UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos

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1 UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos TESE Potencial de uso de amido modificado e de fibra de celulose, obtidos da cevada, na elaboração de biocompósitos Shanise Lisie Mello El Halal Química de Alimentos Pelotas, 2014

2 2 Shanise Lisie Mello El Halal Potencial de uso de amido modificado e de fibra de celulose, obtidos da cevada, na elaboração de biocompósitos Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos da Universidade Federal de Pelotas, como requisito parcial à obtenção do Título de Doutor em Ciência e Tecnologia de Alimentos. Comitê de Orientação Orientadora: Profª. Drª. Elessandra da Rosa Zavareze Co-orientador: Prof. Dr. Alvaro Renato Guerra Dias Pelotas, 2014

3 Universidade Federal de Pelotas / Sistema de Bibliotecas Catalogação na Publicação H157p Halal, Shanise Lisie Mello El HalPotencial de uso de amido modificado e de fibra de celulose, obtidos da cevada, na elaboração de biocompósitos / Shanise Lisie Mello El Halal ; Elessandra da Rosa Zavareze, orientadora ; Alvaro Renato Guerra Dias, coorientador. Pelotas, Hal127 f. HalTese (Doutorado) Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas, Hal1. Amido. 2. Acetilação. 3. Biocompósitos. 4. Fibras de celulose. 5. Oxidação. I. Zavareze, Elessandra da Rosa, orient. II. Dias, Alvaro Renato Guerra, coorient. III. Título. CDD : Elaborada por Gabriela Machado Lopes CRB: 10/1842

4 3 Banca examinadora: Profª. Drª. Elessandra da Rosa Zavareze FAEM/UFPEL Prof. Dr. Neftali Lenin Villarreal Carreño CDTec/UFPel Profª. Drª. Daniela Bianchini CCQFA/UFPel Drª. Vânia Zanella Pinto FAEM/UFPel Prof. Dr. Maurício de Oliveira FAEM/UFPel Dr. Rafael de Almeida Schiavon FAEM/UFPEL

5 4 Agradecimentos À Deus, que pela presença constante em minha vida, me manteve forte. À minha mãe Marisa, pela dedicação, compreensão, amizade e principalmente pelo amor e apoio constante em todos os momentos da minha vida. Sem você mãe, tudo seria mais difícil. Obrigada por cuidar do meu filho com tanto amor e dedicação. À minha irmã Shairane, que mesmo distante, sempre me deu apoio e torceu por mim. Ao meu marido Emerson pelo amor, companheirismo e paciência. Obrigado por ser um marido tão dedicado e um pai exemplar. Ao meu filho Arthur, o grande amor da minha e a maior riqueza que Deus me deu. Obrigada meu filho, tu és o grande incentivador da minha vida. À minha cunhada Charlene, que sempre esteve disposta a cuidar do Arthur, buscando ele na escolinha, e ultimamente ficando com ele aos finais de semana para que eu pudesse escrever a tese. À minha amiga e orientadora Prof. Dra. Elessandra da Rosa Zavareze, que é um exemplo de vida tanto pessoal quanto profissional. Sempre disposta a ajudar o próximo, e que ama intensamente o que faz. Obrigada por tudo, pela amizade, pelos ensinamentos e conselhos. Que tua vida seja sempre abençoada por vibrações de paz e amor, que é o que você transmite. Ao meu co-orientador Prof. Dr. Alvaro Renato Guerra Dias, pela boa disposição em todos os momentos que precisei e por ter contribuído na minha formação. Às minhas amigas Rosana Colussi e Vânia Zanella Pinto, pessoas dedicadas e admiráveis, que tiveram muita importância na trajetória do meu doutorado, não só pela ajuda, mas principalmente pela amizade e companheirismo. Às minhas amigas e companheiras Angélica Nicoletti, Bianca Ávila, Jarine Amaral, Magda Santos e Meritaine Rocha pelo apoio, amizade e palavras de incentivo nos momentos incertos e certos. Também, pelos momentos de diversão compartilhados. Às alunas de iniciação cientifica Franciene Almeida Villanova, Karina Medeiros Madruga, Mariana Dias Antunes e Marjana Radunz pelo auxílio no desenvolvimento desse projeto. Em especial à Veridiana Zanetti Bandeira, que teve

