a seguir, alguns dos cuidados a ter no laboratório: 1. É absolutamente proíbido fumar no laboratório nem qualquer zona do edifício. 2. É absolutamente proíbido comer ou beber dentro do laboratório. 3. É OBRIGATÓRIO USAR BATA BRANCA. A BATA É UM EQUIPAMENTO DE PROTECÇÃO PESSOAL E DEVERÁ TER O TAMANHO ADEQUADO PARA PROTEGER O INDIVÍDUO E AS ROUPAS EM CASO DE SALPICOS OU DERRAMES. 4. É proíbido correr, gritar ou comportar-se de outros modos incorrectos. 5. Nunca efectuar pipetagens com a boca, mesmo que seja de água! Usar sempre um pipetador manual ou pompette. 6. Ter conhecimento prévio da toxicidade, poder corrosivo e inflamabilidade dos reagentes com que vai trabalhar (em caso de dúvida, perguntar!). 7. Não abrir recipientes de reagentes para cheirar ou espreitar. 8. Limpar imediatamente reagentes que tenham sido derramados. 9. Não verter restos de soluções nas pias, sem perguntar antes ao Professor. Quaisquer reagentes que tenham de ser vertidos nas pias estão restringidos a soluções muito diluídas e, quando os verter, ponha a água a correr. 10. Não deitar pontas de pipetas ou outros objectos sólidos na canalização. 11. USO OBRIGATÓRIO DE LUVAS sempre que trabalhar com amostras biológicas. No final de cada aula prática, as mesmas deverão ser colocadas nos CONTENTORES ADEQUADOS PARA A REJEIÇÃO DE MATERIAL CONTAMINADO, NÃO CORTANTE. 12. Todo o MATERIAL CORTANTE CONTAMINADO (ex.: material de colheita de sangue,...) com produtos biológicos deverá ser colocado nos RESPECTIVOS CONTENTORES. 13. O MATERIAL NÃO CONTAMINADO deverá ser colocado no LIXO NORMAL e não nos contentores especiais referidos em 11 e 12. THE I, Pág. 3

4 14. No final da execução do trabalho, não abandonar o laboratório sem antes deixar limpo o local de trabalho. 15. Antes de sair do laboratório lavar bem as mãos. Os elementos de cada grupo devem ter consciência do número do seu grupo e de qual o trabalho que vão executar em cada aula. Por forma a assegurar a segurança no laboratório, todas as regras de segurança devem ser rigorosamente cumpridas, devendo o aluno abordar sempre o professor caso haja alguma dúvida quanto à manipulação de qualquer material e/ou reagente. Organização das aulas laboratoriais: As aulas laboratoriais de Técnicas de Hematologia I exigirão por parte dos alunos a leitura e preparação prévia do trabalho que irão executar na aula e, inclusivé, a esquematização de todos os passos importantes do trabalho em questão, para depois o discutirem no início da aula com o professor. Nota importante: Cada grupo só deve iniciar o seu trabalho após discussão com o professor sobre o mesmo. Assiduidade mínima obrigatória: Na Faculdade de Ciências da Saúde desta Universidade, os alunos são obrigados a frequentar 80% das aulas laboratoriais (componente prática), ou seja, comparecer a 12 aulas completas, num total de 15 aulas previstas para cada aluno (duas aulas iniciais de apresentação e explicação dos trabalhos práticos, nove aulas laboratoriais, uma aula de reposição, uma aula de discussão dos relatórios e uma aula de realização de teste prático). O aluno que não complete a frequência mínima obrigatória na componente prática (laboratorial) é considerado reprovado à disciplina, não podendo sequer realizar o exame de recurso no final do semestre nem aceder à época especial de trabalhador estudante ou finalista. Automaticamente terá que se inscrever à disciplina no ano seguinte. Deverá haver um cumprimento escrupuloso do horário das aulas laboratoriais por parte dos alunos. O não cumprimento será contabilizado na avaliação, podendo até resultar na marcação de uma falta à aula, sendo igual procedimento aplicado à falta de bata branca. THE I, Pág. 4

