BROMATOLOGIA E ANÁLISE DE ALIMENTOS

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1 UNIVERSIDADE PAULISTA INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE CURSO DE FARMÁCIA ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS BROMATOLOGIA E ANÁLISE DE ALIMENTOS

2 Instituto de Ciências da Saúde Curso: Farmácia Disciplina: Bromatologia e análise de alimentos Determinação de umidade, cinzas e atividade de água. AULA 1 1. Prática de determinação de umidade A determinação de umidade de alimentos é uma das medidas mais importantes e utilizadas na análise de alimentos, está relacionada com: estabilidade, qualidade e composição dos mesmos. Secagem em estufa: O método de secagem em estufa a 105 C até peso constante requer um grande cuidado, embora seja um método de fácil execução. Conforme as dimensões a que foi reduzida a amostra, a evaporação da água pode ser muito lenta. A sensibilidade dos instrumentos de medida também é importante nessa determinação. OBJETIVO: Determinação do teor de umidade e conteúdo de sólidos totais de alimentos. Para amostras sólidas: 1. Triturar o alimento em almofariz com pistilo. 2. Pesar exatamente cerca de 5,000g da amostra em uma placa de Petri previamente aquecida a 105 C por 1 hora, resfriada e pesada. 3. Aquecer a amostra em estufa a 105 C por 2 horas. 4. Resfriar em dessecador até temperatura ambiente. 5. Pesar. 6. Repetir as operações de secagem e resfriamento até peso constante. 7. Utilizando os resultados obtidos, determinar a média, o desvio padrão e a variabilidade da umidade. Para amostras líquidas: 1. Transferir para uma cápsula de porcelana, 10 g de areia. Previamente aquecer em estufa a 105 C por 1 hora. Resfriar em dessecador e pesar. 2. Transferir com auxílio de uma pipeta volumétrica, 5 ml de leite para a cápsula e pesar. Misturar bem com auxílio do bastão de vidro. 3. Aquecer em banho-maria por 30 minutos, agitando periodicamente e secar em estufa a 105 C por 2 horas. 4. Resfriar em dessecador até a temperatura ambiente e pesar. 5. Repetir as operações de aquecimento e pesagem até peso constante. 6. Utilizando os resultados obtidos, determinar a média, o desvio padrão e a variabilidade do conteúdo de sólidos totais. 2. Prática de determinação de cinzas Cinza de um alimento é o resíduo inorgânico que permanece após a queima da matéria orgânica dos alimentos, que é transformada em CO2, H2O e NO2. OBJETIVO: Determinação do teor de cinzas de alimentos. 1. Triturar o alimento em almofariz com pistilo (alimentos líquidos devem ser previamente evaporados). 2

3 2. Pesar exatamente cerca de 5,000g da amostra em um cadinho de porcelana previamente aquecido a 550 C por 1 hora, resfriado e pesado. 3. Carbonizar as amostras em bico de Bunsen, sobre tripé e triângulo de porcelana. 4. Colocar as amostras em mufla a 550 C até eliminação completa do carvão e aparecimento de coloração branca ou cinza clara. 5. Resfriar em dessecador até temperatura ambiente. 6. Pesar. 7. Repetir as operações de secagem e resfriamento até peso constante. 8. Utilizando os resultados obtidos, determinar a média, o desvio padrão e a variabilidade da umidade. Sugestão de amostras para análise de umidade e cinzas: Farinha de aveia ou trigo; ração animal; proteína de soja; brócolis; salsicha; corn flakes; leite em pó integral; carne moída; biscoito água e sal ou recheado; geleia de frutas, lasanha congelada; queijo ralado; torradas; gérmen de trigo; batata frita tipo palha; paçoquinha; quinoa; entre outros. 3. Atividade de água (Aa) Um método para determinar o valor da Aa utiliza dessecadores com soluções saturadas de sais que fornecem atmosferas de umidade relativa conhecida. Essas soluções criam ambientes de umidade relativa, ou atividade de água, conhecidas dentro dos dessecadores sob vácuo. Amostras de alimentos colocadas dentro desses ambientes trocarão umidade com o mesmo, de modo a que elas se igualem depois de um determinado tempo. A perda ou ganho de água pelas amostras permitirá que se calcule a atividade de água do alimento. OBJETIVO: Observação do efeito da atividade de água nos alimentos. Prática demonstrativa, preparar os dessecadores com os alimentos com 7 a 15 dias de antecedência. 1. Preparar dessecadores com soluções saturadas dos sais da tabela abaixo. Mínimo 3 e máximo de acordo com os sais disponíveis, com valores de Aa bem distintos. 2. Pesar béqueres de 50 ml anotando as respectivas massas. 3. Cortar e pesar exatamente cerca de 1,000g do alimento. 4. Colocar os conjuntos béquer + alimento em cada dessecador. 5. Verificar a aparência dos alimentos depois de 7 a 15 dias. Considerar a UR a 25 C em cada dessecador como sendo: Sal UR % A a Hidróxido de potássio KOH 8,23 0,08 Acetato de potássio KC2H3O2 22,51 0,23 Cloreto de magnésio MgCl2 32,8 0,33 Iodeto de sódio NaI 38,2 0,38 Carbonato de potássio K2CO3 43,16 0,43 Nitrato de magnésio Mg(NO3)2.6H2O 52,89 0,53 Brometo de sódio NaBr 57,6 0,58 Iodeto de potássio 68,9 0,68 Cloreto de sódio NaCl 75,7 0,76 Sulfato de amônio (NH4)SO4 80,9 0,81 Cloreto de potássio Kcl 84,34 0,84 Sulfato de sódio - Na2SO4. 10 H2O 93,0 0,93 3

