UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL. Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS

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1 UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS: COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL E HEMOCOMPONENTES Sarah Barboza Martins Orientador: Juan Carlos Duque Moreno Goiânia 2011

2 II SARAH BARBOZA MARTINS MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS: COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL E HEMOCOMPONENTES Seminário apresentado junto à Disciplina Seminários Aplicados do Programa de Pós- Graduação em Ciência Animal da Escola de Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Goiás. Nível: Mestrado Área de Concentração: Patologia,Clinica e Cirurgia Linha de Pesquisa: Técnicas cirúrgicas e anestésicas, patologia clínica cirúrgica e cirurgia experimental Orientador: Prof. Dr. Juan Carlos Duque Moreno UFG Comitê de Orientação: Profª Drª Denise Tabacchi Fantoni USP Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno UFG Goiânia 2011

3 III SUMÁRIO LISTA DE FIGURAS... IV LISTA DE TABELAS... V LISTA DE ANEXOS... VI LISTA DE ABREVIATURAS... VII 1. Introdução Revisão de Literatura Triagem de doadores Cães Gatos Coleta de sangue Sala de colheita Equipamentos e Materiais para colheita Procedimentos de colheita Cães Gatos Fracionamento do sangue total Sangue total (ST) Concentrado de Hemácias Derivados do Plasma Plasma Fresco Congelado (PFC) Plasma Congelado (PC) Crioprecipitado e Criosobrenadante Concentrado de plaquetas Considerações finais REFERÊNCIAS ANEXOS... 40

4 IV LISTA DE FIGURAS Figura 1 - Diferentes tipos de sistema aberto para colheita de sangue total de gatos ( a BARFIELD & ADAMANTOS, 2010; b LUCAS et al., 2004) Figura 2 Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de sangue total Figura 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008) Figura 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a ser transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito (HT) desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al., 2004) Figura 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004) Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma, com a respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a porção de plasma Figura 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004) Figura 8 Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de hemácias após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40 (A) e 60 (B) dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato dissódico após 40 (C) e 60 (D) dias, com predomínio de esferoequinócitos em B e D (COSTA JÚNIOR, 2010)... 23

5 V LISTA DE TABELAS Tabela 1 - Exames de triagem recomendados para seleção de cães doadores de sangue (IF Imunofluorescência, PCR Reação em cadeia da polimerase, ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay, SAT Soroaglutinação rápida em lâmina, TAT Soroaglutinação em tubo). 5 Tabela 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos doadores de sangue (IF Imunofluorescência, PCR Reação em cadeia da polimerase, ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay ) Tabela 3 - Materiais necessários para coleta de unidade de sangue total de cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item

6 VI LISTA DE ANEXOS Anexo A - Formulário de avaliação de doador de sangue canino

7 VII LISTA DE ABREVIATURAS 2,3-DPG ACD ATP CH CO 2 CP CP 2 D CPD CPDA-1 DEA DMSO ELISA FeLV FIV Ht IF LA PC PCR PFC PIF PRP Rpm SAG-M SAT ST TAT VPM vwf Ácido 2,3 Difosfoglicerator Ácido citrato dextrose Adenosina trifosfato Concentrado de hemácias Dióxido de carbono Concentrado de plaquetas Citrato fosfato-2 dextrose Citrato fosfato dextrose citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1 Dog erythrocyte antigen (Antígeno Eritrocitário Canino) Dimetilsulfóxido Enzyme linked immunoabsorbent assay Vírus da leucemia felina Vírus da imunodeficiência felina Hematócrito Imunofluorescência Lesões de Armazenamento Plasma congelado Reação em cadeia da polimerase Plasma fresco congelado Peritonite infecciosa felina Plasma rico em plaquetas Rotações por minuto Solução aditiva de soro fisiológico, adenina, glicose e manitol Soroaglutinação rápida em lâmina Sangue total Soroaglutinação em tubo Volume plaquetário médio Fator de Von Willebrand

8 1. INTRODUÇÃO O sangue vem sendo relacionado à vida há séculos, porém seu uso terapêutico foi muito recriminado no início da história em citações bíblicas. Seguindo a evolução da medicina, sua utilização se tornou uma prática amplamente difundida (GREENWALT, 1997). A terapia transfusional é uma prática utilizada em medicina veterinária e que está em expansão com a implantação de programas de doação de sangue e implementação de bancos de sangue veterinários (LUCAS et al., 2004). A terapia transfusional é a base do tratamento de suporte de cães e gatos com anemia, sendo muitas vezes o único tratamento. Em gatos as transfusões ainda não são comumente utilizadas, pois raramente o sangue total ou seus derivados estão disponíveis (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011) Nos últimos anos o entendimento sobre a medicina transfusional tem-se aprimorado significativamente, bem como o uso de produtos sanguíneos na prática veterinária diária. Porém, ainda são frequentes as falhas na prática da hemoterapia, em boa parte, devido à disponibilidade restrita de hemocomponentes apropriados (LUCAS et al., 2004). Estudos acerca da segurança transfusional em pequenos animais têm mostrado bons resultados, mesmo em animais recebendo múltiplas transfusões sanguíneas (ROUX et al., 2008). As transfusões são normalmente realizadas em animais apresentando anemia grave, devido à perda de sangue com risco à vida, hemólise ou insuficiência de medula óssea. Por isso, a hemoterapia tornou-se um componente importante do cuidado médico, cirúrgico e na terapia intensiva (WEINGART et al, 2004). É importante ressaltar que, no homem, em casos de anemia moderada o uso de transfusões perioperatórias ainda é controverso, devendo-se considerar o risco inerente à terapia transfusional (CARSON et al., 1998). A qualidade do produto sanguíneo disponível para transfusão depende tanto da seleção adequada do doador quando da qualidade da colheita, processamento e armazenamento do sangue e seus componentes. Daí vem a importância de difundir o conhecimento sobre as etapas de processamento e sobre a correta utilização dos componentes sanguíneos, a

9 2 fim de que mais programas de doação de sangue e bancos de sangue veterinários sejam disponibilizados. Os protocolos para seleção de doadores, para obtenção de sangue e seus componentes e para seu armazenamento são ainda negligenciados na rotina veterinária, o que compromete a qualidade do produto sanguíneo utilizado e aumenta os riscos para o receptor e as chances de insucesso no tratamento. O presente documento teve por objetivo fazer uma breve revisão de literatura a fim expor os cuidados que devem ser tomados em cada etapa da obtenção e processamento do sangue total e seus derivados, em cães e gatos.

