MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO SECRETARIA DE EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA CENTRO FEDERAL DE EDUCAÇÃO TECNOLOGICA BENTO GONÇALVES

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1 MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO SECRETARIA DE EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA CENTRO FEDERAL DE EDUCAÇÃO TECNOLOGICA BENTO GONÇALVES CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA ESTUDOS HISTOLÓGICOS E EPIDEMIOLÓGICOS PARA POSTERIOR DESENVOLVIMENTO DE UM MODELO DE INFECÇÃO PARA A PODRIDÃO DA UVA MADURA FRANCIELE GALVAGNI GUERREIRO BENTO GONÇALVES, OUTUBRO DE 2006

2 MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO SECRETARIA DE EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA CENTRO FEDERAL DE EDUCAÇÃO TECNOLOGICA BENTO GONÇALVES CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA ESTUDOS HISTOLÓGICOS E EPIDEMIOLÓGICOS PARA POSTERIOR DESENVOLVIMENTO DE UM MODELO DE INFECÇÃO PARA A PODRIDÃO DA UVA MADURA FRANCIELE GALVAGNI GUERREIRO Trabalho de estágio apresentado como requisito para conclusão do Curso Superior de Tecnologia em Viticultura e Enologia. Orientador: Prof. Dr. Eduardo Giovannini Supervisor: Dr. Lucas da Ressurreição Garrido BENTO GONÇALVES, OUTUBRO DE 2006

3 AGRADECIMENTOS A Deus Através de minha fé, das minhas orações, de meu amor, Te agradeço por tudo que fui, que sou e que ainda serei e, principalmente por nunca me ter deixado nos momentos difíceis e por me ter permitido chegar até aqui. A Rosa, Diomira e Nei Fernando Obrigado por tudo o que fizeram por mim, sem que ao menos eu soubesse. E, sobretudo, obrigado pela lição de amor que me ensinaram toda a vida. Queira Deus que eu possa transmiti-la no exercício de minha profissão e ensinar meus descendentes com a mesma dignidade com que vocês a fizeram chegar até mim. Ao Prof. Dr. Eduardo Giovannini e ao Dr. Lucas da Ressurreição Garrido Minha gratidão aos que, pelo resultado de um esforço comum, repartiram comigo seus conhecimentos, transformando meus ideais em realizações. Aos colegas do laboratório de Fitopatologia A convivência humana é a mais doce experiência que o homem pode almejar, é uma das maiores satisfações que alegra nossas vidas. Pela dedicação e pela amizade com que me acolheram neste curto espaço de tempo, o meu muito obrigado! Aos Funcionários da Embrapa Uva e Vinho Meus agradecimentos a todos aqueles que em qualquer momento se colocaram disponíveis para que mais esta etapa fosse realizada.

4 RESUMO A podridão da uva madura tem sido uma moléstia importante nos vinhedos da Serra Gaúcha nestes últimos anos. Além dos testes com fungicidas visando o seu controle, poucos estudos foram efetuados a nível de Brasil. Uma das formas de sobrevivência do patógeno Glomerella cingulata são os restos culturais da videira. O objetivo do trabalho (estágio) foi estudar algumas formas de controle do fungo presente nos restos culturais contaminados naturalmente e inoculados artificialmente; estudar a germinação dos esporos em diferentes temperaturas e a realização de análises histológicas visando compreender melhor a patogênese da interação patógeno x hospedeiro. No primeiro ensaio não foi observado a presença de G. cingulata nos isolamentos efetuados, apenas contaminantes de ambiente como Aspergillus japonicus, Penicillium sp. Rhyzopus sp. e Trichoderma sp. No segundo ensaio observou-se que a maior germinação ocorreu a 22 ºC ou um pouco acima e a menor a 16 ou 30 ºC. Nos estudos histológicos foram observadas várias fases da infecção de bagas de uva cv. Rubi por G. cingulata como a germinação dos esporos, formação do apressório, a formação do acérvulo e a produção dos esporos sobre os mesmos.

5 SUMÁRIO 1 LISTA DE FIGURAS INTRODUÇÃO OBJETIVOS Objetivo Genérico Objetivos Específicos REVISÃO BIBLIOGRÁFICA Fungos Controle de moléstias Podridão da Uva Madura MATERIAIS E MÉTODOS Ensaio (1): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais frente a diversos tratamentos Ensaio (2): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais Ensaio (3): Avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata em meio de cultura Ágar-Água (AA) submetidas a diferentes temperaturas Ensaio (4): Histologia da infecção de G. cingulata em bagas de uva cultivar Rubi RESULTADOS E DISCUSSÃO Ensaio (1): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais frente a diversos tratamentos Ensaio (2): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais Ensaio (3): Avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata em meio de cultura Ágar-Água (AA) submetidas a diferentes temperaturas Ensaio (4): Histologia da infecção de Glomerella cingulata em bagas de uva cultivar Rubi CONCLUSÃO... 38

6 8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS Anexos Anexo Anexo

7 1 LISTA DE FIGURAS Figura 1 - Acérvulos do fungo Figura 2 - Sintomas da podridão da uva madura nos cachos Figura 3 - Incidência de fungos presentes nos restos culturais, procedentes da Vinícola Aliança após tratamentos com: A Testemunha, B Trichoderma, C - Calda Sulfocálcica e D Calda bordalesa Figura 4 - Incidência de fungos presentes nos restos culturais, procedentes da Embrapa após tratamentos com: A Testemunha, B Trichoderma, C- Calda Sulfocálcica e D Calda bordalesa Figura 5 Germinação de esporos de G. cingulata as 5 e 22 horas sobre meio de ágar-água em diferentes temperaturas de incubação Figura 6 Conídios produzidos em acérvulos de Colletotrichum gloeosporioides (fase perfeita G. cingulata) sobre bagas de uva Figura 7 Esporos de Colletotrichum gloeosporioides (Fase perfeita G. cingulata) com tubo germinativo Figura 8 Conídios de Colletotrichum gloeosporioides com formação do apressório no final do tubo germinativo longo (A) ou curto (B) Figura 9 Acérvulos de C. gloeosporioides formados nos tecidos de bagas de uva Rubi Figura 10 - Acérvulo de C. gloeosporioides produzido sobre bagas de uva Rubi inoculadas Figura 11 Detalhes dos conidióforos de C. gloeosporioides produzidos no interior de acérvulos com conídios formados sobre as células conidiogênicas Figura 12 Conídios liberados da matriz produzida no interior do acérvulo de C. gloeosporioides Figura 13 Conídios de C. gloeosporioides mostrando os lóbulos formados no interior e a septação Figura 14 Conídios e hifas produzidas no interior de ferimentos efetuados em bagas de uva cv. Rubi após inoculações com G. cingulata... 37