6 5 uma grande participação no desenvolvimento do projeto. Muito obrigada Veridiana pela dedicação e amizade. Aos colegas do Laboratório de Grãos, e demais Laboratórios, pelo convívio diário e precioso auxílio durante esse trabalho. Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, pelos preciosos ensinamentos durante o desenvolvimento do Doutorado. Aos funcionários da Secretaria da Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos pela colaboração. Aos membros da banca examinadora, pelas observações e contribuições dadas que enriqueceram notavelmente este trabalho. A FAPERGS (Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado do Rio Grande do Sul), CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior), CNPq (Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico), SCT-RS (Secretaria da Ciência e Tecnologia do Estado do Rio Grande do Sul) e Pólo de Inovação Tecnológica em Alimentos da Região Sul.

7 6 RESUMO HALAL, S. L. M. Potencial de uso de amido modificado e de fibra de celulose, obtidos da cevada, na elaboração de biocompósitos p. Tese (Doutorado)-Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos. Universidade Federal de Pelotas, Pelotas. O potencial de uso de amido modificado e de fibra de celulose, obtidos de cevada (Hodeum vulgare), na elaboração de biocompósito foi estudado. O amido de cevada foi isolado e modificado por oxidação com diferentes níveis de cloro ativo (1,0%, 1,5% e 2,0%) e por acetilação com diferentes níveis de catalisador (11%, 17% e 23% de NaOH). Os amidos nativo e modificados foram avaliados quanto às propriedades estruturais, físico-químicas, térmicas, morfológicas e de pasta. As fibras de celulose foram caracterizadas quanto às propriedades químicas, estruturais e morfológicas. Foram elaborados biocompósitos a partir dos amidos nativo e modificados com 0%, 10% e 20% de fibras de celulose. Os biocompósitos foram avaliados quanto aos parâmetros de cor e opacidade, quanto às propriedades físico-químicas, mecânicas e à permeabilidade ao vapor de água (PVA). Foram realizadas também avaliações morfológicas, estruturais e térmicas dos biocompósitos. A modificação do amido nativo por oxidação e acetilação, promoveu a presença de grupos carbonila/carboxila e acetil aos amidos, respectivamente, o que causou uma desorganização e despolimerização parcial das moléculas de amido. As mudanças estruturais, morfológicas e funcionais dos amidos oxidados e acetilados variaram com as condições de reação. Foi possível a obtenção de fibras de celulose, a partir da casca de cevada, com 75% de pureza, alta cristalinidade (73%) e diâmetro médio de 8μm. Os biocompósitos de amidos oxidados sem a adição de fibras apresentaram superfícies mais homogêneas, maior espessura, maior solubilidade em água e PVA e menor elongação, quando comparado ao biocompósito de amido nativo. Os biocompósitos de amido oxidado com 1,5% de cloro ativo apresentaram maior valor de resistência à tração. Os biocompósitos de amido acetilados com 23% de catalisador não apresentaram homogeneidade, devido à baixa interação entre seus constituintes, com presença de rachaduras e grumos, o que atribuiu propriedades mecânicas e PVA deficientes. A adição de fibras nos biocompósitos de amidos nativo e modificados por oxidação e acetilação aumentou a resistência a tração e diminuiu a elongação bem como a umidade dos mesmos. A adição de fibras de celulose reduziu a solubilidade em água dos biocompósitos de amidos oxidados e dos biocompósitos de amido acetilado com 23% de catalisador. A PVA dos biocompósitos dos amidos oxidados com 20% de fibras de celulose foi menor quando comparados aos biocompósitos sem a adição de fibras. A adição de fibras de celulose nos biocompósitos de amidos acetilados aumentou sua permeabilidade ao vapor da água. Os biocompósitos reforçados com fibras de celulose apresentaram maior temperatura inicial de decomposição e de estabilidade térmica, com exceção, do biocompósito de amido acetilado com 11% de catalisador. Palavras chave: Amido, Acetilação, Biocompósitos, Fibras de celulose, Oxidação.