10 3 2. REVISÃO DE LITERATURA A estocagem de sangue é uma área emergente na medicina veterinária e o desenvolvimento de clínicas de emergência e da terapia intensiva aumentou a demanda por concentrado de hemácias e por produtos derivados do plasma (IAZBIK et al., 2007), isso porque o principal objetivo da ressucitação em pacientes críticos é a otimização da perfusão e da oxigenação tecidual (PRITTIE, 2010). Apesar do sangue ser usado terapeuticamente há mais de 100 anos, a maior parte do desenvolvimento clinicamente relevante foi feita nas duas últimas décadas (CASTELLANOS et al., 2004). 2.1 Triagem de doadores Um programa de doadores de sangue começa com a seleção dos cães e gatos que se encaixem num perfil já estabelecido (LUCAS, et al., 2004). O histórico completo do doador deve ser obtido antes de cada doação, como viagens a áreas endêmicas para vetores de doenças transmissíveis, ou se os animais foram expostos a fatores de risco que possam requerer exames adicionais. Exame físico completo e detalhado, incluindo temperatura retal e presença de ectoparasitas, deve preceder cada doação, mesmo que os animais façam parte de um programa de doação de sangue. Formulários padronizados (Anexo 1) devem estar disponíveis para os proprietários dos doadores, a fim de esclarecer se os animais apresentaram qualquer tipo de doença ou viagem dentro das 48h antes da doação. Exames laboratoriais previamente à doação, incluindo hemograma completo, bioquímicas plasmáticas de função renal e hepática, urinálise e exame de fezes são indicados para triagem. A determinação do hematócrito é indispensável para garantir produtos sanguíneos com adequada concentração de hemácias para transfusão e para prevenir a ocorrência de anemia secundária à doação nos cães e gatos doadores (WARDROP et al., 2005). A transfusão sanguínea, apesar de muitas vezes ser o único tratamento de algumas doenças, não pode ser considerada totalmente segura. A fim de minimizar o risco de transmissão de doenças via transfusão

11 4 sanguínea, os doadores devem ser testados para determinadas doenças, variando segundo a espécie, localização geográfica dos animais e predisposição racial (REINE, 2004; WARDROP et al., 2005). Outro fator importante a ser considerado, principalmente em gatos, é a determinação do tipo sanguíneo do doador (TOCCI & EWING, 2009) Cães É recomendado que os cães tenham pelo menos 25kg, idade entre um e sete anos, sejam dóceis, permitindo contenção, e não tenham histórico de sopro cardíaco ou convulsões. Não devem estar recebendo medicação e devem estar sob controle constante de ectoparasitas (LUCAS et al., 2004). Os exames para doenças infecciosas recomendados para cães doadores são Babesiose, Leishmaniose, Ehrliquiose, Brucelose, Anaplasmose, Ricketsiose, Tripanossomíase e Bartonelose (Tabela 1). A frequência com que os exames devem ser feitos depende de se os doadores estão em áreas endêmicas ou se foram expostos a fatores de risco. Deve-se lembrar que mais importante do que os testes aos quais os doadores são submetidos, é a prevenção de doenças e manejo adequado das unidades para evitar a contaminação após a colheita (WARDROP et al., 2005). Poucos estudos têm sido feitos sobre os efeitos da doação de sangue em cães e a segurança do procedimento. O volume total de sangue dos cães é em média de 90 ml/kg (KUNUGIYAMA et al., 1989) e é relatado que eles podem doar até 20% do seu volume de sangue total sem que ocorra anemia clinicamente significativa, embora a retirada desse volume possa induzir hipovolemia leve e transitória (HELM & KNOTTENBELT, 2010). Um estudo feito em cães da raça Greyhound (COUTO & IAZBIK, 2005) mostrou que a pressão arterial sistólica diminui significativamente após a doação de uma unidade de sangue total, o que significa uma perda de 17 a 22% do total de sangue dos animais. A pressão arterial sistólica levou em média 90 minutos para que o valor voltasse ao basal. Nesse mesmo estudo, na correlação da diminuição da pressão arterial após doação de sangue com o peso dos doadores, os cães com menos de 33kg foram mais propensos a

12 5 desenvolver hipotensão, apesar de não apresentarem sinais clínicos de hipovolemia. É importante ressaltar que cães da raça Greyhound têm pressão arterial e índice cardíaco significativamente maiores do que cães mestiços (COX et al., 1976). Sendo assim, os cães mestiços podem ser mais sensíveis à doação de sangue, principalmente quando não apresentarem o peso mínimo aceitável de 25 kg. Os cães podem levar até um mês para recuperar a contagem normal de hemácias, contudo é recomendado que a frequência de doação não ultrapasse quatro ou cinco vezes ao ano (HELM & KNOTTENBELT, 2010). TABELA 1 Exames de triagem recomendados para seleção de cães doadores de sangue (IF Imunofluorescência, PCR Reação em cadeia da polimerase, ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay, SAT Soroaglutinação rápida em lâmina, TAT Soroaglutinação em tubo). Doença Agentes Triagem Teste Babesiose Babesia canis, B. gibsoni Recomendada IF, PCR Leishmaniose Leishmania donovani Recomendada IF, PCR Erliquiose Ehrlichia canis, Recomendada IF, ELISA, E. ewingii, E. chaffeensis PCR Brucelose Brucella canis Condicional* PCR Anaplasmose Anaplasma phagocytophilum, Recomendada SAT, TAT A. platys Ricketsiose Neorickettsia risticii, N. helmintheca Condicional* IF, PCR Tripanossomíase Trypanossoma cruzi Condicional* IF Bartonelose Bartonella vinsonii Condicional* IF Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005 * Dependendo da incidência geográfica