4 Sugestão de amostras para prática de atividade de água: café em pó solúvel, geleia de frutas, massa de tomate, biscoito água e sal ou recheado, batata palha, entre outros. Reagentes para o laboratório Dessecadores com soluções saturadas dos sais acima descritos Mínimo 3 Material (para o laboratório) Estufa ajustada a 105º C 1 Mufla ajustada a 550º C 1 Balança semi-analítica ou analítica 6 Dessecador com sílica (guardar as amostras de umidade e cinzas) 2 Material (por grupo) Cápsula de porcelana ou placa de Petri (previamente aquecidas a 105º C e resfriadas) 3 Espátula, tábua de cortar*, facas*, peneiras* (*dependendo do alimento escolhido) 1 Gral e pistilo 1 Cadinho de porcelana (previamente aquecidos a 550º C e resfriados) 2 Tripé e triângulo de porcelana e pinça para segurar 1 Béqueres de 50 ml 1 Pote plástico para armazenamento das amostras processadas 1 4

5 Instituto de Ciências da Saúde Curso: Farmácia Disciplina: Bromatologia e análise de alimentos Reação de Fehling, refratometria, reação de Maillard e caramelização. AULA 2 1. Reação de Fehling: A reação de Fehling baseia-se na redução de soluções alcalinas de sulfato de cobre (CuSO4) em presença de tartarato de sódio e potássio (meio alcalino). O Cu 2+ é reduzido a Cu + com formação de um precipitado cor de tijolo (formação de Cu2O). A determinação quantitativa usando o método proposto por Fehling é baseada na titulação de uma solução padronizada de Fehling com a solução problema de carboidratos colocada na bureta. O reagente de Fehling é composto de duas soluções que devem ser misturadas no momento do uso. Solução A: CuSO4.5H2O, Solução B: Tartarato duplo de sódio e potássio (sal de Seignette) em solução fortemente alcalina, é o estabilizador do Reagente de Fehling. CuSO4 + 2NaOH Na2SO4 + Cu(OH)2 OBJETIVO: Identificar açúcares redutores através de reação de oxido-redução. 1. Pipetar em diferentes tubos de ensaio 2 ml de solução aquosa a 4% dos seguintes carboidratos: glicose, frutose, lactose, sacarose e amido. 2. Adicionar a cada tubo 2 ml do reagente de Fehling (1 ml de A + 1 ml de B). 3. Aquecer os tubos em banho-maria fervente por 5 minutos. 4. Comparar os resultados. 5. Em novos tubos, pipetar 2 ml da solução aquosa a 4% de sacarose e a 4% de amido. 6. Adicionar 4 gotas de HCl 6N e aquecer por 2 minutos em banho-maria fervente. 7. Deixar esfriar, adicionar 2 ml do reagente de Fehling (1 ml de A + 1 ml de B) e aquecer em banho-maria fervente durante 5 minutos. 8. Comparar os resultados obtidos com os resultados prévios. 2. Refratometria Índice de refração é a relação entre a velocidade da radiação eletromagnética no vácuo e em um determinado meio, a diferença entre a velocidade da radiação no vácuo e no ar é muito pequena, podemos considerar o valor no ar. A refração dependerá de cada substância e da concentração de sólidos da substância. Raio refletido Raio refratado r i Raio incidente Prática demonstrativa. Ao trabalhar com o refratômetro, não tocar as superfícies de vidro com bastões de vidro ou contagotas para não arranhá-las. 1. Verificar se as superfícies de vidro estão limpas. Caso contrário, passar sobre elas um chumaço de algodão embebido em álcool. 2. Calibrar o refratômetro com água destilada. Seu índice de refração a 20ºC é 1,3330 e coincide com o zero na escala de ºBrix. 3. Enxugar a superfície do prisma com algodão embebido em álcool. 5