8 2 INTRODUÇÃO No estado do Rio Grande do Sul o cultivo de videiras é de grande importância, sendo este responsável pela produção de mais da metade das uvas colhidas no país. A região serrana concentra a maior quantidade de produtores do Estado, nesta as condições climáticas são bem distintas tendo temperatura média em torno de 16ºC e umidade relativa em torno de 77%, tais condições são favoráveis ao desenvolvimento de doenças, ocorrendo assim uma diminuição na produção. Uma das doenças que causam sérios danos à viticultura Gaúcha é a Podridão da Uva Madura, causada pelo fungo G. cingulata. Esta ataca os frutos maduros ou em estado de maturação, atingindo tanto as cultivares hibridas e americanas como as viníferas. Condições de alta umidade relativa e temperatura elevada favorecem o desenvolvimento da moléstia. Esta se manifesta na forma de manchas pardoavermelhadas migrando para todo o fruto, a partir daí começa o estádio de desenvolvimento do patógeno. Este trabalho foi desenvolvido a fim de aprimorar os estudos sobre as interações do patógeno x fruto, visto que não há um aprofundamento nos estudos da moléstia. A determinação destas interações (formas de sobrevivência, período de desenvolvimento da moléstia, avaliação da infecção das bagas) se torna de grande valia para determinação de meios para controle do patógeno. A eficácia na determinação destes meios de controle se torna fundamental para que os produtores não sofram com grandes perdas em suas safras, atingindo assim melhores padrões de qualidade e redução do percentual de infecção dos parrerais.

9 3 OBJETIVOS 3.1 Objetivo Genérico Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais frente a diversos tratamentos e a uma compostagem; Avaliação da germinação de esporos de G. cingulata sob diferentes temperaturas. Histologia da infecção de G. cingulata em uvas da cv. Rubi. 3.2 Objetivos Específicos Avaliação da presença e identificação de fungos de restos culturais isolados em meio de cultura BDA ácido (batata-dextrose-ágar) e submetidos a quatro tratamentos distintos (Testemunha, Trichoderma, Calda Sulfocálcica e Calda Bordalesa). Avaliação do número de esporos germinados e a presença de apressório de G. cingulata em uma suspensão de esporos do fungo, submetidas a quatro temperaturas distintas (16.5ºC, 20ºC, 22ºC e 30ºC) pelo período de vinte e quatro horas e avaliadas cinco e vinte e duas horas após o preparo da suspensão, a fim de determinar a temperatura ótima de germinação do fungo. Avaliação da infecção de bagas de uva por G. cingulata (esporos, germinação, formação de apressório e acérvulos) ao longo do tempo, incubadas a temperatura de 27.5ºC, através de estudos histológicos.

10 4 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA A cultura da videira teve seu inicio na Ásia Ocidental, entre a Armênia e a Pérsia, entre os Mares Negro e Cáspio (Giovannini, 1999). Coube aos navegadores fenícios transportá-la para Roma, bem como para outras regiões do Mediterrâneo (Sousa, 1996). O cultivo da videira no Brasil teve inicio por volta do ano de 1540, na capitania de São Vicente (Sousa, 2002). A partir do século XIX foram trazidas ao Brasil videiras americanas rústicas, de maior resistência a pragas e doenças, apresentando também maior adaptação ao clima brasileiro. Nos anos 60 a viticultura nacional foi se expandindo para outros Estados. A viticultura brasileira está por completa baseada no plantio de cultivares importada, européias e norte-americanas. Estas cultivares apresentam atributos de qualidade reconhecidos pelo mercado interno e externo, porém apresentam problemas de adaptação dificultando seu cultivo e gerando gastos excessivos com a produção. Entre os problemas existentes podemos destacar: dormência das gemas, dominância apical, baixa fertilidade, falta de vigor e suscetibilidade a pragas e doenças fúngicas. O Estado do Rio Grande do Sul é o maior produtor nacional. No ano de 1999, sua produção foi de toneladas, que correspondem a 54,7% do total colhido no País (Sousa, 2002). A principal região produtora do Estado é a Microrregião 016 Caxias do Sul (que também é denominada Serra Gaúcha) (Giovannini, 1999). Essa região é serrana com altitudes variando entre 600 e 1000 m. Quanto ao regime pluviométrico, a precipitação gira em torno de 1900 mm anuais, que são bem distribuídos por todos os meses, com a freqüência média de 120 dias por ano. A

11 temperatura média fica perto dos 16ºC no período de Janeiro à Março, a média das temperaturas máximas é pouco superior à 25ºC, enquanto a máxima absoluta supera os 30ºC. Por sua vez a média das temperaturas mínimas que ocorrem no período de Junho a Agosto, situa-se ao redor dos 8ºC, a mínima absoluta alcança os -7ºC. A umidade relativa do ar é de 77% em média, e a insolação anual gira em torno de 2200 horas (Sousa, 2002). A videira está sujeita a muitas pragas e moléstias, fazendo com que ocorra uma diminuição na quantidade e na qualidade dos frutos colhidos. Diversas são as causas que podem levar a videira à morte, tanto as pragas como as moléstias quando não controladas adequadamente ocasionam a debilitação progressiva da planta (Garrido, 2004). Uma das moléstias que provocam sérios danos à viticultura é a Podridão da Uva Madura, atingindo tanto as cultivares hibridas e americanas como também as viníferas. O agente causal da Podridão da Uva Madura é o fungo G. cingulata. Esta tem causado nos últimos anos perdas expressivas na produção de uva para processamento na Serra Gaúcha. A moléstia incide nas uvas maduras ou em processo de amadurecimento. Até a safra de 2000/2001, ocorria em vinhedos com níveis baixos. Porém, houve um aumento nas epidemias devido a procura por melhores padrões de qualidade do vinho, o que resultou em uvas com melhor maturação, associadas à presença de condições climáticas altamente favoráveis a infecção pelo patógeno. Condições de alta umidade e temperaturas médias de 25ºC a 30ºC favorecem o desenvolvimento da moléstia. O primeiro sintoma é o apodrecimento dos frutos já maduros, a partir disso se manifesta em forma de manchas pardo-avermelhadas estendendo-se por todo fruto, em seguida aparecem pontuações escuras (acérvulos do fungo), nos quais se formam os conídios. O controle do patógeno deve incluir práticas de descarte e incineração dos frutos mumificados e de restos culturais provenientes da poda do inverno, bem como aplicação dos tratamentos adequados para controle do fungo. O ambiente é de importância crucial sobre as moléstias de plantas, isto já vem sido notado desde os tempos mais antigos quando a aparição de algumas 11