13 6 Atualmente, existem cinco grupos sanguíneos de cães reconhecidos internacionalmente como tendo significância clínica e classificados como dog erythrocyte antigen DEA (Antígeno Eritrocitário Canino). São eles DEA 1 (com três subgrupos DEA 1.1, 1.2 e 1.3), 3, 4, 5 e 7, sendo o DEA 1.1 e o 1.2 os mais importantes na medicina transfusional. O DEA 1.1 é o mais antigênico e apresenta alta prevalência entre os cães. Interações entre sangue positivo para DEA 1.1 ou 1.2 em cães receptores negativos para esses antígenos podem gerar reações hemolíticas agudas graves nos animais. O DEA 4 é considerado o doador universal por ser o antígeno de maior prevalência nos cães e a interação antígeno-anticorpo não produzir efeito na sobrevida das hemácias in vivo (HALE, 1995; NOVAIS et al., 2004). Um novo aloanticorpo contra um novo antígeno eritrocitário, diferente dos previamente descritos, foi detectado em Dálmatas. Este antígeno, denominado Dal, parece estar presente na maioria dos cães dessa raça e pode causar reações hemolíticas tardias. Contudo, sua importância clínica ainda não foi bem esclarecida (BLAIS et al., 2007). Outros grupos, como DEA 6 e 8 foram identificados, porém por não haver anticorpos monoclonais para sua detecção, não são estudados e são considerados de baixa importância clínica (NOVAIS et al., 2004) Gatos Os doadores felinos devem pesar no mínimo 5 Kg (IAZBIK et al., 2007), ter entre um e sete anos de idade, serem dóceis e não apresentarem histórico de sopro cardíaco ou convulsões. Devido à preocupação com doenças infecciosas os doadores devem viver preferencialmente sem acesso à rua. É preconizado que os animais tenham temperamento dócil, mas independentemente do temperamento, a maioria dos gatos irá exigir algum tipo de sedação ou contenção química para a colheita do sangue (LUCAS et al., 2004). Os exames de triagem para doenças infecciosas em gatos incluem Leucemia Felina, Imunodeficiência Felina, Hemoplasmose, Bartonelose, Cytauxzoonose, Ehrliquiose, Anaplasmose e Ricketsiose (Tabela 2). A Peritonite Infecciosa Felina (PIF) é uma síndrome clínica ocasionada por um coronavírus que, apesar de haver a chance de estar presente no sangue de

14 7 gatos, sua detecção não significa que o animal irá desenvolver a doença clínica. Além disso, e até o momento ainda não foi relata a transmissão do coronavírus via transfusão sanguínea. Por isso não está inclusa nos exames de triagem recomendados (REINE, 2004) TABELA 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos doadores de sangue (IF Imunifluorescência, PCR Reação em cadeia da polimerase, ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay ). Doença Agentes Triagem Testes Leucemia Felina FeLV Recomendada ELISA Imunodeficiência Felina FIV Recomendada ELISA Hemoplasmose Mycoplasma haemofeliz, Microscopia, Recomendada M. hemominutum PCR Bartonelose Bartonella henselae, Recomendada/ IF, PCR, B. clarridgear, B. kholerae Condicional* Cultura Cytauxzoonose Cytauxzoon felis Condicional* Microscopia Erliquiose E. canis Condicional* PCR Anaplasmose A. Phagocytophilum Condicional* IF, PCR Ricketsiose N. risticii Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005 * Dependendo da incidência geográfica Apesar de toda a triagem feita antes da doação de sangue, a colheita não é isenta de riscos potencialmente graves para o felino doador, como já mostrado por WEINGART et al. (2004), que relataram a morte, provavelmente relacionada a uma cardiomiopatia oculta, verificada à necropsia, de um gato doador dois dias após a colheita do sangue. MOTT (1968) mostrou em seu estudo que gatos adultos têm em média volume total de sangue de 60mL/kg. Já no estudo de IAZBIK et al. (2007) observou-se que gatos que doaram entre 16 e 20% do seu volume de sangue total não apresentaram hipotensão ou complicações relevantes durante

15 8 a doação de sangue, por isso o peso mínimo dos doadores deve ser aproximadamente 5kg, que significa que poderiam doar até 60mL. De forma semelhante aos grupos sanguíneos humanos, os grupos sanguíneos dos gatos são denominados A, B e AB, contudo sem fator Rh. A prevalência dos grupos sanguíneos apresenta grande variação segundo a localização geográfica e a raça, sendo por isso a tipagem de grande importância clínica na prevenção da isoeritrólise neonatal e das reações hemolíticas agudas pós-transfusionais (GIGER & BÜCHELER, 1991; KNOTTENBELT et al., 1999; ARIKAN et al., 2003). A alta incidência de reações hemolíticas graves na primeira transfusão ocorre pois os gatos, diferentemente dos cães, apresentam aloanticorpos naturais a antígenos eritrocitários (KNOTTENBELT et al., 1999). 2.2 Colheita do sangue O sangue total é colhido em sistemas preferencialmente fechados, estéreis, que permitem sua separação, por centrifugação, em componentes sanguíneos sem que haja contato com o ar ambiente. O sangue total colhido em sistema aberto (Figura 1) não pode ser utilizado para processamento e armazenamento, devendo ser utilizado em até 24 hotas após a colheita (ABRAMS OGG & SCHNEIDER, 2010).

16 9 a b FIGURA 1 - Diferentes tipos de sistema para colheita de sangue total de gatos ( a BARFIELD & ADAMANTOS, 2010; b LUCAS et al., 2004) Sala de colheita A escolha do local onde será feita a colheita é fundamental, visto que a qualidade do produto final depende, entre outros fatores, da qualidade da técnica empregada (AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002). A sala de colheita deve ser um lugar exclusivo para esse fim, que seja calmo, silencioso e livre da passagem de outras pessoas. O piso não deve ser liso, principalmente no caso de colheita de sangue de cães. A mesa deve ser firme, sem desníveis e de tamanho adequado tanto para posicionar os animais em decúbito lateral quanto em decúbito esternal. É importante também que seja controlado o acesso de pessoas à sala a fim de se evitar interrupções durante o procedimento (LUCAS et al., 2004).