6 4. Deixar secar e colocar algumas gotas de amostra sobre a superfície de vidro (solução de sacarose, suco de laranja, calda de compota de fruta, mel, melado ou xarope de glicose). 5. Fechar o refratômetro. 6. Ajustar a ocular para sua visão. 7. Na escala do índice de refração, ler o índice de refração ou na escala de Brix, ler a concentração de sólidos solúveis (g de açúcar / 100 g de solução). Anotar as leituras. 8. Abrir o refratômetro e enxugar a amostra. 9. Limpar o prisma do aparelho com um chumaço de algodão embebido em álcool. 3. Reação de Maillard: também conhecida como escurecimento não enzimático, é o resultado da reação entre aminoácidos e açúcares redutores, com alteração de cor, odor e sabor dos alimentos. OBJETIVO: Verificar a reação de Maillard entre aminoácidos e monossacarídeos, e alteração de cor e aroma das amostras. PROCEDIMENTO 1: 1. Colocar em cada um dos 6 tubos de ensaio 0,5g de glicose e 0,5 g de um dos seguintes aminoácidos: metionina, leucina, fenilalanina, asparagina e triptofano. (Importante: os aminoácidos podem ser substituídos de acordo com a disponibilidade no momento da ánalise). 2. Identificar os tubos. 3. Adicionar 2,0 ml de água destilada a cada tubo. 4. Homogeneizar e fechar os tubos com filme plástico (fazer pequenos furos no filme para evitar o seu rompimento). 5. Colocar os tubos em banho-maria fervente. 6. Observar a alteração de aroma e cor em cada tubo, após 60 minutos de reação. PROCEDIMENTO 2: 1. Pesar 2 amostras de 10 g de leite em pó e coloque em duas placas de Petri grandes. 2. Em uma das amostra acrescente 5 g de sacarose e na outra 5 g de glicose. 3. Identificar as placas. 4. Acrescente 10 ml de água em ambas placas. 5. Homogeneizá-las. 6. Coloque as placas em estufa a 100º C. 7. Compare os resultados após 45 minutos. 4. Caramelização: Caramelo é um pigmento largamente utilizado na indústria de alimentos. Sua formação pode ser alterada pelo tipo de carboidrato usado e as condições do meio, como, por exemplo, ph. OBJETIVO: Verificar a reação de caramelização em meio ácido e alcalino. 1. Pesar 3 porções de 10 g de sacarose em béqueres de 100mL. 2. Acrescentar a um béquer 20 ml de água destilada (ph 7,0), ao outro, 20 ml de solução de HCl 0,25M e ao terceiro, 20mL solução de NaOH 0,25M. 3. Identificar os béqueres. 4. Aquecer os béqueres em chapa agitando até completa dissolução da sacarose. 5. Continue aquecendo, sem necessidade de agitação. 6. Compare as cores obtidas com os diferentes tratamentos. 6