12 moléstias era imediatamente associada às mudanças climáticas e ambientais. Acreditava-se, porém que os microorganismos surgiam de forma espontânea das plantas ou do ambiente, através das condições desfavoráveis do tempo. Assim sendo, os efeitos do patógeno não eram separados daqueles exercidos pelo ambiente até que De Bary e outros comprovaram o papel dos fungos como agentes causadores de moléstias de plantas (Galli et al., 1978). Com estes estudos a questão do ambiente ficou um pouco a parte, até que em 1874, o alemão Sorauer em uma publicação descreveu os fatores ambientais não só como influenciadores de moléstias infecciosas, mas também de moléstias não infecciosas. A partir de então a relação entre moléstias de plantas e o ambiente tem sido estudada com mais intensidade. As epidemias ocorrem somente quando certas condições são preenchidas. Tornam-se necessários a presença de uma fonte de inóculo, disponibilidade dos hospedeiros suscetíveis e ocorrência de condições ambientais apropriadas para possibilitar o desenvolvimento da infecção. A epidemiologia estuda as interações entre as populações do patógeno e do hospedeiro, correlacionando-as com as condições climáticas e as interferências humanas. Esta ciência tem por objetivo determinar o comportamento de uma moléstia levando-se em conta particularidades do hospedeiro e do patógeno, sob influência do meio ambiente e do homem (Michereff, 2006). O patógeno pode interagir de forma diferenciada ao ser inserido dentro de um determinado ambiente, pois o mesmo poderá afetar a disponibilidade, estádio de crescimento e suscetibilidade genética do hospedeiro, bem como a sobrevivência, a taxa de multiplicação, a esporulação, a distância de disseminação do patógeno, a taxa de germinação dos esporos e a penetração. As variáveis ambientais que mais afetam o desenvolvimento de epidemias de moléstias de plantas são: a umidade e a temperatura. A exposição de plantas a altas ou baixas temperaturas pode aumentar ou diminuir a suscetibilidade a moléstias. O aumento da suscetibilidade muitas vezes é resultante de uma debilitação da planta quando exposta a temperaturas sub-ótimas para o seu desenvolvimento (Galli, 1978). 12

13 Estas plantas tornam-se fracas e predispostas à moléstia, uma vez que o patógeno permanece vigoroso e mais forte que o hospedeiro. Temperaturas também reduzem a quantidade de inóculo de fungos que sobrevivem a invernos rigorosos. Adicionalmente, invernos muito frios reduzem o número de vetores sobreviventes, bem como baixas temperaturas reduzem a atividade dos mesmos durante a estação de cultivo. O efeito mais comum da temperatura em epidemias, no entanto, é sobre o patógeno durante as fases de germinação de esporos, penetração no hospedeiro, crescimento ou reprodução, colonização e esporulação. Quando a temperatura permanece favorável durante estas fases, os patógenos policíclicos completam o ciclo da moléstia em menos tempo, resultando em mais ciclos durante a estação de cultivo. No solo, baixas temperaturas reduzem a absorção de nutrientes e, consequentemente, a planta permanece subdesenvolvida, facilitando a ação de patógenos, principalmente dos causadores de tombamentos. Umidade abundante, prolongada ou freqüente, seja na forma de orvalho, chuva ou mesmo umidade relativa é fator predominante no desenvolvimento da maioria das epidemias causadas por fungos, facilitando a reprodução e a disseminação da maioria dos patógenos. Em alguns casos, no entanto, fitopatógenos habitantes do solo, como Fusarium sp., são mais severos em climas secos, já para outros fungos como Phytophthora, a alta umidade do solo é de extrema importância (Michereff, 2006). 4.1 Fungos Os fungos são organismos vegetais, eucarióticos cujos núcleos são dispersos em um micélio (conjunto de hifas) contínuos ou septados e carentes de clorofila, não possuem plastos ou pigmentos fotossínteticos. São heterotróficos (isto é, se nutrem de substâncias já elaboradas), tendo como base de sua alimentação a matéria orgânica inanimada, ou sendo parasitas (facultativos ou biotróficos) de hospedeiros vivos - causam doenças humanas, vegetais e animais (Michereff, 2006). 13

14 São saprófitas decompõem resíduos complexos de plantas e animais, transformando-os em formas químicas mais simples, que retornam ao solo. Os fungos suportam sobre cargas mais severas que a maior parte dos microorganismos. Mesmo necessitando de umidade para o seu desenvolvimento, os fungos filamentosos podem sobreviver em ambientes desidratados (produzindo espóros e entrando em estado de vida latente). Grande parte dos fungos são aeróbios, tendo o crescimento estimulado pelo fornecimento abundante de oxigênio. Seu desenvolvimento ocorre numa ampla faixa de temperatura, com ótimo de 22º a 30ºC para a grande maioria das espécies. O crescimento dos fungos é constituído de duas fases: Vegetativa e Reprodutiva. Fase vegetativa: o corpo dos fungos é denominado micélio, este é formado por inúmeros filamentos microscópicos com parede celular bem definida, que se apresentam entrecruzados e ramificados, chamados hifas. As hifas podem ter a seguinte classificação: cenocíticas ou septadas. Cenocíticas: não possuem septo e constituem uma célula longa com muitos núcleos. Septadas: têm um septo que divide os filamentos em células distintas contendo núcleos. Existe um poro em cada septo que torna possível o citoplasma e os núcleos migrarem entre as células. A região de crescimento da hifa é sua extremidade, onde localiza-se o protoplasma. Este sintetiza um grande número de enzimas e ácidos orgânicos, difundidos no substrato (restos de cultura, plantas vivas, etc.). as enzimas e ácidos atuam quebrando os constituintes do substrato (celulose, açúcar, amido, etc.), que servem como fonte de alimento e energia para o fungo. O crescimento do micélio de um fungo parasita em relação ao tecido hospedeiro pode ser externo ocorrendo como um denso emaranhado na superfície de folhas, caules ou frutos, não penetrando na epiderme dos órgãos e nutrindo-se através de exsudados (açúcares) da planta; ou interno desenvolve-se entre a cutícula e as células epidermais; intercelular, penetrando no hospedeiro e localizando-se nos espaços intercelulares, sem penetrar nas células, sendo os nutrientes absorvidos através de órgãos especiais chamados haustórios (estruturas 14