17 Equipamentos e materiais para colheita Todos os materiais necessários para colheita (Tabela 3) devem ser separados previamente para facilitar o processo e evitar interrupções. Os materiais necessários variam de acordo com o produto a ser processado e com a espécie do doador (LUCAS et al., 2004). O sangue é colhido em bolsas de sangue convencionais contendo soluções anticoagulantes e preservativas, acopladas a uma agulha para punção. As bolsas de colheita convencionais estão disponíveis em diversos tamanhos, com capacidade total de 150 a 500ml, sendo a proporção sangue:solução preservativa de 10:1 e 7:1, aproximadamente em cães e gatos, respectivamente (ABRAMS OGG & SCHNEIDER, 2010). Os principais anticoagulantes utilizados são ácido citrato dextrose (ACD), citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1 (CPDA-1), citrato fosfato dextrose (CPD) e citrato fosfato-2 dextrose (CP 2 D), podendo estes conter aditivos que prolongam a meia-vida das hemácias estocadas (ABRAMS OGG & SCHNEIDER, 2010). O sangue colhido em solução CPDA-1 tem validade de 35 dias, já o colhido em solução ACD, CPD e CP 2 D têm validade de 21 dias. Quando, após a centrifugação e fracionamento, o concentrado de hemácias é acrescido de solução aditiva como SAG-M (CPD/SAG-M), composta por soro fisiológico, adenina, glicose e manitol, a validade passa a 42 dias. Em todos os tipos de solução, a temperatura de armazenamento deve ser 4±2 C (BRASIL, 2008).

18 11 TABELA 3 Materiais necessários para colheita de unidade de sangue total de cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item. Item Bolsa CPDA-1 a Sistema de coleta de sangue de gatos b Fonte: Adaptado de LUCAS et al., Descrição Sistema fechado de bolsa de colheita de sangue, com uma bolsa principal (500ml) e uma ou mais bolsas satélites Estão disponíveis para compra sistemas abertos para coleta (FIGURA 1) Solução para antissepsia Soluções iodadas associadas a álcool 70% Clip de alumínio Balança digital (1000g) Atadura Pinças hemostáticas plásticas Tesoura comum Lixo comum e hospitalar Aparelho de anestesia inalatória b Dispositivo de contenção para gatos b Solução anticoagulante b Anéis de alumínio utilizados para selar assepticamente as bolsas de sangue Alimentada a bateria e utilizada para pesar a bolsa e estimar o momento em que está cheia Tipo Vetrap para prevenir formação de hematomas Para fechar a bolsa antes e depois da colheita, evitando que entre ar no sistema. Em bolsas de sangue não devem ser utilizadas pinças hemostáticas de metal Para cortar as bandagens Conforme o padrão de coleta de lixo de cada estabelecimento Isoflurano ou Sevoflurano, circuito sem reinalação de gases, para colheita de unidade de sangue total de gatos Recomenda-se o uso de bolsas de contenção para gatos Adicionada ao sistema de coleta de felinos, quando não possui, principalmente no caso de colheita de sangue total em sistema aberto a Uso exclusivo para coleta de sangue total de cães ou b gatos. As frações do sangue são obtidas a partir da centrifugação do sangue total, que deve ser mantido sob temperatura controlada e constante, a fim de se preservar a qualidade e minimizar as Lesões de Armazenamento (LA). Para isso, é necessário que as bolsas tenham ao menos uma bolsa satélite e que sejam centrifugadas em centrífuga refrigerada. Antes de proceder à centrifugação, o sangue presente no oquipo deve ser homogeneizado com o auxilio de um alicate de ordenha próprio (Figura 2), de forma que o sangue total

19 12 contido na bolsa e no equipo tenham a composição mais semelhante possível, visto que as alíquotas de sangue do equipo é que serão utilizadas para os testes transfusionais e para controle de qualidade (LUCAS et al., 2004; ABRAMS OGG & SCHNEIDER, 2010). FIGURA 2 Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de ST. Para separar a papa de hemácias do plasma é utilizado um extrator de plasma e pinças hemostáticas plásticas são utilizadas para selar os equipos de transferência, evitando o contato do sangue com o ar, até que as bolsas sejam seladas definitivamente. Estão disponíveis no mercado seladoras de bancada e seladoras portáteis específicas para banco de sangue. Antes do início do fracionamento e após cada fracionamento, as bolsas e as respectivas bolsas satélites devem ser pesadas para se estimar o volume final de cada componente fracionado. Para promover adequado armazenamento, há equipamentos específicos para cada componente, sendo o concentrado de hemácias armazenado sob refrigeração (4 C), o plasma é congelado (-18 C) e o plasma rico em plaquetas e concentrado de mantidos em temperatura ambiente (20±2 C) e constante agitamento em homogeneizadores de plaquetas (LUCAS et al., 2004; ABRAMS OGG & SCHNEIDER, 2010) Procedimentos de colheita

20 13 Para que o procedimento de colheita ocorra de forma ideal são necessárias três pessoas. A primeira é para manter o doador em decúbito lateral ou sentado, a segunda para promover a flebotomia e manter a agulha adequadamente posicionada e uma terceira para homogeneizar, constante e delicadamente, a bolsa de sangue para que todo o sangue colhido entre em contato o mais breve possível com o anticoagulante e minimize o risco de formação de microtrombos. A bolsa deve ser pesada continuamente até que atinja g (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). Estão disponíveis no mercado homogeneizadores digitais, com pesagem e homogeneização automáticas, que controlam o fluxo sanguíneo de doação e também avisam por sinal sonoro quando o volume, ou peso, desejado é atingido. É provável que a utilização dessa tecnologia possa substituir a terceira pessoa necessária para o procedimento de colheita. A tricotomia e a antissepsia do local de punção são essenciais para minimizar o risco de contaminação das unidades de sangue total. Estudos feitos com sangue humano têm mostrado que bactérias gram-positivas, provenientes da microflora da pele, são as mais encontradas em unidades contaminadas, e que a combinação antisséptica que diminuiu a colonização bacteriana na pele dos doadores de sangue de forma mais eficaz foi a associação de um agente iodado ao álcool etílico 70% (FONSECA et al., 2009). a) Procedimento de colheita em cães É preconizado que cães doadores de sangue não sejam sedados, mas havendo a necessidade pode ser utilizado tartarato de butorfanol (0,1-0,3mg/kg) associado ou não a acepromazina (0,01-0,03mg/kg). Quando esta associação for utilizada, devido ao efeito hipotensor da acepromazina, a fluidoterapia deve ser instituída para minimizar os riscos ao doador (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O local de punção deve ser tricotomizado e procedida antissepsia três vezes. O local de preferência de colheita é a veia jugular, na qual o fluxo de sangue é maior e há menor risco de formação de coágulos durante o procedimento, todavia em cães de maior porte a colheita pode ser feita por