7 Reagentes para o laboratório Reagente de Fehling A e Fehling B 100 ml de cada Solução aquosa (4%) de: glicose, frutose, lactose, sacarose e amido 20 ml de cada HCl 6N (separados em frascos conta-gotas) 50 ml Xarope de sacarose ou frutose, mel e/ou suco de fruta q.s. Aminoácidos (metionina, leucina, fenilalanina, asparagina e triptofano, ou os 5 g de cada que estiverem à disposição no momento da anaálise) Glicose 50 g Sacarose 300 g Leite em pó 1 pacote Solução de HCl e NaOH 0,25 M 200 ml de cada Material (por laboratório) Banho Maria 2-3 Refratômetro 2-3 Algodão, pipeta ou bastão de vidro (refratômetro) suficiente Filme plástico 1 Balança semi-analítica 6 Estufa a 100º C 1 Chapa de aquecimento 3 Material (por grupo) Tubo de ensaio 14 Suporte para tubos 2 Caneta para retroprojetor 1 Placa de Petri grande 3 Béqueres de 100 ml 3 Bastão de vidro 3 Espátula 1 Proveta de 20 ml 3 7

8 Instituto de Ciências da Saúde Curso: Farmácia Disciplina: Bromatologia e análise de alimentos Extração de lipídios de amostras alimentícias e determinação do índice de acidez. AULA 3 1. Extração de lipídos Os lipídios são definidos como substâncias insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos, logo a sua determinação é feita pela extração com solventes. O resíduo obtido é constituído por todos os compostos que, nas condições da determinação, possam ser extraídos pelo solvente, são eles: os ácidos graxos livres, os ésteres de ácidos graxos, as lecitinas, as ceras, os carotenóides, a clorofila e outros pigmentos, além dos esteróis, fosfatídios, vitaminam A e D, óleos essenciais entre outros, mas em quantidades relativamente pequenas, que não chegam a representar uma diferença significativa na determinação. Nos produtos em que estas concentrações se tornam maiores, a determinação terá a denominação mais adequada de extrato etéreo. Uma extração completa se torna difícil em produtos contendo alta proporção de açúcares, de proteínas e umidade. OBJETIVO: Determinar o teor de lipídios em amostras alimentícias com o uso de extrator tipo Soxhlet ou extrator contínuo com uso de solvente orgânico. 1. Pesar, cerca de 2,00 5,00g de amostra homogeneizada em cartucho de Soxhlet. 2. Colocar o cartucho em extrator de Soxhlet. 3. Pesar e anotar a massa do balão de fundo chato, previamente numerado, encaixar o extrator ao balão. 4. Levar o conjunto à capela para despejar o solvente. Despejar cerca de um Soxhlet e meio de solvente. 5. Aquecer o conjunto em chapa elétrica por 8 h (4 5 gotas/segundo) ou 16 h (2 3 gotas/segundo). 6. Evaporar o solvente, colocar em estufa aquecida (até desaparecimento do cheiro de solvente). 7. Esperar resfriar e pesar. Nota: método indicado para alimentos com baixo teor de umidade. Para alimentos com alto teor de carboidratos, pesar a amostra sobre papel filtro e lavar com 5 porções de 20 ml de água, colocar em estufa para secagem e proceder a extração. Cuidado para não deixar gordura das mãos nos balões. 2. Índice de acidez O índice de acidez determina a quantidade de ácidos graxos livres presentes em óleos ou gorduras, resultantes da hidrólise dos triglicerídeos. O teor de ácidos graxos livres de um óleo bruto é um bom indicador da qualidade do óleo. Alto teor de ácidos graxos livres é sinal de: Maior perda na neutralização do óleo. O óleo pode ser proveniente de sementes de baixa qualidade. Condições de manuseio e armazenamento impróprias. Processamento insatisfatório. A determinação do teor de ácidos graxos livres de um óleo ou gordura se dá através da titulação com solução padrão de NaOH ou KOH, e fenolftaleína como indicador, e permite o acompanhamento da reação de rancificação hidrolítica. Á medida que a reação progride, aumenta o índice de acidez. OBJETIVO: Determinar o índice de acidez de óleos. 8