15 constituídas de células da hifa) ou diretamente por difusão através da parede celular; ou intracelular, penetrando dentro da célula hospedeira, absorvendo os nutrientes diretamente. Algumas espécies têm capacidade de penetrar diretamente pela superfície intacta do hospedeiro. Estas espécies apresentam órgãos especiais, chamados apressórios, que se fixam na superfície do hospedeiro e no ponto de contato ocorre a dissolução do tecido formando um pequeno orifício. Fase Reprodutiva: constituem seus orgãos de multiplicação e propagação. Os esporos podem ser assexuais e sexuais. A fase associada com os esporos assexuais é conhecida como fase imperfeita do fungo, enquanto aquela associada com a produção de zigoto e chamada de fase perfeita. 1. Reprodução assexuada - muito comum nos fungos, não ocorre fusão de gametas, somente mitoses sucessivas. Os micélios podem produzir milhares de esporos assexuados (através das hifas aéreas), sua finalidade é disseminar a espécie e são estruturados para serem dispersos pelo micélio-mãe. Quando jovens apresentam coloração branca, adquirindo cor com a idade. 2. Reprodução sexuada - ocorre de vários modos diferentes, os esporos normalmente são produzidos pela fusão de duas células reprodutivas (gametas) em uma célula fertilizada, a qual sofre meiose e devolve ao núcleo o estado haplóide. Cultivo de fungos: os fungos filamentosos podem ser estudados pelos mesmos métodos gerais de cultura usados em bacteriologia. Quase todos crescem aerobiamente nos meios bacteriológicos comuns numa faixa térmica de 20º a 28ºC, a maioria dos bolores desenvolvem-se mais lentamente que as bactérias, de modo que, com inóculos mistos as populações bacterianas podem abafar a multiplicação dos fungos. Recomenda-se com isso o uso de meios que favoreçam o seu crescimento embora não sejam bons para as bactérias meios ácidos (ph 5,6). Com concentrações relativamente altas de açúcares, são tolerados pelos bolores, inibindo muitas bactérias. 15

16 4.2 Controle de moléstias O controle de moléstias de plantas é o mais importante objetivo da fitopatologia. Sem controle podem ocorrer enormes prejuízos (Kimati et al., 1995). O controle químico de moléstias de plantas visa garantir assim como outros métodos, a produtividade e qualidade dos produtos cultivados. Mas em algumas culturas altamente sensíveis à patógenos, o emprego do controle químico se torna a única prática capaz de garantir sanidade das plantas. Os fungicidas são mais amplamente utilizados, sendo classificados em produtos de contato ou erradicantes, protetores ou residuais e curativos ou sistêmicos. Os produtos de contato tem por finalidade controlar o patógeno através do contato direto com o microorganismo, reduzindo o inóculo, já os produtos protetores impedem a instalação do patógeno. Os sistêmicos atuam como terapêuticos curativos ou imunizando tecidos sadios, um produto protetor muitas vazes pode atuar como erradicante, enquanto que os sistêmicos são curativos e podem agir como protetores, erradicantes e imunizantes. Principais fungicidas protetores: Calda sulfocálcica é utilizada principalmente nos tratamentos erradicantes de inverno, em plantas de clima temperado, tendo como base o enxofre. A mistura de polissulfetos e tiossulfato de cálcio da calda sulfocálcica é rapidamente transformada em enxofre elementar na superfície da folha. Em pulverizações protetoras, a calda deve ser aplicada em menor dosagem do que a do enxofre, devido a sua maior fitotoxidez, a qual é atribuída a maior solubilidade em água e maior capacidade de penetração na planta. Calda bordalesa é uma suspensão coloidal de um precipitado gelatinoso azulado de hidróxido de cobre, praticamente insolúvel em água, estabilizado pela absorção de sulfato de cálcio. Essa concentração de calda recém preparada alterase com o tempo, razão porque é preciso aplica-lá logo após o seu preparo. As dosagens das formulações variam de 0,5 a 1,3 Kg de cada componente para 100 litros de calda final. pode ser fitotóxica, principalmente em tecidos jovens e em baixas temperaturas (Michereff, 2006). 16

17 4.3 Podridão da Uva Madura A Podridão da Uva Madura causa sérios danos à viticultura do Rio Grande do Sul, como resultado da sua incidência sobre os frutos (Gallotti et al., 2004). Aparece nas uvas maduras ou em processo de maturação ocorrendo com maior freqüência nas variedades hibridas e americanas, atingindo também as variedades viníferas onde os problemas são maiores. Juntamente com a podridão-amarga e talvez outros fungos mais, esta moléstia forma um complexo de destruição da uva conhecido por podridões do cacho (Sousa, 1969). Etiologia: a moléstia é causada pelo fungo Glomerella cingulata (Ston.) Spauld & Schrenk, fase perfeita ou sexual. Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc, fase imperfeita ou assexual produz acérvulos sub-epidérmicos alinhados em círculo, produz conídios hialinos com gutulas, variando de 12 a 21 x 3,5 a 6 µm, arredondados nas terminações e ligeiramente curvados. O peritécio é sub-esférico, arcos subclavados, medindo 42 a 60 x 10 a 12 µm, com ascósporos que medem 12 a 24 x 4 a 6 µm (Fajardo, 2003). Hospedeiros: Além da videira, outras plantas frutíferas são hospedeiras do patógeno como, por exemplo, macieira, ameixeira, abricó, marmeleiro, nespereira, pessegueiro, pereira, cerejeira, amendoeira, goiaba, mamoeiro, maracujá, mangueira, cajueiro, jaqueira, abacateiro, citrus, pinha, cherimóia, meloeiro, figueira, morangueiro, dentre outras. Sintomalogia: o fungo pode atacar sarmentos e ramificações do cacho, mas é principalmente sobre os frutos que ocorrem os maiores danos (Galloti et al., 2004). A primeira evidência da moléstia se manifesta na forma de manchas pardas avermelhadas que se estendem progressivamente a todo o fruto. Superficialmente na parte afetada, desenvolvem-se pontuações escuras levemente salientes (acérvulos do fungo), dentro dos quais se formam os conídios (Figura 1). Neste estágio, a podridão pode ser confundida com a Podridão Amarga (Galli, 1980). 17