8 7 Abstract HALAL, S. L. M. Potential use of modified Starch and celulose fiber from barley in the biocomposites development p. Tese (Doutorado)-Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos. Universidade Federal de Pelotas, Pelotas. The potential use of modified starch and cellulose fiber, from barley (Hodeum vulgare), on biocomposites production was studied. Barley starch was isolated and modified by oxidation with three different active chlorine concentration (1.0%, 1.5% e 2.0%) and by acetylation using NaOH as catalyst under different concentration (11%, 17% and 23%). Native and modified barley starches were evaluated by structural, physicochemical, thermal, morphological, and viscoamilograph properties. Cellulose fibers were characterized by chemical structural and morphological properties. Biocomposites were elaborated by native and modified starch filled with cellulose fibers (0%, 10% and 20%). The composites were evaluated by color, opacity and by physicochemical, mechanical and water vapor permeability (WVP) properties. Also morphological, structural and thermal characteristics of the biocomposites were evaluated. Starch oxidation and acetylation included carbonyl/carboxyl and acetyl groups, respectively, promoting some disorganization and partial depolimeration on starch molecules. The structural, morphological and functional changes at barley starch range according to reactions conditions. It was possible to get cellulose fibers with 75% of purity, high crystallinity (73%) and average diameter of 8µm. Starch biocomposites from oxidized starches with no fibers filling showed homogenous surface, higher thickness, water solubility, water WVP and lower elongation and traction resistance than native starch biocomposites. The composites from oxidizes starch (1.5% of active chlorine) had the highest tensile strength. On the other hand, starch acetylated biocomposites with 23% of catalyst did not show homogeneous surface, due to the low interaction between its constituents, showing cracks and lumps, which promotes deficient mechanical and WVP. Cellulose fibers addiction at native and modified starch biocomposites increased tensile strength and decreased the elongation and the moisture content of them. Cellulose fibers addition decreased the biocomposites water solubility of oxidizes starch and the starch acetylated with 23% of catalyst. WVP of oxidized starch biocomposites with 20% of cellulose fibers was lower than non-filled biocomposite, however, to the acetylated starch biocomposites the WVP increased. Cellulose filled biocomposites had the highest decomposition initial temperature and themal stability, except the biocomposites make from acetylated starch with 11% of catalyst. Keywords: Acetylation, biocomposites, cellulose fibers, starch, oxidation.

9 8 Lista de Figuras Figura 1 - Estrutura do grão de cevada Figura 2 - Estrutura da amilose e respectiva conformação helicoloidal (a) e da amilopectina e seu formato de ramificações (b) Figura 3 - Esquema das alterações ocorridas em uma suspensão de amido em excesso de água durante o aquecimento e resfriamento Figura 6 - Estrutura de uma fibra vegetal. A imagem da microscopia eletrônica de varredura (MEV) se refere à fibra de eucalipto Figura 7 - Estrutura da celulose a partir da β-d-glicopiranose destacando: (a) a unidade repetitiva (celobiose), que mostra a ligação glicosídica β-(1 4) e (b) as ligações de hidrogênio intra e intermolecular (traços pontilhados) Figura 8 - Esquema das alterações estruturais do complexo celulose-hemiceluloselignina causadas pelo pré-tratamento Figura 9 - Fotografia de um filme biodegradável de amido obtido pelo método casting Figura 10 - Difratograma de DRX de uma amostra de amido, ilustrando o método de se obter a área amorfa (Aa) e a cristalina (Ac) Figura 11 - Difratograma de RX de uma amostra de celulose, ilustrando o método para a intensidade máxima do pico Figura 12 - Espectros de FTIR dos amidos oxidados (A) e acetilados (B) em comparação com o amido nativo de cevada. O 1,0: amido oxidado com 1,0% de CA, O 1,5: amido oxidado com 1,5% de CA, O 2,0: amido oxidado com 2,0% de CA, A11: amido acetilado com 11% de CAT, A17: amido acetilado com 17% de CAT, A23: amido acetilado com 23% de CAT. CA: cloro ativo, CAT: catalisador Figura 13 - Espectros de amido de cevada que representa um padrão de deconvolução para a banda no intervalo entre 800 e 1200 cm Figura 14 - Micrografias dos amidos de cevada: amido nativo (A), amido oxidado com 1,0% de CA (B), amido oxidado com 1,5% de CA (C), amido oxidado com 2,0% de CA (D), amido acetilado com 11% CAT (E), amido acetilado com 17% CAT (F), amido acetilado com 23% CAT (G). CA: cloro ativo, CAT: catalisador NaOH... 66