5 Avaliação da componente prática (laboratorial): A avaliação desta componente, feita de modo contínuo durante as aulas, contabilizará os seguintes elementos de avaliação: [i] Classificação obtida nos dois relatórios completos elaborados sobre dois dos trabalhos; [ii] Prova final de avaliação (prática) com execução laboratorial de um trabalho, no sentido de avaliar se as estas aulas atingiram o objectivo formativo previsto: fornecer competências práticas aos alunos; [iii] No final de cada protocolo o docente responsável entregará aos alunos uma ficha de preenchimento, sendo devolvida ao docente. Essa ficha abordará o trabalho executado, devendo ser discutidos os resultados e redigidas as respectivas conclusões, entre outros factores. O objectivo é reforçar a necessidade dos alunos dominarem os procedimentos laboratoriais, sob pena de a aula laboratorial ser apenas uma passagem do tempo, para alguns alunos; [iv] A assiduidade e desempenho técnico do aluno, na participação activa no trabalho experimental e no interesse global demonstrado. Não há recurso ou época especial para esta componente prática. A classificação obtida na componente prática será válida para as restantes épocas de avaliação do ano lectivo 2003/2004. A fórmula de cálculo da classificação prática laboratorial será a seguinte: 5% (Assiduidade e participação) + 35% (prova de avaliação) + 30 % (média das fichas) + 30% (média dos relatórios) Ao aluno só será contabilizada a classificação obtida na componente teórica da disciplina, se o aluno tiver obtido uma classificação na componente prática igual ou superior a 10 valores. Se o aluno tiver aprovação na componente prática (laboratorial) e, contudo, reprovar na avaliação da componente teórica (na avaliação contínua, recurso e época especial), no ano seguinte só repete a componente teórica da disciplina. A nota obtida na componente prática não é susceptível de ser melhorada e mantém-se válida durante dois anos lectivos, após o aluno ter frequentado a disciplina. Outras indicações relatórios/fichas: Muito importante: Após a realização de dois dos trabalhos laboratoriais seleccionados pelo Professor, o grupo deverá realizar um relatório original completo de cada, que deverá ser entregue no prazo máximo de 07 dias após a finalização do trabalho. Todos os elementos do grupo devem participar activamente na elaboração dos relatórios. Os relatórios contendo partes copiadas de outros relatórios serão fortemente penalizados e os relatórios integralmente copiados não serão corrigidos nem considerados para avaliação. Para os restantes trabalhos, os alunos deverão apresentar os resultados experimentais e respectiva apreciação, no final de cada aula laboratorial, numa ficha de resultados, cedida pela Docente, assinada por todos os elementos do grupo que estiveram presentes na aula. THE I, Pág. 5

6 Todos os relatórios e todas as fichas de resultados são considerados no cálculo da nota da componente laboratorial de cada aluno. Cada relatório ou ficha não entregue é contabilizada como zero no cálculo da nota laboratorial e os atrasos de entrega de relatórios superiores a uma semana são penalizados em 25% da classificação (o que é equivalente a restringir a escala de classificação de zero a quinze valores). Regras para a elaboração de relatórios Os alunos devem apresentar no prazo máximo de 07 dias após a finalização dos respectivos trabalhos dois relatórios completos dos trabalhos seleccionados pelo Professor. Para os restantes trabalhos, devem apenas entregar os resultados experimentais e a respectiva apreciação no final de cada aula em folha manuscrita e assinada por todos os elementos do grupo presentes nessa aula. Os relatórios completos serão elaborados em computador, deverão ser sintéticos, bem estruturados, e a linguagem utilizada deverá ser simples e directa. Assim, as secções que compõem um relatório completo são as seguintes: Página de título O título do trabalho deve ser curto e informativo. Nesta página deve incluir-se o nome dos alunos (e respectivas assinaturas!) e as datas de execução dos trabalhos e de entrega do relatório. Introdução e/ou Princípio do Teste Na introdução devem ser mencionados a importância do trabalho e o seu objectivo. O texto deve ser relativamente curto (uma página, no máximo). A introdução deve ser informativa na sua globalidade. Descrever de uma forma objectiva, sempre que necessário, o princípio do teste. Materiais e Métodos Esta é uma das secções mais importantes num relatório científico, pois a descrição do método experimental permite a outras pessoas reproduzir a experiência efectuada. Contudo, em relatórios de aulas, em que o destinatário final (e por vezes o único) é o professor (que elaborou ele próprio o protocolo), a transcrição do protocolo experimental é um desperdício de tempo, por isso, devem faze-lo de uma forma resumida. Preferencialmente, a metodologia experimental seguida deverá ser apresentada de forma esquemática (diagrama de sequências). Resultados experimentais Esta secção é bastante valorizada na avaliação do relatório e deve incluir todos os resultados obtidos, os quais poderão ser apresentados, sob a forma de tabela, e os cálculos a efectuar de forma a obter os valores finais, se assim for necessário. THE I, Pág. 6

7 Discussão dos resultados e Conclusões Tal como as restantes partes do relatório, esta secção deve ser escrita com clareza e objectividade, de tal forma que o leitor possa distinguir entre as conclusões do trabalho e as apreciações críticas resultantes da comparação dos dados experimentais com os resultados teoricamente previsíveis. Esta é a secção mais importante do relatório. A discussão deverá também incluir as conclusões do trabalho experimental e descrever a ocorrência, se for o caso, de determinados erros ou desvios que possam ter afectado os resultados obtidos. Bibliografia Consiste na listagem, exaustiva e por ordem alfabética de autores ou pela ordem de citação no texto, de artigos e livros consultados para a realização do trabalho. Apêndices Em apêndice deve ser incluída toda a informação não directamente relevante para a leitura e compreensão do relatório, nomeadamente cálculos pormenorizados, informações sobre reagentes, rectas de calibração, etc. THE I, Pág. 7

8 Trabalhos práticos a executar: Trabalho n.º 1 Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador Trabalho n.º 2 Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador Trabalho n.º 3 Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador Trabalho n.º 4 Determinação do hematócrito: Micro-técnica Doseamento da hemoglobina: Método colorimétrico Determinação dos índices globulares ou índices hematimétricos (VGM, HGM e CHGM) Trabalho n.º 5 Determinação da velocidade de sedimentação: técnica de Westergreen Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (Wright): estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas Trabalho n.º 6 Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de um esfregaço sanguíneo e automática com autoanalisador Trabalho n.º 7 Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos Trabalho n.º 8 Electroforese de hemoglobinas Trabalho n.º 9 Determinação do grupo sanguíneo (sistema ABO) e do factor Rh Prova de Coombs directa e indirecta THE I, Pág. 8