18 Figura 1 - Acérvulos do fungo. A diferenciação dos mesmos ocorre devido observação das pontuações cinza-escuras, que não são tão negras e grandes quanto as produzidas por Melanconium. Essas pontuações abrem-se exibindo um crescimento róseo do fungo, sendo fácil a identificação da moléstia. As bagas apodrecidas apresentam depressões no ponto de infecção e gradualmente tornam-se murchas e mumificadas (Figura 2), enquanto que os esporos continuam a ser produzidos. Figura 2 - Sintomas da podridão da uva madura nos cachos Etiologia: A moléstia pode sobreviver de um ano para outro na forma de micélio estromático (em condições favoráveis de umidade e temperatura, produz conídios em abundância), ou de conídios dissecados (conservam seu poder germinativo por vários meses). O inoculo primário é produzido em frutos mumificados caídos ao solo ou nas lesões dos ramos, através de conídios produzidos em acérvulos. Os conídios e ascósporos são embebidos em um material mucilaginoso hidrofílico, freqüentemente chamado de matriz de esporos. Este material é constituído principalmente de polissacarídeos e glicoproteínas com vários componentes secundários incluindo várias enzimas (Garrido et al., 2006). 18

19 Quando esta estrutura reprodutiva (peritécio ou acérvulo) amadurece sob condições secas, a matriz mantém os esporos agrupados. A matriz pode ter várias funções como: inibir a germinação prematura dos esporos, assegurando a distribuição dos esporos após subseqüente diluição; manter a viabilidade dos mesmos sob condição de baixa umidade; proteger os esporos de temperaturas extremas, ultravioleta e de efeitos tóxicos de metabólitos da planta (Garrido et al., 2006). Na disseminação do inóculo, a água é de grande importância, havendo necessidade de diluição prévia da substância mucilaginosa que envolve a massa de conídios, para que eles germinem. Após a germinação, forma-se um apressório que é essencial para a infecção, pois se fixa firmemente na parede do hospedeiro. Este pode penetrar na baga das seguintes maneiras: pelos estômatos; por meio de um ferimento ou pela penetração direta (onde desenvolve uma pequena infecção que penetra pela cutícula e pela parede de células do hospedeiro com pressão hidrostática e a assistência de enzimas cutinolíticas e celulolíticas). Nas lesões formam-se novamente acérvulos que disseminam inoculo para outras partes da planta, transportados principalmente por água da chuva (Galli, 1980). G. cingulata em sua fase conidial resiste bem às condições adversas do ambiente. O desenvolvimento da Moléstia é favorecido em condições de alta umidade e temperatura média de 25 C a 30 C. Temperaturas elevadas ou muito baixas inibem o desenvolvimento do patógeno (Terra et al, 1993). O vento e a chuva são os principais responsáveis pela disseminação do fungo, sendo que insetos e outros animais também podem participar do processo. Durante o inverno o fungo sobrevive em frutos mumificados e pedicelos que são a fonte de inoculo primário (Fajardo, 2003). A produção de conídios se torna maior quando há um aumento na precipitação. Quando o conídio germina na sua extremidade do tubo germinativo forma-se o apressório, este irá penetrar diretamente na baga através de sua película. No inicio da primavera e durante a maturação do fruto, a liberação de conídios se torna maior, devido à presença de frutos mumificados e em estado de 19

20 apodrecimento. A infecção se dá em qualquer um dos estágios de desenvolvimento do fruto. A hifa penetra na película e permanece latente até a maturação da uva, quando então aparecem os sintomas primários. Quando os frutos estão maduros a hifa coloniza o pericarpo inter e intracelularmente, e os acérvulos são formados sobre a superfície do fruto (Fajardo, 2004). Estudos indicam que o patógeno ira permanecer em estado latente até a maturação dos frutos, a partir daí demora cerca de 48 a 72 horas para concluir todo o estádio de desenvolvimento (formação de conídios, apressório e penetração nas bagas). Medidas de controle: algumas características do patógeno influenciam seu comportamento e as estratégias necessárias para o seu controle: Capacidade de colonizar ou matar o tecido rapidamente, resultante do aumento do inóculo; Estádio de suscetibilidade do hospedeiro juntamente com condições úmidas torna-se necessária para o desenvolvimento da moléstia; Patógeno pode sobreviver na forma de uma apressório de parede grossa, que fica dormente na superfície do hospedeiro, ou na condição de uma infecção latente no tecido vegetal, permitindo que o mesmo sobreviva por longos períodos apesar das condições adversas. Evitar as condições de predisposição ajuda significativamente a reduzir as perdas com a moléstia. Algumas medidas podem ser tomadas: Retirada do vinhedo e a, subsequente, destruição das fontes de inóculo; Coletar todos os cachos mumificados que foram deixados no momento da colheita; Adotar espaçamentos que proporcionem boa aeração e insolação; Realizar poda verde; Utilizar adubação adequada; Evitar ferimentos nas bagas por meio do controle dos insetos-pragas; Transformar as ráquis e os pedicelos da uva, procedentes da vinícola, em composto orgânico; Tratamento de inverno com calda bordalesa e calda sulfocálcica para reduzir as fontes de inóculo. 20

21 5 MATERIAIS E MÉTODOS 5.1 Ensaio (1): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais frente a diversos tratamentos. O experimento foi conduzido no laboratório de Fitopatologia e nas Casas de Vegetação da Embrapa Uva e Vinho Condução do Experimento Os restos culturais utilizados no experimento eram provenientes da Vinícola Aliança (Farroupilha), cultivar Cabernet Sauvignon, supostamente contaminado com G. cingulata e armazenados em sacos dentro da casas de vegetação. Também utilizaram-se engaços de diversas cultivares procedentes da Embrapa Uva e Vinho, que foram posteriormente inoculados com G. cingulata e Botrytis cinerea e mantidos ao tempo, para posterior compostagem. Realizou-se a separação dos engaços, a retirada de uma amostra para isolamento de fungos e o restante foi dividida em quatro partes e utilizada para avaliação dos tratamentos: Testemunha (A); Trichoderma (B); Calda Sulfocálcica (C); Calda Bordalesa (D). Após a aplicação dos tratamentos por meio de pulverização, as amostras permaneceram no sol por cerca de 30 minutos para secarem e em seguida foram guardadas em sacos plásticos devidamente identificados.