10 9 Figura 15 - Fotografias da fibra da casca de cevada moída (A), fibra de casca de cevada com tratatamento alcalino (B) e fibra de casca de cevada branqueada (C) Figura 16 - Micrografias das fibras de casca de cevada moída (A, B e C) tratadas com álcali (D, E e F) e branqueadas (G, H e I), nas magnificações de 50x, 200x e 2000x, respectivamente Figura 17 - Difratogramas de raios-x e cristalinidade relativa (CR) das fibras da casca de cevada moída (A), tratada com álcali (B) e branqueadas (C) Figura 18 - (A) Espectros de infravermelho com transformada de Fourier das fibras da casca de cevada moída, tratada com álcali e branqueadas, entre 3700 e 700 cm -1 ; (B) ampliação na região entre cm Figura 19 - Biocompósitos de amidos nativo, oxidado e acetilado, sem a adição de fibras de celulose e com a adição de fibras de celulose Figura 20 - Micrografias das superfícies (A, C, E, G) e das seções transversais (B, D, F, H) dos biocompósitos de amido nativo e 0% de fibras (A, B), de amido nativo e 20% de fibras (C, D), de amido oxidado com 2,0% de cloro ativo e 0% de fibras (E, F), de amido oxidado com 2,0% de cloro ativo e 20% de fibras (G, H). As micrografias das superfícies e das seções transversais dos biocompósitos são apresentadas, respectivamente, nas magnificações de 50x e 500x Figura 21 - (A) Espectros de infravermelho com transformada de Fourier dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados, com e sem fibras de celulose entre 3700 e 700 cm -1 ; (B) ampliação na região entre cm -1 ; CA: cloro ativo, FC: fibra de celulose Figura 22 - Difratogramas de raios X dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. (a) nativo, (b) oxidado 1,0% de CA, (c) oxidado 1,5% de CA, (d) oxidado 2,0% de CA, (e) amido nativo e 20% de FC, (f) oxidado 1,0% de CA e 20% de FC, (g) oxidado 1,5% de CA e 20% FC, (h) oxidado 2,0% de CA e 20% de FC. CR: cristalinidade relativa, CA: cloro ativo, FC: fibra de celulose Figura 23 -Curvas da análise termogravimétrica (TGA) dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. CA: cloro ativo, FC: fibras de celulose