9 Planeamento das aulas laboratoriais: Semana de aulas laborat. Trabalho laboratorial #1 #2 #3 #4 #5 #6 #7 #8 #9 1ª Apresentação do programa e dos objectivos da componente laboratorial da disciplina de THE I. Definição dos critérios de avaliação. Organização dos grupos de trabalho. Indicações sobre a elaboração de relatórios e sobre as folhas de registo de resultados experimentais. 2ª Introdução teórica aos trabalhos laboratoriais propostos e definição dos seus objectivos. 3ª X 4ª X 5ª X 6ª X 7ª X 8ª X 9ª X 10ª X 11ª X 12ª Semana para reposição de aulas laboratoriais: esta aula está exclusivamente destinadas aos alunos que ficaram impossibilitados de executarem trabalhos por terem faltas justificadas (aulas perdidas por motivos de força maior). Os alunos que efectuaram todos os trabalhos previstos ao longo do semestre não necessitam frequentar esta última aula. 13ª Entrega e discussão dos relatórios e/ou fichas 14ª Avaliação prática 1ª dia 9 2ª dia 16 3ª-11ª - dias 23 Set- 18 Nov 12ª - dia 25 Nov 13ª - dia 16 Dez 14ª - dia 6 Jan THE I, Pág. 9

10 Protocolos laboratoriais THE I, Pág. 10

11 THE I, Pág. 11

12 Trabalho nº 1: Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador. 1. Objectivo Visualização ao microscópio de eritrócitos. Utilização de uma técnica manual e de uma técnica automática de contagem de eritrócitos. Comparação entre os resultados obtidos. 2. Amostra Sangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico. Alternativamente, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a punção capilar e removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua aspiração até à marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa exteriormente, fazse de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a coagulação da amostra. Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se a técnica for executada correctamente. 3. Logística 3.1. Reagentes Liquido diluidor (Dacie): Formol a 40% Citrato trissódico a 3% Etanol 70% 1 ml 99 ml 3.2. Material Tubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis Pipeta de Thoma para eritrócitos Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou pipetador automático Agitador mecânico de pipetas de Thoma. Câmara de Neubauer e respectiva lamela Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada) Microscópio óptico Contador manual de células Algodão higienizado Luvas cirúrgicas THE I, Pág. 12

13 3. Procedimento experimental Técnica manual 1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador. 2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 0,5. Limpar exteriormente a pipeta com papel absorvente. 3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 101, tendo o cuidado de não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente. 4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios. 5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 5 a 10 minutos. Entretanto preparar a câmara de contagem e a câmara húmida. 6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer, indicadores de uma boa adaptação. 7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar. Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secála, preparando-a para repetir a operação de enchimento. 8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil. 9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação. 10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração (ver figura). 11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de Neubauer, determine o número de glóbulos vermelhos por litro de sangue, expressando o resultado da seguinte forma: N( ) x /l de sangue THE I, Pág. 13

14 Técnica automática Utilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante). 4. Intervalos de referência Recém-nascido: 5,0±1,0 x /l Criança (1 ano): 4,4±0,8 x /l Adulto: Homem: 5,5±1,0 x /l Mulher: 4,8±1,0 x /l 5. Relatório Identificar o local de contagem de eritrócitos na câmara de Neubauer. Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do valor dos eritrócitos no sangue (nºgv/l). Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos de referência). THE I, Pág. 14

15 Contagem de eritrócitos quadrados escuros Contagem de leucócitos quadrados A, B, C e D Contagem de plaquetas quadrado central Pipetas de diluição de Thoma para glóbulos vermelhos e brancos THE I, Pág. 15

16 Trabalho nº 2: Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador. 1. Objectivo Visualização ao microscópio de leucócitos. Utilização de uma técnica manual e de uma técnica automática de contagem de eritrócitos. Comparação entre os resultados obtidos de forma manual e automática. 2. Amostra Sangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico. No caso do procedimento manual, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a punção capilar e removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua aspiração até à marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa exteriormente, faz-se de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a coagulação da amostra. Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se a técnica for executada correctamente. 3. Logística 3.1. Reagentes Liquido diluidor (Hayem): Azul de metileno Ácido acético Água destilada Etanol 70% 0,25 g 5 ml qbp 100 ml 3.2. Material Tubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis Pipeta de Thoma para leucócitos Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou pipetador automático Agitador mecânico de pipetas de Thoma. Câmara de Neubauer e respectiva lamela Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada) Microscópio óptico Contador manual de células Algodão higienizado THE I, Pág. 16

17 Luvas cirúrgicas 3. Procedimento experimental Técnica manual 1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador. 2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 0,5. Limpar exteriormente a pipeta com papel absorvente. 3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 11, tendo o cuidado de não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente. 4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios. 5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 5 a 10 minutos. Entretanto preparar a câmara de contagem e a câmara húmida. 6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer, indicadores de uma boa adaptação. 7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar. Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secála, preparando-a para repetir a operação de enchimento. 8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil. 9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação. 10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração. 11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de Neubauer, determine o número de glóbulos brancos por litro de sangue, expressando o resultado da seguinte forma: THE I, Pág. 17