22 Tabela 1 Tratamentos efetuados nos restos culturais da videira. Tratamento Engaço Vinícola Aliança Engaço Embrapa Testemunha (A) 0 0 Trichoderma (B) 2g/l 2g/l Enxofre como polisulfeto de cálcio 250,29g/l Calda Sulfocálcica (C) Enxofre como tiosulfeto de cálcio 15,20g/l Cálcio calculado como óxido de cálcio 128g/l idem Enxofre como monosulfeto 70,08g/l Inertes 528,43g/l Calda Bordalesa (D) (10g sulfato + 10g cal)/l (10g sulfato + 10g cal)/l O experimento foi inteiramente casualizado com quatro tratamentos, sendo o primeiro usado como testemunha. Os tratamentos foram aplicados uma única vez, e a partir disso, foram feitos isolamentos da ráquis de todas as amostras. Com esses dados foram calculados a percentagem de fragmentos infestados pelo fungo e a ação dos tratamentos em questão. Efetuou-se o isolamento dos fungos (Anexo 1) presentes nos restos culturais em placas de Petri contendo meio de cultura BDA (Batata-Dextrose-Ágar) ácido. Utilizou-se 03 placas com 05 fragmentos por placa, num total de 15 fragmentos por amostra. As avaliações das placas ocorreram nos dias 14/08 e 29/08 para os isolamentos feitos nos dias 07/08 e 18/08 respectivamente. 22

23 5.2 Ensaio (2): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais. e Vinho. O experimento foi conduzido no laboratório de Fitopatologia da Embrapa Uva Condução do Experimento Foram separadas amostras de restos culturais provenientes da Vinícola Aliança, que estavam nas Casas de Vegetação, e do parreiral localizado na Embrapa Uva e Vinho, ambas as amostras eram da variedade Cabernet Sauvignon. Estes restos culturais serviram de base para uma pilha de compostagem, feita na própria Embrapa. As amostras foram levadas ao Laboratório de Fitopatologia, onde foram cortadas em pequenos fragmentos, lavadas e secas em papel toalha, para posterior isolamento: Isolamento de fungos presentes em tecido vegetal - Material: o material utilizado foi o mesmo do ensaio (1). Procedimentos: o procedimento utilizado foi o mesmo do ensaio (1), diferindo apenas na quantidade de hipoclorito de sódio utilizada (50ml ao invés de 3ml). Foram preparadas 10 placas com 05 fragmentos isolados por placa, totalizando 50 fragmentos para cada uma das amostras. compostos: Recebimento do material proveniente da compostagem. Foram separados 03 Composto Velho (V): engaço proveniente da cantina da Embrapa; Composto A (A): engaço proveniente da Vinícola Aliança; Composto B (B): engaço proveniente da Embrapa inoculado com fungo G. cingulata. 23

24 Isolamento de fungos presentes em tecido vegetal - Material: o material utilizado foi o mesmo do ensaio (1). Procedimentos: o procedimento utilizado foi o mesmo do ensaio (1), diferindo apenas na quantidade de hipoclorito de sódio utilizada (50ml ao invés de 3ml). Foram preparadas 03 placas com 05 fragmentos isolados por placa, totalizando 15 fragmentos para cada uma das amostras. 5.3 Ensaio (3): Avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata em meio de cultura Ágar-Água (AA) submetidas a diferentes temperaturas. Para a avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata o experimento foi conduzido no laboratório de Fitopatologia, com esterilização de material a ser utilizado, preparo de meios de cultura, repicagem do fungo para produção de inóculo, preparo de suspensão de esporos e distribuição sobre o meio Condução do experimento O fungo selecionado foi G. cingulata código: CNPUV289, proveniente de videira/cacho, produtor Paulo Tesser Farroupilha, isolado pela primeira vez em 27/12/2004. O fungo foi repicado em 04 placas de Petri com BDA ácido (Anexo 1), as mesmas foram incubadas em BOD à 20ºC, até que houvesse o aparecimento de esporos. Quando se observou a esporulação foram preparadas suspensões de esporos (Anexo 1) que foram após a diluição, depositadas sobre o meio de cultura AA (ágar-água), incubaram-se em incubadoras (BOD) em quatro temperaturas distintas: T1-16.5ºC; T2-20ºC; T3-22ºC e T4-30ºC. A contagem foi realizada levando em conta a quantidade de esporos presentes nos 04 quadrantes das extremidades e no quadrante central, a soma dos 24

25 mesmos multiplicada por 50000, resulta a concentração de esporos da suspensão. A concentração utilizada foi 10 5 por ml. Após o preparo da suspensão, esta foi inoculada em placas de petri com ágar-água. Procedimentos: agitar bem a suspensão e micropipetar 200µl da mesma, colocar sobre o meio de cultura e com auxilio da alça de Drigalsky espalhar bem a suspensão, incubar em BOD. As contagens foram realizadas 05 e 22 horas após a inoculação, para a avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata. 5.4 Ensaio (4): Histologia da infecção de G. cingulata em bagas de uva cultivar Rubi. O experimento foi conduzido inteiramente no laboratório de Fitopatologia, com a separação das bagas e inoculação das mesmas Condução do experimento As uvas utilizadas no ensaio foram adquiridas no comércio. As mesmas foram lavadas, enxugadas e cortadas (prestando atenção em preservar parte do pedúnculo), num total de 44 bagas. Foi preparada uma suspensão de esporos do fungo G. cingulata, com concentração de 3,5 x 10 6 esporos. As bagas foram dispostas em uma bandeja, sobre papel toalha umedecido com água e após foram inoculadas com a suspensão de esporos, a bandeja foi envolta em um saco plástico e incubada na estufa a uma temperatura de 27.5ºC. Após 18 horas da inoculação foi montada em fixador a primeira lâmina para observação do desenvolvimento do fungo sobre as bagas (Anexo 1). Todas as lâminas preparadas foram fechadas com esmalte e guardadas em uma caixa para depois serem fotografadas. 25

26 As lâminas foram preparadas com os seguintes intervalos: 18h, 24h, 42h, 48h, 67h, 114h, 120h, 138h e 144h após a inoculação do fungo, num total de 72 lâminas. Também utilizou-se a descoloração dos tecidos cinco dias após a inoculação das bagas com uma solução de cloral hidratado e posterior coloração diferencial para observação das infecções. Preparo de cloral hidratado Material: 1. 25g de cloral hidratado (C 2 H 3 Cl 3 O 2 ), M = 165,40g/mol; 2. 10ml de água destilada. Procedimentos: a solução foi colocada em tubos eppendorf (1ml). Em seguida foram colocados fragmentos da película das bagas inoculadas, esses fragmentos permaneceram durante cinco dias para que ocorresse a descoloração do tecido e posterior montagem de lâminas. Os fragmentos foram colocados no cloral hidratado durante cinco dias consecutivos, e as montagens foram preparadas na semana seguinte (Anexo 1). Foram preparadas 15 lâminas durante uma semana. Oito dias após a inoculação as bagas já apresentavam sintomas da infecção. Primeiramente foram cortados pequenos pedaços onde havia o ferimento, estes pedaços foram fatiados o mais fino possível, para observação do avanço da infecção para dentro da baga. Material e procedimento: o material utilizado foi o mesmo do preparo das outras lâminas, bem como o procedimento para a montagem. 26