21 14 punção da veia cefálica (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A bolsa de colheita deve ser posicionada na balança digital e realizada a tara. Antes da abertura da linha de colheita, o equipo deve ser fechado, de sete a dez centímetros após a agulha, com pinça hemostática plástica de forma que o sistema não abra e a parte interna do circuito não entre em contato com o ar ambiente (LUCAS et al., 2004). A flebotomia deve ser feita com o bisel voltado para cima, e só então a pinça hemostática pode ser removida do circuito. A colheita deve continuar até que a bolsa atinja entre 405 e 480g de peso, sendo que a homogeneização do sangue deve ser feita a cada 50 a 75 ml colhidos. Após o término da colheita o equipo deve ser novamente fechado antes que a agulha seja retirada da veia jugular. Deve-se então comprimir o local de punção e imediatamente envolver o pescoço do animal com atadura de compressão leve, do tipo Vetrap, por 30 minutos, a fim de minimizar o risco de formação de hematoma no local de punção (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). O tempo ideal de colheita é entre três e dez minutos. (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O circuito de colheita deve ser então fechado definitivamente com seladora própria para banco de sangue. O equipo de colheita possui um número de identificação, que também está presente na bolsa, e é importante que ao menos um número seja mantido no equipo para manter a correlação com a bolsa. A identificação da bolsa deve conter os dados do doador, data e hora da colheita e a quantidade de sangue total colhido (peso em gramas) (LUCAS et al., 2004). Após o término da colheita todos os dados da colheita devem ser devidamente registrados, incluindo os dados do exame físico antes da colheita, valores de hematócrito e proteínas totais, bem como quaisquer problemas ocorridos durante o procedimento (LUCAS et al., 2004). b) Procedimento de colheita em gatos Diferentemente dos cães, os gatos devem ser sedados para doar sangue, visto que qualquer movimento durante a colheita pode inutilizar o produto final (LUCAS et al., 2004), assim sedação com associação de cetamina

22 15 e midazolam, ou outro protocolo que não cause hipotensão, pode ser utilizado para contenção (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A dose necessária de sedativos, bem como a escolha do protocolo varia entre os estudos, com relatos sobre a colheita com a associação de cetamina, na dose 5-6mg/Kg, associada ao midazolam, na dose 0,1mg/Kg (WEIGART et al., 2004) ou anestesia geral com indução e manutenção anestésica com sevofluorano (TROYER et al., 2005). Em gatos o local de punção para colheita de sangue deve ser a veia jugular porque nas veias periféricas o fluxo sanguíneo é muito baixo. Assim como nos cães, a região de flebotomia deve ser tricotomizada e feita antissepsia. A colocação de acolchoamento sob o pescoço dos gatos pode melhorar a exposição e visualização da veia jugular (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O sangue total de gatos não pode ser colhido em bolsas de coleta de sangue convencionais, pois o volume de sangue colhido é menor, bem como o fluxo de sangue durante a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O Penn Animal Blood Bank, banco de sangue da Universidade da Pensilvânia, desenvolveu um sistema fechado de coleta de sangue para gatos, que permite o fracionamento do sangue em papa de hemácias e plasma fresco congelado, bem como seu armazenamento (GIGER, 2009). Sistemas fechados de colheita de sangue para felinos não estão comercialmente disponíveis no Brasil, sendo assim a colheita é feita em um sistema aberto, e por isso o armazenamento não deve ultrapassar 24h devido ao risco de contaminação bacteriana (LUCAS et al., 2004; GIGER, 2009; HELM & KNOTTENBELT, 2010). O método convencional de colheita de sangue de gatos é constituído por um escalpe 19G conectado a uma seringa de 60mL e a uma bolsa de sangue pediátrica através de uma torneira de três vias. A seringa deve conter sete mililitros de anticoagulante, preferencialmente CPDA-1, para manter a proporção anticoagulante:sangue entre 1:7 e 1:9. Durante a colheita a seringa deve ser homogeneizada constantemente evitando assim a formação de microtrombos. Ao término da colheita a torneira de três vias deve ser fechada para o escalpe antes de retirá-lo do local de punção e, após homogeneização, a torneira de três vias é aberta para a bolsa e o sangue transferido (HELM &

23 16 KNOTTENBELT, 2010). Após a retirada do escalpe do local de punção, deve ser feita compressão no local, seguida por bandagem com atadura do tipo Vetrap (LUCAS et al., 2004). Diferentemente dos cães, os gatos são mais sensíveis à doação de sangue. Após a doação é preconizada a reposição volêmica, contudo há variação quanto a solução, a dose e a via de administração utilizada. HELM & KNOTTENBELT (2010) recomendam a administração de 90mL de solução fisiológica pela via subcutânea imediatamente antes do início da doação de sangue, e mais 60-90mL durante 15 a 20 minutos pela via intravenosa, começando quando aproximadamente metade do volume total de sangue já foi doado. WEINGART et al., (2004) utilizaram Ringer Lactato para reposição volêmica na dose de 20mL/Kg, aproximadamente, pela via subcutânea ou intravenosa quando os animais apresentavam sinais clínicos de hipovolemia. Após o término da colheita, a identificação tanto da bolsa de sangue colhida quanto do doador deve ser feita da mesma forma que nos cães, alem disso quaisquer problemas durante a colheita devem ser registrados também (LUCAS et al., 2004). 2.3 Fracionamento do sangue total A terapia transfusional vem se aprimorando nas últimas décadas, e com isso o uso de produtos sanguíneos, na rotina clínica da medicina veterinária. Em cães já se trata de uma terapia amplamente utilizada, e em gatos está se aprimorando na medida que estudos sobre o fracionamento do sangue total vão sendo feitos. A vantagem da utilização dos produtos do fracionamento sanguíneo é principalmente a utilização mais eficaz de cada unidade de sangue colhida, visto que nem sempre os animais precisam de reposição de todos os componentes sanguíneos (CASTELLANOS et al., 2004; CHIARAMONTE, 2004). Hemocomponentes e hemoderivados (Figura 3) são produtos sanguíneos diferentes, sendo distinguidos conforme o tipo de processamento que sofrem. Hemocomponentes são aqueles obtidos a partir de processos