18 N( ) x 10 9 /l de sangue Técnica automática Utilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante). 4. Intervalos de referência Recém-nascido: 18,0±8,0 x 10 9 /l Criança (1 ano): 12,0±6,0 x 10 9 /l Adulto: 7,5±3,5 x 10 9 /l 5. Relatório Identificar o local de contagem de leucócitos na câmara de Neubauer. Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do valor dos leucócitos no sangue (nºgb/l). Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos de referência). THE I, Pág. 18

19 Trabalho nº 3: Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador. 1. Objectivo Visualização ao microscópio de plaquetas. Utilização de uma técnica manual e de uma técnica automática de contagem de eritrócitos. Comparação entre os resultados obtidos de forma manual e automática 2. Amostra Sangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico. No caso do procedimento manual, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a punção capilar e removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua aspiração até à marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa exteriormente, faz-se de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a coagulação da amostra. Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se a técnica for executada correctamente. 3. Logística 3.1. Reagentes Liquido diluidor (Plaxan): Oxalato de amónio Tampão fosfato ph 6,8 Timerosal Água destilada Etanol 70% 11,45 g 110 g 0,1 g qbp 1 L 3.2. Material Tubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis Pipeta de Thoma para eritrócitos Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou pipetador automático Agitador mecânico de pipetas de Thoma. Câmara de Neubauer e respectiva lamela Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada) Microscópio óptico Contador manual de células THE I, Pág. 19

20 Algodão higienizado Luvas cirúrgicas 3. Procedimento experimental Técnica manual 1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador. 2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 1. Limpar exteriormente a pipeta com papel absorvente. 3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 101, tendo o cuidado de não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente. 4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios. 5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 10 minutos. Entretanto preparar a câmara de contagem e a câmara húmida. 6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer, indicadores de uma boa adaptação. 7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar. Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secála, preparando-a para repetir a operação de enchimento. 8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil. 9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação. 10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração. 11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de THE I, Pág. 20

21 Neubauer, determine o número de plaquetas por litro de sangue, expressando o resultado da seguinte forma: N( ) x 10 9 /l de sangue Técnica automática Utilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante). 4. Intervalos de referência 150,0-400,0 x 10 9 /l 5. Relatório Identificar o local de contagem de plaquetas na câmara de Neubauer. Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do valor das plaquetas no sangue (nºpt/l). Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos de referência). THE I, Pág. 21

22 Trabalho nº 4: A) Determinação do Hematócrito: Microtécnica B) Doseamento da hemoglobina C) Determinação dos índices hematimétricos ou índices globulares 1. Objectivo Aprender a utilizar uma técnica manual para determinação do hematócrito e doseamento da hemoglobina. Utilizar estes e os valores obtidos em outras aulas para determinar os índices hematimétricos. A) Determinação do Hematócrito: Microtécnica 2. Amostra Sangue venoso com EDTA ou sangue capilar (neste caso usar-se-ão tubos capilares com revestimento interno de heparina). 3. Logística 3.1. Reagentes Etanol 70% 3.2. Material Tubos de micro-hematocrito: tubos capilares de 75 mm de comprimento e com um diâmetro interno de 1 mm. Estes tubos são fornecidos comercialmente com revestimento interno de heparina. Plasticina Centrífuga com adaptador dos capilares Algodão higienizado 3. Procedimento experimental Técnica manual - introduzir o tubo capilar no tubo que contém o sangue com EDTA, perfeitamente homogeneizado, e, inclinando um pouco os dois, deixar que o sangue suba no tubo por capilaridade até cerca de 1 cm da extremidade livre do capilar. - tapar a extremidade livre do tubo com o dedo indicador, como se se tratasse de uma pipeta, e limpar exteriormente o tubo capilar. THE I, Pág. 22

23 - obturar, então, a extremidade oposta com plasticina, que estará mole, não oferecendo resistência, sendo menor o risco de quebrar o tubo nos dedos; a coluna de plasticina deve ficar com uma altura aproximada de 1 cm. - colocar o tubo num dos sulcos radiais da centrífuga, tendo cuidado de por a extremidade vedada voltada para a periferia. Fechar a centrifuga. - centrifugar durante 5 minutos (3500 rpm/12 min). - retirar o tubo e fazer a leitura do hematócrito, utilizando o dispositivo de leitura da centrífuga. Técnica manual Autoanalisador Sysmex 4. Intervalos de referência Recém-nascidos: 0,54±0,10 l/l Criança (3-6 anos): 0,40±0,04 l/l Adulto: Homem 0,47±0,07 l/l Mulher 0,42±0,05 l/l THE I, Pág. 23

24 B) Doseamento da hemoglobina 2. Amostra Sangue venoso com EDTA, oxalato, citrato ou heparina, ou sangue capilar. 3. Logística 3.1. Reagentes Etanol 70% Total Hemoglobin 525-A (Sigma): reagente de Drabkin, solução padrão de hemoglobina (18 g/dl) Material Espectrofotómetro de UV/VIS Células de volume reduzido Tubos de ensaio em vidro Suporte de tubos de ensaio Pipetas volumétricas (2,0; 4,0; 5,0 e 6,0 ml) Micropipetas automáticas (20 µl) Luvas cirúrgicas 3. Procedimento experimental Técnica Seguir a instruções dadas pelo fabricante. THE I, Pág. 24