27 6 RESULTADOS E DISCUSSÃO 6.1 Ensaio (1): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais frente a diversos tratamentos. Nos restos culturais foram encontradas algumas espécies de fungos, conhecidos por ser contaminantes de superfície e habitantes do solo. Não foi encontrado nenhum isolamento de G. cingulata, provavelmente pela baixa percentagem de infecção, ou competição com outras espécies, não sendo obtido pelo número reduzido de amostras utilizadas. Nos isolamentos dos restos culturais observaram-se: Restos culturais obtidos na Vinícola Aliança Testemunha 01 (A) - Aspergillus japonicus e Penicillium sp.; Testemunha 02 (AI) - Aspergillus japonicus e Penicillium sp.; Calda Sulfocálcica (B) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp. e um isolado não identificado devido a ausência de esporulação; Trichoderma (C) - Aspergillus japonicus e Penicillium sp.; Calda Bordalesa (D) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp., Trichoderma e um isolado não identificado devido à ausência de esporulação;

28 Restos culturais obtidos na Embrapa: Testemunha 01 (A) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp., Fusarium sp. Rhizopus sp. e Trichoderma sp.; Testemunha 02 (AI) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp. e Fusarium sp.; Calda Sulfocálcica (B) - Fusarium sp. e um isolado não identificado devido a ausência de esporulação; Trichoderma (C) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp. Fusarium sp. e Pestalotia sp.; Calda Bordalesa (D) - Aspergillus japonicus, Penicillium sp., Fusarium sp., Pestalotia sp. e um isolado não identificado devido à ausência de esporulação; Os fungos Aspergillus japonicus e Penicillium sp., desenvolveram-se em todas as placas, o que leva a considerar que os tratamentos não foram eficientes para o controle de fungos presentes nos restos culturais. Na amostra da Vinícola Aliança observou-se a presença de outros gêneros (Trichoderma e outro isolado não identificado devido à ausência até o momento de esporulação) (Figura 3). Nos restos culturais da videira provenientes da Embrapa Uva e Vinho, que foram inoculados com uma suspensão de esporos de G. cingulata e de Botrytis cinerea, também apresentaram apenas contaminantes, não sendo obtido nenhum crescimento dos fungos inoculados, provavelmente pelo número de amostras coletado e ou competição com outros fungos presentes nos restos culturais. 28

29 Nº de fragmentos infestados - Aliança A1 A2 A3 AI1 AI2 AI3 B1 B2 B3 C1 C2 C3 D1 D2 D3 Tratamentos Aspergillus j. Penicillium sp. Outros Trichoderma Figura 3 - Incidência de fungos presentes nos restos culturais, procedentes da Vinícola Aliança após tratamentos com: A Testemunha, B Trichoderma, C - Calda Sulfocálcica e D Calda bordalesa. Na amostra de restos culturais da Embrapa com o tratamento B, notou-se uma redução do desenvolvimento dos fungos Aspergillus japonicus e Penicillium sp., enquanto que os outros tratamentos não foram observados efeito sobre o aparecimento dos fungos nos restos culturais (Figura 4). Nº de fragmentos infestados - Embrapa A1 A2 A3 AI1 AI2 AI3 B1 B2 B3 C1 C2 C3 D1 D2 D3 Tratamentos Aspergillus j. Penicillium sp. Fusarium sp. Outros Pestalotia Figura 4 - Incidência de fungos presentes nos restos culturais, procedentes da Embrapa após tratamentos com: A Testemunha, B Trichoderma, C- Calda Sulfocálcica e D Calda bordalesa. 29

30 6.2 Ensaio (2): Avaliação da sobrevivência de fungos em restos culturais. Neste ensaio efetuou-se a coleta de amostras dos compostos para avaliação das espécies de fungos existentes. No composto velho foram encontradas as espécies dos fungos Pestalotia sp. e Trichoderma sp.; no composto A, Rhizopus sp., Penicillium sp.; Fusarium sp. e Aspergillus japonicus; e no composto B, Trichoderma sp., Fusarium sp. e Rhizopus sp. De um modo geral o processo de compostagem não foi adequado tendo em vista que a temperatura interna da leira ter ficado ao redor de 30 ºC, insuficiente para a redução ou eliminação de fungos existentes. Também não se observou a presença de nenhum crescimento de G. cingulata. Novos ensaios serão realizados na próxima safra visando avaliar o efeito da compostagem sobre a sobrevivência de patógenos importantes para a cultura da videira. 6.3 Ensaio (3): Avaliação da germinação dos esporos de G. cingulata em meio de cultura Ágar-Água (AA) submetidas a diferentes temperaturas. Na avaliação do número de esporos germinados de Glomerella cingulata sobre meio ágar-água observaram-se que às cinco horas observou-se um menor número de esporos germinados em relação às 22 horas, sendo menor na temperatura mais baixa 16 ºC, com ligeira redução também a 30 ºC e com maior germinação entre 22 e 30 ºC. Resultados similares também foram observados na avaliação efetuada 22 horas após a deposição dos esporos sobre o meio, entretanto com um expressivo aumento da germinação, principalmente com a temperatura 22 ºC. De um modo geral fungos apresentam uma temperatura ótima para o seu crescimento entre 22 e 26 ºC e reduções significativas tanto em temperaturas baixas como altas. 30

31 Germinação oC 20oC 22oC 30oC Temperatura 22 h 5 h Figura 5 Germinação de esporos de G. cingulata as 5 e 22 horas sobre meio de ágar-água em diferentes temperaturas de incubação. 6.4 Ensaio (4): Histologia da infecção de Glomerella cingulata em bagas de uva cultivar Rubi. Neste ensaio procurou-se observar fases da patogênese de G. cingulata em bagas de uvas, tendo em vista que poucos trabalhos foram publicados. O conhecimento do processo que determina o sucesso da patogênese é um prérequisito para trabalhos bioquímicos e moleculares e é altamente relevante para o lado prático da patologia de plantas. Assim, o conhecimento do processo de infecção deve proporcionar informações para os epidemiologistas, nos quais baseiam seus modelos de previsão de moléstias e práticas agronômicas. Outro motivo também vem auxiliar nas práticas de controle informando as fases de fraqueza do ciclo do patógeno. A seguir será apresentada uma seqüência de figuras com a descrição das estruturas visualizadas. 31