24 17 físicos, como centrifugação e congelamento. Já os hemoderivados são aqueles obtidos a partir de processos físico-químicos (BRASIL, 2008). Face a importância do fracionamento, deve-se ressaltar que a viabilidade do sangue estocado está diretamente relacionada à técnica da colheita utilizada, ao anticoagulante disponível, à temperatura de conservação, aos parâmetros bioquímicos e à frequência de homogeneização durante o armazenamento, este último no caso de conservação de plaquetas (AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002). FIGURA 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008) Sangue total (ST)

25 18 O sangue total pode ser utilizado fresco, em quatro a seis horas após a colheita, ou armazenado em até 35 ou 42 dias, dependendo da adição ou não de soluções preservativas. O sangue total fresco é composto por eritrócitos, leucócitos, plaquetas, fatores de coagulação e proteínas plasmáticas, como albumina e antitrombina III, sendo assim suas principais indicações são hemorragia aguda ou quando diversos componentes sanguíneos são necessários. O volume total a ser utilizado pode ser calculado de duas formas, 20mL/Kg o que irá aumentar o hematócrito do receptor em aproximadamente 10%, ou por cálculos (Figura 4) estimando o volume segundo o hematócrito desejado para o receptor (CHIARAMONTE, 2004; HALDANE et al., 2004). Volume total = Kg X 90 (cães) ou X HT desejado HT do receptor 70 (gatos) HT do doador FIGURA 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a ser transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito (HT) desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al., 2004). CASTELLANOS et al. (2004) afirmaram em seu estudo que a administração de aproximadamente 10mL de sangue total aumenta o hematócrito em 1,1% em gatos e, por isso, sugerem que o volume total de ST a ser administrado em gatos seja estimado segundo o aumento desejado do hematócrito (Figura 5). Volume de ST = Kg X Aumento desejado do hematócrito X 1,7 FIGURA 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004).

26 19 Quando o sangue total é estocado refrigerado os fatores lábeis de coagulação V e VIII são perdidos em 24 horas e as plaquetas em duas a quatro horas (HALDANE et al., 2004). Outra importante alteração durante o armazenamento do sangue total é a diminuição da concentração de ácido 2,3- difosfoglicerato (2,3-DPG), que ocorre de forma progressiva. O 2,3-DPG é uma molécula eritrocitária que se liga à hemoglobina e regula a afinidade da hemoglobina ao oxigênio, sendo assim quanto menor a concentração de 2,3- DPG maior é a afinidade da hemoglobina pelo oxigênio, o que diminui a distribuição de oxigênio para os tecidos (COSTA JÚNIOR et al., 2008). Quando o sangue total não é armazenado adequadamente e é mantido em temperatura superior a 25ºC, em poucas horas a concentração de 2,3-DPG diminui em até 50%, todavia se armazenado entre quatro e dez graus Celsius, a concentração se mantém inalterada por pelo menos 24 horas (HÖGMAN et a., 1999). As alterações ocorridas no sangue total armazenado por um período superior a 24 horas dependem do tipo de solução de conservação utilizada, sendo que quando soluções preservativas como CPD/SAG-M são utilizadas o 2,3-DPG continua a ser produzido por até sete dias de armazenamento, e então ocorre uma diminuição progressiva (COSTA JÚNIOR et al., 2008). Em um estudo feito em humanos, foi demonstrado que 50% da concentração de 2,3-DPG é restabelecida após sete horas de transfusão, e que a concentração é normalizada em até 72 horas (HEATON et al., 1989), contudo ainda é controverso quanto ao uso de sangue total ou concentrado de hemácias estocados em pacientes críticos (TINMOUTH et al., 2006). Como efeito adverso à transfusão de sangue total, deve ser citada a sobrecarga de volume, visto que muitas vezes os animais apresentam anemia normovolêmica (HALDANE et al., 2004). Importante ressaltar que diferentemente dos cães, os gatos possuem aloanticorpos naturais para os antígenos eritrocitários diferentes do próprio tipo sanguíneo e, por isso, a transfusão de sangue total ou de qualquer produto sanguíneo deve ser precedida de teste de tipagem sanguínea e compatibilidade (KNOTTENBELT et al, 1999). Em Medicina, o fracionamento do sangue total em hemocomponentes e hemoderivados é obrigatório (BRASIL, 2008).

27 Concentrado de Hemácias (CH) O CH de cães é obtido a partir da centrifugação de uma unidade de ST a aproximadamente rpm (rotações por minuto) em centrífuga refrigerada a 10 C, e o CH de gatos é obtido pela centrifugação do ST a rpm sob a mesma temperatura, por 12 a 15 minutos. A unidade é então posicionada em um extrator de plasma (Figura 6) e, após rompimento do lacre da saída para a bolsa satélite, o plasma é separado de forma que aproximadamente dois centímetros de plasma permaneçam no CH (LUCAS et al., 2004). Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma, com a respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a porção de plasma. A vantagem da utilização do CH é que ele possui a mesma quantidade de hemácias, sendo assim a mesma capacidade de carreamento