25 C) Determinação dos índices hematimétricos ou índices globulares Determinar o VGM, HGM e CHGM por cálculo matemático a partir dos valores encontrados (Ht, conc. Hemoglobina, contagem de eritrócitos): Ht (l/l) VGM = 12 nº GV (nx10 /l) Hb (g/l) HGM = 12 nº GV (nx10 /l) Hb (g/dl) CHGM = Ht (l/l) 5. Relatório A) Determinação do Hematócrito: Microtécnica. Descrever pormenorizadamente a forma de leitura do hematócrito. Comparar o resultado obtido de forma manual com o valor obtido no autoanalisador e com os intervalos de referência. B) Doseamento da hemoglobina Apresentar a recta de calibração. Determinar o valor da amostra (apresentar os cálculos). Comparar o resultado obtido de forma manual com o valor obtido no autoanalisador e com os intervalos de referência. C) Determinação dos índices hematimétricos ou índices globulares Apresentar todos os cálculos e tirar as respectivas conclusões (comparar com os intervalos de referência). THE I, Pág. 25

26 Trabalho nº 5: A) Determinação da velocidade de sedimentação B) Execução de um esfregaço sanguíneo e a sua coloração (Wright): estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas 1. Objectivo Aprender a determinar manualmente a velocidade de sedimentação e a interpretar o seu resultado. Aprender a fazer e a corar um esfregaço, após o que o aluno fará um estudo morfológico das células com base nesse esfregaço. A) Determinação da velocidade de sedimentação 2. Amostra Sangue venoso com anticoagulante (citrato trissódico a 3,8% na proporção de 1/4) 3. Logística 3.2. Material Pipetas de Westergreen 380 (Assistent). A pipeta tem um comprimento aproximado de 30 cm e um diâmetro interno constante, geralmente de 2,4 a 2,5 mm; apresenta uma graduação de zero a 200, correspondendo esta última marca à parte inferior da escala. Suporte das pipetas 367/10 (Assistent) Papel absorvente 3. Procedimento experimental Técnica - Aspirar o sangue para uma pipeta de Westergreen, até à marca zero. - Colocar a pipeta no suporte especial, assentando o bico da pipeta na parte inferior dum disco de borracha e a parte superior numa peça metálica (com um apoio também de borracha). A pipeta fica rigorosamente na vertical. - Decorridos 60 minutos faz-se a leitura da VS (o valor alcançado pela coluna globular na sua descida) - À segunda hora procede-se de novo à leitura da VS, tomando a designação de VS à 2ª hora. THE I, Pág. 26

27 - Determinar o índice de Katz (IK): IK=[VS à 1ª hora + (VS à 2ª hora/2)]/2 Intervalos de referência: Homem Mulher 1ºhora 3-5 mm 4-8 mm 2ºhora 4-12 mm 5-16 mm IK 2-6 mm 3-8 mm B) Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (WRIGHT): Estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas 2. Amostra Sangue capilar ou sangue venoso com anticoagulante 3. Logística 3.1. Reagentes corante Wright WS-16 (500 ml, Sigma) 3.2. Material laminas suporte de laminas microscópio lancetas estéreis algodão higienizado luvas cirúrgicas pipeta Pasteur THE I, Pág. 27

28 3. Procedimento experimental Técnica Esfregaço: - coloca-se uma gota de sangue a cerca de 1 cm de uma das extremidades da lâmina e de imediato procede-se à sua extensão, que será apoiando outra lâmina, com uma inclinação de 45ºC sobre a que contém a gota de sangue. - retrocedendo um pouco com esta segunda lâmina, promove-se o contacto com a gota de sangue, que se espalhará por capilaridade ao longo da linha de contacto e de seguida faz-se a sua extensão. - deixar secar Coloração de wright: - esfregaço - deitar umas gotas de corante - esperar 1 minuto - deitar umas gotas de água destilada - misturar (soprar através de uma pipeta pasteur, a fim de misturar os dois líquidos). - esperar 2 minutos - lavar com água destilada - deixar secar - estudar a morfologia dos GV, GB e Pt THE I, Pág. 28

29 Basófilo Glóbulos vermelhos e plaquetas Neutrófilo Linfócito Eosinófilo Monócito THE I, Pág. 29

30 5. Relatório A) Determinação da velocidade de sedimentação Apresentar os valores obtidos após 1 e 2 horas. Determinar o índice de Katz. Apresentar as conclusões. B) Execução de um esfregaço sanguíneo e a sua coloração (Wright): estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas. Descrever as células encontradas, mas também as não observadas. THE I, Pág. 30