9 1. Pesar 2,0 g de amostra (bem homogênea) em Erlenmeyer de 125 ml. 2. Adicionar 25 ml de solvente misto (éter etílico : etanol - 2:1). 3. Adicionar 2 gotas de fenoftaleína. 4. Titular com solução de hidróxido de sódio 0,01 M, agitando constantemente até que uma coloração rósea clara persistente por 30 segundos seja obtida. 5. Repetir usando outros óleos (sugestão: óleo de soja novo e usado e azeite de oliva com acidez 1%). CÁLCULO: vxfx5,61 I. A. P vxfx100 Acidez( molar) (%m/v) P vxfxmx28,2 Acidez( ác. oléico) (%m/v) P I.A. = índice de acidez. v = ml de solução de hidróxido de sódio gastos na titulação. f = fator da solução de hidróxido de sódio. P = gramas da amostra. M = molaridade da solução de hidróxido de sódio. Reagentes para o laboratório Solvente: éter de petróleo, éter, hexano (extração de lipídios) Solvente éter etílico : etanol (2:1) neutralizado com NaOH 0,01 N na presença de fenolftaleína Solução de fenolftaleína Solução de NaOH 0,01 M Material (por laboratório) Frasco para descarte 1 Material (por grupo) Soxhlet (balão fundo chato, extrator, condensador, mangueiras, garras e suporte) 1,5 L 1L 1 frasco por grupo 1 L Balança semi-analítica 1 Bureta 25 ml, garra e suporte 1 Proveta de 25 ml 2 Erlenmeyer de 125 ml 1 Espátula 1 Sugestão de amostras para a extração de lipídios: salgadinho, amendoim, biscoito água e sal e recheado, batata palha, castanha-do-pará, nozes, torradas. 1 9

10 Instituto de Ciências da Saúde Curso: Farmácia Disciplina: Bromatologia e análise de alimentos Determinação dos índices de iodo e peróxidos de óleos e gorduras. AULA 4 1. Índice de iodo O índice de iodo indica a quantidade de insaturações existentes nos ácidos graxos dos triacilgliceróis. Para isso utilizamos a solução de Wijs, composta de ICl3, ácido acético glacial e tetracloreto de carbono. Nela, o iodo está presente sob a forma de ICl. As duplas ligações presentes nos ácidos graxos insaturados reagem prontamente com os halogênios. O I2 é menos reativo e é mais facilmente adicionado na forma de monocloreto de iodo. A adição é uma reação rápida, porém seu rendimento quantitativo requer condições especiais, dada a tendência dos halogênios de se adicionarem incompletamente às duplas. Há necessidade da reação proceder-se no escuro porque a luz catalisa a entrada parcial do halogênio às duplas. A amostra deve ser solubilizada com CCl4 e depois colocada em contato com um volume fixo de Reagente de Wijs. Após ficar no escuro, adiciona-se iodeto de potássio a 15%. A finalidade do KI é deslocar o íon cloreto do ICl e formar I2. O iodo formado é titulado por iodometria com solução de tiossulfato de sódio 0,01N. O iodo gasto para entrar nas duplas é calculado pela diferença entre a quantidade de tiossulfato gasta na titulação do branco e na titulação da amostra. OBJETIVO: Determinar os índices de iodo de óleos e gorduras. 1. Pesar 0,25 g de amostra em um erlenmeyer de 500 ml. Caso a amostra não esteja no estado líquido funda a amostra (a temperatura da fusão não deverá exceder o ponto de fusão da amostra em 10ºC). Filtrar através de papel de filtro para remover algumas impurezas sólidas e traços de umidade, se necessário. 2. Adicionar 10 ml de tetracloreto de carbono na capela. 3. Adicionar 25 ml de solução de Wijs, tampar e agitar cuidadosamente com movimentos de rotação até completa homogeneização na capela. 4. Deixar em repouso ao abrigo da luz e a temperatura ambiente, por 30 minutos. 5. Após o repouso, adicionar 10 ml da solução de iodeto de potássio a 15%. 6. A titulação será feita em duas etapas. Na primeira, titular com solução tiossulfato de sódio 0,1 M até o aparecimento de uma fraca coloração amarela. 7. Adicione 1 a 2 ml de solução indicadora de amido 1% e continue a titular até o completo desaparecimento da cor azul (segunda etapa da titulação). 8. Preparar uma determinação em branco e proceder da mesma maneira que a amostra. 9. Repetir para uma amostra distinta. CÁLCULO: ( vb va) xmx12,69 I. I. (mg de iodo/ g de lipídio) P I.I. = índice de iodo. vb = ml gastos na titulação do branco. va = ml gastos na titulação da amostra. P = gramas da amostra. M = molaridade da solução de tiossulfato de sódio. Sugestão de óleos / gorduras: óleo de soja novo e usado, azeite, manteiga, azeite de dendê, gordura de coco, manteiga de cacau, banha de porco. 2. Índice de peróxidos 10