28 21 de oxigênio de uma unidade de sangue total, mas em volume significativamente menor. Cada unidade de CH de cão e gato possui hematócrito entre 55 e 80% respectivamente, variando de acordo com o hematócrito do doador, com a diluição da solução de preservação e com a quantidade de plasma residual necessário para preservação adequada das hemácias (HALDANE, et al., 2004). A principal indicação para a utilização de CH, portanto, é no tratamento de anemias normovolêmicas geralmente causadas por diminuição da eritropoiese, hemólise ou perda sanguínea crônica, sendo ainda um benefício o baixo volume quando pacientes cardiopatas ou nefropatas necessitam de transfusão sanguínea (HALDANE et al., 2004). CASTELLANOS et al. (2004) mostraram um aumento de 2,1% no hematócrito de gatos para cada 10mL de concentrado de hemácias transfundidos, sugerindo assim uma fórmula para cálculo do volume total, em mililitros, de CH a ser administrado nos gatos (Figura 7). Volume de CH = Kg X Aumento desejado do hematócrito (%) FIGURA 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004). Durante o armazenamento as hemácias perdem potássio, ácido 2,3- difosfoglicerato (2-3-DPG), diminuem as reservas de ATP, bem como de lipídeos e parte da membrana celular, tornando-se mais rígidas e, por isso, apresentam menor capacidade de fornecimento de oxigênio para os tecidos (HESS, 2006). A fração de hemácias estocadas que circula após ser reinfundida diminui conforme aumenta o tempo de estocagem, independentemente do sistema de colheita. Essas alterações que ocorrem durante o armazenamento são coletivamente conhecidas como Lesões de Armazenamento de eritrócitos. Algumas, como a perda de potássio, são alterações secundárias aos efeitos metabólicos do resfriamento. Outras, como a perda de 2,3-DPG e

29 22 diminuição da atividade glicolítica, estão relacionadas à diminuição do ph (HESS, 2006). A alteração da concentração de 2,3-DPG está diretamente relacionada ao ph. Valores de ph maiores do que sete são tidos como propícios para a regeneração do 2,3-DPG, enquanto que valores inferiores a sete, favorecem sua degradação, contribuindo de forma significativa na deterioração da capacidade do eritrócito em carrear O 2 (KURUP et al., 2003). A redução do ph ocorre devido a produção de lactato e CO 2, metabólitos ácidos provenientes do metabolismo anaeróbico dos eritrócitos durante o armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010). O balanço entre o ph e a taxa metabólica dos eritrócitos é crítico para a preservação da qualidade do CH. O metabolismo glicolítico dos eritrócitos consome ATP, gerando ácido láctico, o que diminui o ph devido à fraca capacidade de tamponamento do citrato-fosfato-dextrose (CPD), substância usada como anticoagulante do sangue total. A síntese de ATP é inibida em ph ácido, então a concentração de ATP diminui durante o armazenamento, sendo que o consumo de ATP continua para manter as funções e a sobrevivência das hemácias (VEALE et al., 2011). Os eritrócitos têm um programa intrínseco de morte celular regulado pela concentração de ATP. O ATP é necessário para manter o transporte ativo do cálcio (Ca ++ ) para fora da célula e assim prevenir alterações da morfologia da membrana dos eritrócitos, induzida pelo acúmulo deste íon. O aumento de Ca ++ nos eritrócitos promove redistribuição dos fosfolipídios de membrana alterando sua forma bicôncava, formando os equinócitos, o que aumenta o clearance de eritrócitos da circulação pelos macrófagos (KAMP et al., 2001). O armazenamento inicialmente faz com que os eritrócitos passem da forma bicôncava para esferóide, e dessa forma sua integridade e flexibilidade ficam menos prejudicadas. Dependendo da solução de preservação utilizada há maior incidência da forma esferoequinocítica (Figura 8), a qual é mais rapidamente fagocitada e eliminada da circulação. Estudos vêm mostrando que a adição de soluções tamponantes, como o fosfato dissódico, ao concentrado de hemácias diminuem as alterações morfológicas sofridas pelos eritrócitos durante o armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010).

30 23 A ocorrência de hemólise durante o armazenamento está relacionada ao rompimento das espículas dos equinócitos, ou esferoequinócitos, promovendo assim a liberação da hemoglobina. Assim, é sugerido que o percentual de hemólise não esteja diretamente relacionado à lise celular, visto que não há um declínio do hematócrito na mesma proporção da ocorrência de hemólise (COSTA JÚNIOR, 2010). O potássio (K + ), íon intracelular, é um importante marcador da integridade da membrana plasmática. Suas concentrações intracelulares são mantidas pela bomba de sódio e potássio. Entretanto, os baixos valores de ph influenciam diretamente nesse equilíbrio, promovendo migração do potássio para o meio extracelular (DIBARTOLA & MORAIS, 2006). FIGURA 8 Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de hemácias após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40 (A) e 60 (B) dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato dissódico após 40 (C) e 60 (D) dias, com predomínio de esferoequinícitos em B e D (COSTA JÚNIOR, 2010).

31 24 Outro efeito importante do armazenamento é o acúmulo de amônia. A amônia é produzida a partir do catabolismo de proteínas, aminas, aminoácidos, ácidos nucléicos e outros componentes nitrogenados, no caso a partir do catabolismo nos eritrócitos. Por difusão, a amônia sai dos eritrócitos para o plasma ou sobrenadante, onde é mensurada. Contudo, a importância clinica do acúmulo de amônia em CH ainda não está bem estabelecida, visto que cães anêmicos não apresentaram níveis alterados de amônia sérica após a transfusão de CH com elevada concentração de amônia. Em pacientes com insuficiência hepática ainda não foram feitos estudos clínicos, por isso a utilização de CH armazenados nesses animais deve ser feita com cautela (WADDELL et al., 2001). A análise dos gases sanguíneos também pode ser usada para atestar a qualidade do sangue estocado. O aumento da pressão pacial de dióxido de carbono (P CO2 ) em CH provavelmente expõe o 2,3-DPG a uma maior taxa de degradação, pois o CO 2 compete com o 2,3-DPG pelo mesmo sítio de ligação na hemoglobina. Quando não está ligado è hemoglobina o 2,3- DPG se torna mais susceptível à degradação metabólica (HÖGMAN et al., 2002). COSTA JÚNIOR et al. (2008) relataram aumento da P O2, que pode estar associado à permeabilidade do plástico da bolsa ao oxigênio, contudo HÖGMAN et al. (2002) afirmaram que o plástico é permeável apenas ao CO 2. Apesar da indicação do tratamento de anemias com CH, é importante ressaltar que as LA ocorridas nos eritrócitos podem resultar em oclusão microvascular e possível falência de órgãos. Além disso, as alterações de formato e função dos eritrócitos e o desvio da curva de saturação da hemoglobina, ocasionado pela diminuição do 2,3-DPG, reduzem a disponibilidade de oxigênio para os tecidos (COLLINS, 2011). Não há duvidas de que a transfusão de CH tem importância no manejo do paciente crítico apresentando hipóxia relacionada a anemia, contudo deve-se considerar que a anemia é uma condição tolerada em muitos pacientes críticos, e que a transfusão sanguínea é associada a piores resultados em alguns casos, principalmente devido as LA sofridas pelas hemácias (PRITTIE, 2010). O nível crítico mínimo de hemoglobina para indicação de transfusão sanguínea não está bem estabelecido, e por isso é indicado que variáveis