31 Trabalho nº 6: Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de um esfregaço de sangue e automática com autoanalisador 1. Objectivo Aprender a diferenciar, por observação microscópica, as várias populações de leucócitos e a determinar a fórmula leucocitária (contagem diferencial das várias populações de leucócitos, apresentando os resultados em valores absolutos e relativos). Comparação entre os resultados obtidos com o método manual e automático. 2. Amostra Sangue capilar ou sangue venoso com anticoagulante. 3. Logística 3.1. Reagentes corante Wright WS-16 (500 ml, Sigma) 3.2. Material tubos de vácuo com EDTA e agulhas laminas suporte de laminas microscópio óptico lancetas estéreis algodão higienizado luvas cirúrgicas pipeta pasteur 3. Procedimento experimental Técnica Igual à aula anterior THE I, Pág. 31

32 4. Intervalos de referência GLÓBULO BRANCO Valor absoluto Percentagem NEUTRÓFILOS EOSINÓFILOS BASÓFILOS LINFÓCITOS MONÓCITOS 1,8-7,0 x 10 9 /L 0,04-0,45 x 10 9 /L 0-0,2 x 10 9 /L 1,5-4 x 10 9 /L 0,2-0,95 x 10 9 /L 35 70% 0 7% 0 1,5% 20 53% 2,5 12% 5. Relatório Apresentar os valores absolutos e relativos encontrados após a contagem diferencial das células (apresentar os cálculos). Comparar os resultados obtidos com os intervalos de referência. THE I, Pág. 32

33 Trabalho nº 7: Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos 1. Objectivo Coloração de um esfregaço para a contagem de reticulócitos. Identificação e contagem de reticulócitos. Determinação do índice de produção reticulocitária e sua interpretação. 2. Amostra sangue com anticoagulante 3. Logística 3.1. Reagentes solução de azul brilhante de cresil: azul brilhante de cresil soro fisiológico 0,25 g 100 ml 3.2. Material tubos de vácuo com EDTA e agulhas laminas suporte de laminas microscópio óptico lancetas estéreis algodão higienizado luvas cirúrgicas pipeta pasteur 3. Procedimento experimental Técnica - mistura 1:1 (sangue e corante) - incubar a 37ºC (20 a 25 minutos) - fazer um esfregaço fino - corar pelo wright A percentagem de reticulócitos é determinada em pelo menos 1000 eritrócitos THE I, Pág. 33

34 4. Intervalos de referência percentagem: 0,2 2,0% valor absoluto: x 10 9 /L 5. Relatório Apresentar todos os cálculos efectuados para determinar o valor absoluto e relativo dos reticulócitos; o seu valor corrigido e o índice de produção reticulocitária. Comparar os valores obtidos com os dos intervalos de referência. THE I, Pág. 34

35 Trabalho nº 8: Electroforese de hemoglobinas 1. Objectivo A electroforese de hemoglobinas é usada em laboratórios clínicos para estudar e quantificar o conteúdo em hemoglobinas nos fluídos biológicos. 2. Amostra sangue total 3. Logística 3.1. Reagentes Ver a técnica fornecida pelo fabricante 3.2. Material Ver a técnica fornecida pelo fabricante 3. Procedimento experimental Técnica Ver a técnica fornecida pelo fabricante 4. Intervalos de referência Hemoglobina A: 96-98% Hemoglobina A 2 : 1,5-3,2% Hemoglobina F: 0,5-0,8% 5. Relatório Fazer uma descrição sumária do procedimento. Apresentar os resultados (se possível apresentar o traçado do perfil das hemoglobinas) e compara-los com os valores do intervalo de referência. Apresentar as conclusões. THE I, Pág. 35

36 Trabalho nº 9: A) Determinação do grupo sanguíneo e do factor Rh B) Prova de Coombs directa e indirecta 1. Objectivo Determinação do grupo sanguíneo e do factor Rh, frequente no laboratório. Realização da prova de Coombs (Teste antiglobulina) directa e indirecta importante em diversas situações (anemias hemolíticas auto-imunes, reacções de transfusão devidas a incompatibilidades sanguíneas, detecção de anticorpos irregulares, detecção de antigénios do tipo Rh). 2. Amostra sangue capilar e sangue venoso com anticoagulante 3. Logística 3.1. Reagentes soro fisiológico soro Anti-ABO, soro Anti-D e soro coombs V (Reatrol) Material laminas suporte de laminas microscópio lancetas estéreis Algodão higienizado estufa a 37ºC centrífuga tubos de ensaio de vidro micropipetas automáticas proveta volumétrica (pequena) pipetas pasteur e pequenos agitadores luvas cirúrgicas THE I, Pág. 36

37 3. Procedimento experimental Técnica A) GRUPO SANGUÍNEO E Rh Detecção de antigénios de superfície realizando uma reacção de aglutinação entre determinado as aglutininas da superfície do G.R. e anticorpos anti-aglutininas (exemplo: detecção do antigénio A). EXECUÇÃO: - deitar uma gota de soro anti-a, anti-b, anti-ab e anti-rh - deitar uma gota de sangue em cada lâmina (4) - em cada lamina misturar o soro com o sangue - observar quanto à aglutinação Soro anti-a Soro anti-b Soro anti-a Soro anti-b B) PROVA DE COOMBS Baseia-se no princípio de que um anticorpo específico antiglobulina humana actuar como uma ponte que induz a aglutinação dos eritrócitos ligados com imunoglobulinas humanas ou complemento. + + Anticorpo Anti-grupo sanguíneo Eritrócitos Eritrócitos sensibilizados Anti-anticorpo Aglutinação visível THE I, Pág. 37