32 Figura 6 Conídios produzidos em acérvulos de Colletotrichum gloeosporioides (fase perfeita G. cingulata) sobre bagas de uva. Os conídios são formados em um material mucilaginoso e hidrofílico, referido freqüentemente como matriz de esporos (Figura 6). Esta matriz é uma mistura complexa composta de polissacarídeos, glicoproteínas e vários componentes em menores quantidades como enzimas. Dentro do acérvulo este material mucilaginoso previne a germinação dos esporos (Barley & Jeger, 1992). Figura 7 Esporos de Colletotrichum gloeosporioides (Fase perfeita G. cingulata) com tubo germinativo. 32

33 Os esporos de C. gloeosporioides após deposição sobre o tecido da planta hospedeira (bagas) desenvolvem o tubo germinativo (Figura 7), sofrendo uma diferenciação complexa para formar o apressório (Figura 8A e *B). A B Figura 8 Conídios de Colletotrichum gloeosporioides com formação do apressório no final do tubo germinativo longo (A) ou curto (B). Apressórios são essenciais para o sucesso da infecção dos tecidos vegetais pelo patógeno. Eles podem ser globosos ou subglobosos e com ou sem lóbulos, diferindo em tamanho conforme a espécie do fungo. Estudos ultra estruturais tem 33

34 mostrado que apressórios de diversas espécies de Colletotrichum podem ter características em comum. Usualmente a parede do apressório tem uma estrutura de duas a três camadas compostas por entidades distintas de carboidratos, com melanina preferencialmente depositada em uma delas. A melanina dá ao apressório sua aparência típica escura e pode protegê-lo das radiações prejudiciais, além de ser importante no processo infeccioso (Barley & Jeger, 1992). Observou-se que os apressórios formados apresentavam coloração marrom, formato globoso a subgloboso e com tamanho variando de 7,5 a 10 µm x 5,0 a 8,0 µm. Durante a penetração da superfície do tecido hospedeiro, apressórios de algumas espécies, entre elas C. gloeosporioides, formam um poro germinativo na sua parede, que são rodeados por uma estrutura em forma de funil, chamada de funil apressorial. Este funil funciona como uma extensão do peg de penetração que concentra uma pressão hidrostática no sítio de infecção (Barley & Jeger, 1992). Figura 9 Acérvulos de C. gloeosporioides formados nos tecidos de bagas de uva Rubi. Após a infecção e colonização dos tecidos por G. cingulata, corpos de frutificação foram formados abaixo da epiderme da baga (Figura 9). Com a pressão ocasionada pela produção dos esporos a epiderme foi rompida com a formação típica dos acérvulos (Figura 10 e 11) expondo os conidióforos e os conídios do 34

35 patógeno. Os conídios formados apresentaram a forma cilíndrica a reta, ápice obtuso e a base truncada (Figura 12 e 13). Figura 10 - Acérvulo de C. gloeosporioides produzido sobre bagas de uva Rubi inoculadas. Figura 11 Detalhes dos conidióforos de C. gloeosporioides produzidos no interior de acérvulos com conídios formados sobre as células conidiogênicas. 35

36 Figura 12 Conídios liberados da matriz produzida no interior do acérvulo de C. gloeosporioides. Figura 13 Conídios de C. gloeosporioides mostrando os lóbulos formados no interior e a septação. 36

37 Neste ensaio efetuaram-se também ferimentos nas bagas de uva para observação do desenvolvimento da infecção. Observou-se que os ferimentos ocasionaram o escurecimento dos tecidos ao redor, provavelmente devido à oxidação dos ferimentos e acúmulo de substâncias protetoras (compostos fenólicos) como já observadas em cultivares resistentes (Figura 14). Observou-se que no interior dos ferimentos foram produzidas hifas e esporos provenientes de acérvulos desenvolvidos no seu interior. Figura 14 Conídios e hifas produzidas no interior de ferimentos efetuados em bagas de uva cv. Rubi após inoculações com G. cingulata. 37

38 7 CONCLUSÃO No ensaio do isolamento de fungos dos restos culturais de videira (engaço) de dois locais (Vinícola Aliança e Embrapa Uva e Vinho), foi possível apenas o isolamento de contaminantes de ambiente; A temperatura atingida pela leira de compostagem (em torno de 30ºC), não foi suficiente para reduzir a contaminação por fungos existentes nos restos culturais; A germinação dos esporos de G. cingulata foi maior na temperatura de incubação acima de 22 ºC, ocorrendo reduções a 30 ºC ou a 16 ºC; No ensaio dos estudos histológicos foi possível observar alguns estádios da patogênese do patossistema G. cingulata x uva, destacando a formação do apressório, a formação dos acérvulos da fase imperfeita do patógeno, o desenvolvimento dos conidióforos com conídios ainda fixados na célula conidiogênica e a formação das massas (matriz) de esporos produzidas na superfície de bagas de uva anteriormente inoculada.

39 8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS BARLEY, J.A. & JEGER, M.J. Colletotrichum biology, pathology and control. Wallingford: CAB International p BARNET, H. L.; BARRY, B. H. Illustrated Genera of Imperfect Fungi. Minneapolis, Minnesota: Burgess Publishing Company FAJARDO, T. V. M.; Uvas para Processamento. Fitossanidade. Cnpuv, Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, GALLI, F.; Manual de Fitopatologia. 2 ed. São Paulo, Agronômica Ceres v. GALLOTTI, G. J. M.; ANDRADE, E. R. de; SONEGO, O. R.; GARRIDO, L. da R.; GRIGOLETTI Jr., A.; Doenças da videira e seu controle em Santa Catarina. 2 ed. rev. e atual. Florianópolis, Epagri, p. (Boletim Técnico, 51). GARRIDO, L. da R., SONEGO, O. R., GOMES, V. N.; Fungos associados com o declínio e morte de videiras no Estado do Rio Grande do Sul. Fitopatologia Brasileira 29: GARRIDO, L. da R., SONEGO, O. R.; Podridão da Uva Madura. Bento Gonçalves, Embrapa Uva e Vinho, Set Disponível em site GIOVANNINI, E.; Produção de uvas para vinho, suco e mesa. Porto Alegre, Renascença, 364p