32 25 relacionadas à oxigenação tecidual, como a concentração de lactato e a saturação do sangue venoso misto, sejam também consideradas antes da decisão de promover ou não a transfusão do concentrado de hemácias (PRITTIE, 2010) Derivados do Plasma a) Plasma Fresco Congelado (PFC) O PFC é obtido após a centrifugação e separação do sangue total e congelado em até seis horas, o que previne a degradação dos fatores de coagulação. Pode ser mantido congelado por até um ano entre -18 C e -4 C, porém já havendo degradação dos fatores de coagulação em dois ou três meses após a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010). Em até um ano de armazenamento, o PFC contém fator de Von Willebrand (vwf) e os fatores II, VII, VIII, IX e X de coagulação. Após um ano de armazenamento, é reclassificado como Plasma Congelado podendo continuar congelado por mais quatro anos (CHIARAMONTE, 2004). As indicações do uso PFC incluem deficiência congênita ou adquirida de fatores de coagulação, principalmente deficiência do vwf em cães, tratamento de coagulopatias (como falência hepática, intoxicação por warfarínicos e coagulação intravascular disseminada), para aumentar os níveis de enzimas protetoras, como α1-antitripsina e α2-macroglobulinas, além de aumentar a pressão coloidosmótica intravascular (CHIARAMONTE, 2004; HALDANE et al., 2004). SNOW et al., (2010) demonstraram em um estudo retrospectivo que os objetivos quanto ao uso de plasma fresco congelado mudaram, sendo que na década de 90 a principal utilização era para correção de hipoalbuminemia, e a partir de 2006 o principal foco passou a ser a correção de coagulopatias. Todavia, a terapia com plasma fresco congelado não mostrou eficácia significativa nem melhorou o suporte oncótico dos pacientes, sendo necessários ainda mais estudos para melhor comprovação.

33 26 Por outro lado, KOHN et al. (2003) mostraram bons resultados no tratamento de gatos apresentando hemorragia, por provável intoxicação por rodenticidas anticoagulantes, com a associação de plasma fresco congelado e vitamina K. Atualmente, a utilização de PFC para reposição de albumina não é mais indicada na medicina, principalmente porque outras fontes de suplementação estão comercialmente disponíveis (colóides sintéticos e albumina sérica humana). A dose recomendada de PFC para reposição de albumina, 45mL/Kg, é muito superior à necessária para reposição dos fatores de coagulação, 10-20mL/Kg, e aumenta em apenas 1g/dL a concentração de albumina sérica (CHIARAMONTE, 2004). O PFC deve ser manuseado cuidadosamente, visto que a bolsa de armazenamento é plástica e, quando submetida a baixas temperaturas, quebra facilmente. O PFC pode ser descongelado em temperatura ambiente ou em banho-maria a 37 C sem que haja diferença na deterioração dos fatores I, VIII de coagulação ou no vwf, tampouco no tempo de ativação da tromboplastina ativada, no tempo de protrombina e na concentração de fibrinogênio (WARDROP & BROOKS, 2001; YAXLEY et al., 2010). Após descongelado, o PFC deve ser mantido refrigerado entre um e seis graus Célsius, e se não transfundido em 24 horas, pode ser congelado novamente, porém reclassificado como plasma congelado, ou mantido sob refrigeração por até cinco dias, isso porque estudos mostraram que há diminuição da atividade dos fatores V e VIII de coagulação. YAXLEY et al. (2010) mostraram em seu estudo que o PFC descongelado e refrigerado (1-6 C) por até uma hora e novamente congelado mostrou boa manutenção da atividade do fator VIII de coagulação. Esses autores sugerem por isso que, apesar de apresentarem o mesmo valor in vitro após o aquecimento, ainda são necessários estudos clínicos. Diferentemente dos cães, é importante ressaltar que os gatos só podem receber transfusão de plasma de tipo sanguíneo compatível porque os gatos possuem anticorpos naturais a outros tipos sanguíneos, mesmo sem nunca terem recebido transfusões prévias (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011).

34 27 b) Plasma Congelado (PC) É considerado PC, ou plasma de 24 horas, aquele congelado entre seis e 24 horas da colheita do sangue total ou o PFC estocado há mais de um ano. A principal diferença é que o PC perde a ação dos fatores V, VIII e vwf da coagulação e as proteínas plasmáticas, porém ainda contém os fatores dependentes da vitamina K, os fatores II, VII, IX e X da coagulação. A indicação de uso do PC é a deficiência dos fatores não-lábeis da coagulação, como na intoxicação por rodenticidas (CHIARAMONTE, 2004; BRASIL, 2008; HELM & KNOTTENBELT, 2010). c) Crioprecipitado e Criosobrenadante O crioprecipitado é composto por aproximadamente 20% de fibrinogênio, 50% de fator VII da coagulação e 30% de fatores VIII, XIII e vwf. É obtido a partir da centrifugação do plasma em temperatura controlada. A unidade de PFC deve ser aquecida a 4 C e então centrifugada, formando um precipitado branco. Assim como o PFC, é idealmente estocado entre -18 C e - 20 C por até um ano (CHIARAMONTE, 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). A dose recomendada é 12-20mL/Kg a cada dez ou 12 horas, até que a hemorragia seja controlada. As principais indicações são deficiência de vwf, hemofilia A e hipofibrinogenemia (CHIARAMONTE, 2004). A porção líquida da centrifugação é chamada criosobrenadante, ou crioprecipitado pobre. É fonte de fatores de coagulação, exceto os do crioprecipitado, e de proteínas plasmáticas, sendo a forma de armazenamento a mesma do crioprecipitado. É indicado no tratamento de deficiências de fatores de coagulação, com exceção de hemofilia A e deficiência do vwf (HELM & KNOTTENBELT, 2010).