38 PROVA DE COOMBS INDIRECTA: A prova de Coombs indirecta é usada para detectar a reacção in vitro de anticorpos e eritrócitos após uma fase apropriada de incubação. EXECUÇÃO: Preparação de uma suspensão a 5% (v/v) de glóbulos vermelhos ORh+: - lavar 3 vezes com soro fisiológico glóbulos do grupo O Rh+. Entre cada lavagem centrifugar a r.p.m. durante 5 a 10 minutos. - preparar uma solução a 5% (v/v) (2 gotas em 2 ml de suspensão) - marcar 3 tubos: 1, 2 e A (controlo negativo, controlo positivo e amostra) - em cada tubo colocar: 1 4 gotas de suspensão de GV 2 2 gotas da suspensão de GV + 2 gotas de soro anti-d A 2 gotas da suspensão de GV + 2 gotas de soro teste - agitar suavemente, a fim de obter uma boa mistura - incubar 30 minutos a 37ºC - centrifugar a 1000 r.p.m. durante 2 minutos - lavar os glóbulos 3 vezes com soro fisiológico, centrifugar e decantar após cada lavagem - deitar em cada tubo 2 gotas de soro de coombs - misturar bem e centrifugar a 1000 r.p.m. durante 1 minuto - observar se existe aglutinação - agitar levemente o tubo e examinar macroscopicamente se há aglutinação. Os negativos podem ser confirmados microscopicamente. INTERPRETAÇÃO: Tubo 1: ausência de aglutinação Tubo 2: aglutinação Tubo A: aglutinação presença de Ac no soro teste ausência de aglutinação ausência de Ac no soro teste THE I, Pág. 38

39 PROVA DE COOMBS DIRECTA: A prova de Coombs directa é usada para detectar anticorpos ligados in vivo a eritrócitos. EXECUÇÃO: Preparação dos glóbulos a testar: - lavar os eritrócitos a ser testados 4 vezes com grandes volumes de soro fisiológico. Decante a seguir à última lavagem - ressuspender os glóbulos em soro fisiológico de forma a obter uma suspensão a 5% (v/v) (2 gotas em 2 ml de suspensão) - simultaneamente preparar uma suspensão a 5% de GV O Rh+ (já foi preparada aquando da Prova de Coombs indirecta) - marcar 3 tubos: 1, 2 e A (controlo negativo, controlo positivo e amostra) - deitar no tubo: 1 e 2 colocar 1 gota da suspensão de GV O Rh + A colocar 1 gota da suspensão de GV teste - deitar no tubo: 1 2 gotas de soro fisiológico 2 2 gotas de soro anti-d A - 2 gotas de soro anti-globulina humana - misturar bem - centrifugar a 1000 r.p.m. durante 1 minuto - agitar levemente o tubo e examinar macroscopicamente se há aglutinação. Os negativos podem ser confirmados microscopicamente. INTERPRETAÇÃO: Tubo 1: ausência de aglutinação Tubo 2: aglutinação Tubo A: aglutinação presença de GV sensibilizados ausência de aglutinação ausência de GV sensibilizados 5. Relatório (A) Determinação do grupo sanguíneo e do factor Rh Identificar a amostra. Descrever o que aconteceu após a adição de cada soro à amostra de sangue. Apresentar os resultados (grupo sanguíneo e factor Rh). THE I, Pág. 39

40 (B) Prova de Coombs directa e indirecta Descrever resumidamente os procedimentos. Apresentar e discutir os resultados descrevendo o que é que aconteceu, ou não, durante e no final do trabalho, com a amostra e controlos. THE I, Pág. 40

41 Apêndices Fichas para registo de resultados, observações e cálculos THE I, Pág. 41

42 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP1: CONTAGEM MANUAL DE ERITRÓCITOS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR 1. Volume de sangue aspirado para a pipeta de Thoma: 2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma: 3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue: 4. Na câmara de Neubauer, local de contagem dos eritrócitos: 5. Número total de eritrócitos contados: THE I, Pág. 42

43 6. Volume total de contagem dos eritrócitos (na câmara de Neubauer): 7. Valor final encontrado (Nº eritrócitos/l): 8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor do autoanalisador e ao intervalo de referência: THE I, Pág. 43

44 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP2: CONTAGEM MANUAL DE LEUCÓCITOS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR 1. Volume de sangue aspirado com a pipeta de Thoma: 2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma: 3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue: 4. Na câmara de Neubauer, local de contagem dos leucócitos: 5. Número total de leucócitos contados: THE I, Pág. 44

45 6. Volume total de contagem dos leucócitos: 7. Valor final encontrado (Nº leucócitos/l): 8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor do autoanalisador e ao intervalo de referência: THE I, Pág. 45

46 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP3: CONTAGEM MANUAL DE PLAQUETAS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR 1. Volume de sangue aspirado com a pipeta de Thoma: 2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma: 3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue: 4. Na câmara de Neubauer, local de contagem das plaquetas: 5. Número total de plaquetas contados: THE I, Pág. 46

47 6. Volume total de contagem dos plaquetas: 7. Valor final encontrado (Nº plaquetas/l): 8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor do autoanalisador e ao intervalo de referência: THE I, Pág. 47