11 O índice de peróxidos determina o grau da rancificação oxidativa que ocorre nos óleos vegetais com altos teores de ácidos graxos insaturados. O índice de peróxidos é expresso em miliequivalentes de peróxidos / kg de amostra e é determinado submetendo-se o iodeto de potássio à ação oxidante dos peróxidos presentes no óleo em questão. O iodo formado é titulado com tiossulfato de sódio. ROOH + 2KI ROH + I2 + K2O I2 + 2Na2S2O3 2NaI + Na2S4O6 OBJETIVO: comparar o grau de deterioração de óleo novo e óleo usado. 1. Pesar 5,00 g de amostra em um erlenmeyer de 250 ml. Caso a amostra não esteja no estado líquido funda a amostra (a temperatura da fusão não deverá exceder o ponto de fusão da amostra em 10ºC). Filtrar através de papel de filtro para remover algumas impurezas sólidas e traços de umidade. 2. Adicionar 20 ml de solução de ácido acético : clorofórmio (3:2), na capela, e agitar até dissolução da amostra. 3. Adicionar 0,5 ml da solução saturada de iodeto de potássio e deixe em repouso ao abrigo da luz por exatamente um minuto. 4. Acrescentar 20 ml de água e titular com solução de tiossulfato de sódio 0,01 N, com constante agitação. A titulação será feita em duas etapas. Na primeira, titular até o aparecimento de uma fraca coloração amarela. 5. Adicione 1 a 2 ml de solução indicadora de amido 1% e continue a titular até o completo desaparecimento da cor azul (segunda etapa da titulação). 6. Preparar uma prova em branco, nas mesmas condições e titular. CÁLCULO: ( va vb) xnxfx1000 I. P. P I.P. = índice de peróxido (em meq de peróxido / 1000 g de amostra). vb = ml gastos na titulação do branco. va = ml gastos na titulação da amostra. f = fator da solução de tiossulfato de sódio. P = gramas da amostra. N = normalidade da solução de tiossulfato de sódio. Material / Reagente para a o laboratório 1) Tetracloreto de carbono (ou cicloexano) 500 ml 1) Solução de Wijs 600 ml 1) Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3. 5H2O) 0,1 M. 1L 1 e 2) Solução amido solúvel a 1% m/v 1 frasco por grupo 1) Solução de iodeto de potássio a 15% m/v 500 ml 2) Solução de ácido acético: clorofórmio (3:2) 500 ml 2) Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3. 5H2O) 0,01 N. 1L 2) Solução saturada de iodeto de potássio 100 ml Frasco para descarte 1 para o laboratório Material por grupo 1) Erlenmeyer de 500 ml com tampa esmerilhada 1 por amostra 2) Erlenmeyer de 250 ml com tampa esmerilhada 1 por amostra 1 e 2) Proveta de 20 ml 2 2) Pipeta de 1 ml 1 1 e 2) Bureta 25 ml, garra e suporte 2 Balança semi-analítica 1 Os números na frente das soluções, reagentes e material indicam qual a prática em que serão usados. 11