48 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP4A: DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO: MICROTÉCNICA 1. Amostra de sangue utilizada: 2. Valor de hematócrito encontrado: 3. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado (intervalo de referência) e em relação ao valor do autoanalisador: THE I, Pág. 48

49 TP4B: DOSEAMENTO DA HEMOGLOBINA 1. Qual a função do reagente de Drabkin`s?: 2. Valor de absorvância encontrado para a amostra: 3. Qual a equação da recta de calibração e o coeficiente de correlação (alternativamente traçam a recta de calibração em papel milimétrico): 4. Valor de hemoglobina total da amostra: 5. Comparação entre o valor obtido para a amostra e o valor de hemoglobina esperado (intervalo de referência) e o dado pelo autoanalisador: THE I, Pág. 49

50 TP4C: DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICAS OU ÍNDICES GLOBULARES 1. Valor do volume globular médio: 2. Valor da hemoglobina globular médio: 3. Valor da concentração da hemoglobina globular médio: 4. O que pode concluir dos valores encontrados: THE I, Pág. 50

51 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP5A: DETERMINAÇÃO DA VELOCIDADE DE SEDIMENTAÇÃO 1. Leitura após a primeira hora: 2. Leitura após a segunda hora: 3. Valor do índice de Kats: 4. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado: THE I, Pág. 51

52 TP5B: EXECUÇÃO DE UM ESFREGAÇO SANGUÍNEO E A SUA COLORAÇÃO (WRIGHT): ESTUDO MORFOLÓGICO DOS ERITRÓCITOS, LEUCÓCITOS E PLAQUETAS 1. Células identificadas: 2. Qual a objectiva utilizada na observação das células: 3. Quais são as células que predominam na periferia do esfregaço: 4. Quais são as células que predominam no centro do esfregaço: 5. Quantos lóbulos tem, em média, o núcleo dos neutrófilos: 6. Quantos lóbulos tem o núcleo dos eosinófilos: 7. Característica do núcleo do monócito: 8. Relação volume do núcleo/volume do citoplasma do linfócito (grande ou pequena?): THE I, Pág. 52

53 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde Nomes: LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP6: DETERMINAÇÃO MANUAL DA FÓRMULA LEUCOCITÁRIA A PARTIR DE UM ESFREGAÇO DE SANGUE E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR Preencher os quadros seguintes: Valores em percentagem Neutrófilos Linfócitos Eosinófilos Monócitos Basófilos Manual Automático MXD= MXD= Valores absolutos Neutrófilos Linfócitos Eosinófilos Monócitos Basófilos Manual Automático MXD= MXD= THE I, Pág. 53

54 2. Conclusões acerca dos resultados encontrados: THE I, Pág. 54

55 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP7: COLORAÇÃO DE UM ESFREGAÇO PARA CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 1. Corante utilizado para a coloração dos reticulócitos: 2. O que é que este corante vai corar: 3. O que é um reticulócito: 4. Valor relativo (%) encontrado para os reticulócitos: THE I, Pág. 55

56 5. Determinação da % corrigida dos reticulócitos (factor de correccção=ht/0,45): 6. Valor absoluto encontrado para os reticulócitos: 7. Determinação do índice de produção reticulocitária (IPR=% ret. corrigida/tempo médio de maturação, do reticulócito, no sangue periférico): 8. Conclusões THE I, Pág. 56

57 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP8: ELECTROFORESE DE HEMOGLOBINAS 1. Valor encontrado para a hemoglobina A: 2. Valor encontrado para a hemoglobina A 2 : 3. Valor encontrado para a hemoglobina F: 4. Valor da voltagem aplicada na migração e qual o tempo de migração: 5. Valor do ph do tampão utilizado e qual a carga das proteínas da amostra colocada nesse tampão: THE I, Pág. 57

58 6. As proteínas migram, durante a electroforese, do pólo positivo para o negativo ou do pólo negativo para o positivo. Porquê?. 7. Qual das hemoglobinas migra mais rapidamente e mais lentamente no gel: 8. Conclusões: THE I, Pág. 58

59 Universidade Fernando Pessoa Faculdade de Ciência da Saúde LICENCIATURA EM ANÁLISES CLÍNICAS E SAÚDE PÚBLICA Nomes: THE I PRÁTICA 2005/2006 Números: Data: / / Grupo nº: TP9A: DETERMINAÇÃO DO GRUPO SANGUÍNEO E DO FACTOR RH 1. Identificação da amostra utilizada (tipo de amostra e nome da pessoa): 2. Resultados: Lâmina Soro anti-a Soro anti-b Soro anti-rh Resultado 3. Qual o grupo sanguíneo (ABO)?: 4. Qual o factor Rh?: TP9B: PROVA DE COOMBS DIRECTA E INDIRECTA 1. Objectivo da prova de Coombs directa e exemplo de aplicação: THE I, Pág. 59

60 2. Objectivo da prova de Coombs indirecta e exemplo de aplicação: 3. Resultados da prova de Coombs directa (amostra e controlos) e conclusões: Tubo 1 2 A Resultado 4. Resultados da prova de Coombs indirecta (amostra e controlos) e conclusões: Tubo 1 2 A Resultado THE I, Pág. 60