12 Instituto de Ciências da Saúde Curso: Farmácia Disciplina: Bromatologia e análise de alimentos Determinação de proteínas pelo método de Kjeldahl e propriedades funcionais das proteínas. AULA 4 A determinação de protídeos baseia-se na determinação de nitrogênio, geralmente feita pelo processo de digestão Kjeldahl. Este método se baseia em três etapas: digestão, destilação e titulação. A matéria orgânica é decomposta e o nitrogênio existente é transformado em amônia. Sendo o conteúdo de nitrogênio das diferentes proteínas aproximadamente 16%, introduz-se o fator empírico 6,25 para transformar o número de g de nitrogênio encontrado em numero de g de protídeos. Em alguns casos, emprega-se um fator diferenciado de 6,25, conforme descrito abaixo. Digestão A matéria orgânica existente na amostra e decomposta com ácido sulfúrico e um catalisador, no qual o nitrogênio é transformado em sal amoniacal. Destilação A amônia e liberada do sal amoniacal pela reação com hidróxido e recebida numa solução ácida de volume e concentração conhecidos. Titulação Determina-se a quantidade de nitrogênio presente na amostra titulando-se o excesso do ácido utilizado na destilação com hidróxido. Alimento Fator Farinha de centeio 5,83 Castanha do Para 5,46 Farinha de trigo 5,83 Avelã 5,30 Macarrão 5,70 Coco 5,30 Cevada 5,83 Outras nozes 5,30 Aveia 5,83 Leite e derivados 6,38 Amendoim 5,46 Margarina 6,38 Soja 6,25 Gelatina 5,55 OBJETIVO: Determinar o teor de proteínas de amostras alimentícias. DIGESTÃO (ESTA ETAPA DEVERÁ SER REALIZADA NA CAPELA): Pesar, em triplicata, cerca de 0,1000g de amostra homogeneizada em papel manteiga. Colocar no tubo de proteína e adicionar 1,5 g da mistura catalítica e 5 ml de ácido sulfúrico concentrado. Colocar o tubo no digestor e digerir, a temperatura de º C até a solução ficar límpida. Esfriar e adicionar a quantidade mínima de água para dissolver possíveis cristais. DESTILAÇÃO (ETAPA REALIZADA EM APARELHO DE DESTILAÇÃO): Encaixar o tubo de proteína ao aparelho, adicionar calmamente cerca de 10 ml de solução de hidróxido de sódio. Ligar o aquecimento e recolher cerca de 50 ml do destilado em frasco contendo 20 ml de solução de ácido bórico saturada e 3 gotas de solução indicadora. TITULAÇÃO: Titule o destilado com ácido clorídrico 0,02 M até a mudança de cor (violeta). Nota: realizar todas as etapas para o ensaio em branco. CÁLCULO: 12

13 VxMxfx14x100 % N P % P % Nx6,25 %N = teor de nitrogênio. v = ml de solução gastos na titulação da amostra - ml de solução gastos na titulação do branco. P = gramas da amostra. %P = teor de proteína. Material / Reagente Aparelho de Kjeldahl (bloco digestor e destilador) 1 Tubos de proteína 1 por grupo Bureta 50 ml, garra e suporte 1 por grupo Mistura catalítica (96% K2SO4 + 4% CuSO4) 10 g Ácido sulfúrico 500 ml Solução de hidróxido de sódio 60% m/v 500 ml Solução saturada de ácido bórico 500 ml Solução indicadora (2 partes de solução alcoólica de vermelho de metila e 1 parte de 50 ml solução alcoólica de azul de metileno) Solução de ácido clorídrico 0,02 M 1 L Balança analítica 1 por grupo Frasco para descarte 1 para o laboratório 13

14 PROPRIEDADES FUNCIONAIS DE PROTEÍNAS 1. Capacidade de retenção de água pelas proteínas da carne A capacidade das proteínas de absorver e reter água tem papel fundamental na textura de diversos alimentos. Alterações no ph, por afetar a magnitude da carga líquida das moléculas protéicas, resulta em alteração na sua capacidade de se associar com a água. No PI, quando a carga líquida é nula, aumentam as interações proteína-proteína e são reduzidas a um mínimo as interações proteína-água. Desse modo, a capacidade de retenção de água (C.R.A.) também é reduzida na faixa de ph correspondente ao PI da proteína. No caso da carne, a C.R.A. das proteínas presentes é importante para suas características organolépticas, em particular a suculência. As alterações de ph que acontecem como resultado de transformações bioquímicas no post-mortem influem decisivamente sobre a C.R.A.. A adição de sais no processamento de produtos cárneos também pode ter influência importante sobre a C.R.A. do produto final. OBJETIVO: Comparar o efeito de sais na C.R.A. de carnes. 1. Pesar 4 porções de 100,0 g de carne moída sem gordura em béquer de 250 ml. 2. Incorporar à primeira porção 5,0 g de cloreto de sódio, à segunda 5,0 g de fosfato dissódico e à terceira 5,0g de ácido cítrico. A quarta porção será utilizada como controle. 3. Misturar, homogeneizando cada uma das amostras. 4. Tampar as amostras com papel alumínio e as cozinhá-las a ºC durante 30 minutos. 5. Deixar resfriar e meça o volume do líquido formado com uma proveta de 50 ml. 6. Cortar as amostras e comparar a cor e textura. Reagentes para o laboratório Coalho comercial 1 frasco Cloreto de sódio, ácido cítrico e fosfato dissódico 50g cada Material (para o laboratório) Banho ajustado a º C 2 Balança semi-analítica 3 Espátulas 3 Papel alumínio 1 rolo Material (por grupo) Béquer de 250 Ml 4 Espátula 1 Proveta de 100mL 1 14

15 2. PI da caseína e formação do coalho no leite. Efeito dos íons cálcio. O leite contém entre 3-4% de proteínas, a caseína corresponde a cerca de 85% destas, o restante é composto por lactoalbumina e lactoglobulina. A caseína pode ser obtida pela ação da renina (coalho) ou pelo abaixamento do ph do leite até o PI da caseína. Sobram em solução as demais proteínas. A precipitação da caseína por renina está ligada a presença de íons cálcio e ao desdobramento da - caseína. OBJETIVO: Observar a formação do coalho do leite e verificar o efeito dos íons cálcio em sua formação. 1. Separar 3 porções de 200 ml de leite em béquer de 400 ml. 2. Metade dos grupos irá tratar as amostras com os seguintes reagentes: a. 5 ml de HCl a 10% e verifique se o ph chega a 3-4, caso contrário adicione mais ácido. b. 5 ml de EDTA (ph 7) e 5 ml de HCl a 20% c. 4 ml de CaCl2 a 10% (ph 6-7) e 5 ml de HCl a 20%. A outra metade dos grupos irá substituir o HCl por coalho para todos os tratamentos, na quantidade indicada pelo fabricante, nesse caso não há a necessidade de determinar o ph das amostras. 3. Homogeneizar as amostras e colocá-las em estufa a 40ºC por cerca de 50 minutos. 4. Quebre o coalho formado (se necessário) e verifique a consistência e aparência dos mesmo. Faça comparações entre grupos que fizeram tratamentos distintos. Reagentes para o laboratório Coalho 1 frasco Solução de HCl (20%) 200 ml EDTA (ph 7) 100 ml Solução de CaCl2 a 10% (ph 6-7) 100 ml Material (para o laboratório) Estufa a 40º C 1 Balança semi-analítica 3 Fitas de ph q.s. Papel de filtro q.s. Material (por grupo) Béquer de 400 ml 3 Bastão de vidro 3 Proveta de 100mL 1 15

16 3. Glúten A formação do glúten por associação de proteínas presentes na farinha é indispensável ao crescimento de massas, e a desnaturação do mesmo permite a manutenção da estrutura de massas prontas em que o CO2, produzido por agentes químicos ou biológicos, o ar e o vapor de água foram os fatores de seu crescimento. A gelatinização do amido e a presença de gorduras colaboram para a estrutura e maciez das massas prontas. OBJETIVO: Preparação do glúten e estudo de suas propriedades. 1. Pesar 500g de farinha de trigo e amasse com água apenas suficiente para obter uma massa moldável elástica e facilmente destacável do recipiente. 2. Continue amassando em água corrente até que a água não apresente cor branca. 3. Retire o máximo de água possível com o auxílio de uma peneira. 4. Divida o glúten em 3 partes iguais e trate cada uma delas da seguinte forma: a) a primeira parte adicione 1 g de fermento químico e deixe crescer por 20 minutos. b) a segunda adicione 2,0 g de bissulfito de sódio. c) a terceira parte servirá de testemunha. 7. Homogeneizar as três porções de modo igual e asse por minutos a 200ºC. 8. Compare, após esfriar, a cor, altura e textura de cada um dos produtos. Reagentes / material para o laboratório Bissulfito de sódio 20g Fermento químico 1 pote Balança semi-analítica 4 Farinha de trigo 2 kg Margarina / óleo para untar 1 Material (por grupo) Tigela plástica (volume de aproximadamente 1500 ml) 1 Peneira 1 Forma de alumínio OU béqueres de 600 ml 1 OU 3 REFERÊNCIAS: ANVISA, Métodos Físico Químicos para Análise de Alimentos; IV Edição; Instituto Adolfo Lutz, Brasília; Agência Nacional de Vigilância Sanitária, Ministério da Saúde, BOBBIO, F.O. e BOBBIO, P.A.; Manual de laboratório de Química de Alimentos, 1ª edição, Livraria Varela, CECCHI, H. M.; Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos, 2ª edição, Editora UNICAMP,