11 10 Lista de Tabelas Tabela 1. Delineamento experimental para a oxidação do amido isolado de grãos de grãos de cevada, utilizando hipoclorito de sódio em diferentes concentrações de cloro ativo Tabela 2. Delineamento experimental para a acetilação do amido isolado de grãos de cevada utilizando anidrido acético e catalisador (NaOH) Tabela 3. Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem a adição de fibras de celulose Tabela 4. Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e acetilados com e sem a adição de fibras de celulose Tabela 5. Conteúdos de carbonilas e carboxilas dos amidos nativo e oxidados Tabela 6. Percentagem de grupos acetil e grau de substituição dos amidos nativo e acetilados Tabela 7. Razão da área das bandas 1047/1018 cm -1 por FTIR, que representa a razão entre a fase cristalina e a amorfa, as intensidades dos picos nos difratogramas de raios-x e cristalinidade relativa dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada Tabela 8. Propriedades térmicas dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada Tabela 9. Propriedades de pasta, poder de inchamento e solubilidade em água dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada Tabela 10. Teor de celulose, hemicelulose e lignina das fibras da casca de cevada moída e branqueada Tabela 11. Parâmetros de cor (L*, a* e b*) e opacidade dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose Tabela 12. Propriedades de espessura, de resistência à tração e de elongação dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose Tabela 13. Teor de umidade, de solubilidade em água e de permeabilidade ao vapor de água (PVA) dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose Tabela 14. Temperatura inicial de decomposição e perda de massa dos biocompósitos de amido reforçados com fibras de celulose

12 11 Tabela 15. Parametros de cor (L*, a* e b*) e opacidade dos biocompósitos de amidos nativo e acetilados com e sem fibras de celulose Tabela 16. Propriedades físicas e mecânicas dos biocompósitos de amido nativo e acetilados reforçados com fibras de celulose Tabela 17. Propriedades de umidade, solubilidade em água e permeabilidade ao vapor de água (PVA) dos biocompósitos de amido nativo e acetilados com e sem fibras de celulose Tabela 18. Temperatura inicial de decomposição e perda de massa dos biocompósitos de amidos nativo e acetilados com e sem fibras de celulose

13 12 SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO OBJETIVOS Objetivo geral Objetivos específicos REVISÃO BIBLIOGRÁFICA Cevada Amido Amido de cevada Modificação do amido Amido oxidado Amido acetilado Fibras vegetais Isolamento da celulose Filmes biodegradáveis Biocompósitos MATERIAL E MÉTODOS Material Métodos Delineamento experimental Delineamento experimental para oxidação do amido Delineamento experimental para acetilação do amido Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem adição de fibras de celulose Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e acetilados com e sem adição de fibras de celulose Extração do amido de cevada Rendimento de extração do amido Caracterização do amido nativo Grau de pureza do amido nativo Teor de amilose do amido nativo Oxidação do amido Acetilação do amido Avaliação dos amidos nativo e modificados Conteúdo de carbonila dos amidos nativo e oxidados Conteúdo de carboxilas dos amidos nativo e oxidados... 44

14 Determinação do grau de substituição (GS) e percentual de grupos acetil (% Acetil) dos amidos nativos e acetilados Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) dos amidos nativo e modificados Índice de cristalinidade relativa dos amidos nativo e modificados Propriedades térmicas dos amidos nativo e modificados Morfologia dos grânulos de amidos nativo e modificados Propriedades de pasta dos amidos nativo e modificados Poder de inchamento e solubilidade dos amidos nativo e modificados Isolamento das fibras de celulose da casca de cevada Avaliações das fibras Análise macroscópica das fibras Composição química das fibras Morfologia das fibras Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) das fibras Cristalinidade das fibras Elaboração dos biocompósitos Avaliações dos biocompósitos Avaliação macroscópica dos biocompósitos Morfologia dos biocompósitos Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) dos biocompósitos Cristalinidade dos biocompósitos Cor e opacidade dos biocompósitos Espessura dos biocompósitos Propriedades mecânicas dos biocompósitos Umidade dos biocompósitos Solubilidade em água dos biocompósitos Permeabilidade ao vapor de água dos biocompósitos Propriedades térmicas dos biocompósitos Análise estatística RESULTADOS E DISCUSSÃO Rendimento de extração e composição química do amido nativo Caracterização dos amidos nativo e modificados Conteúdos de carbonila e carboxila Percentagens de grupos acetil (Ac%) e grau de substituição(gs) Identificação de grupos funcionais dos amidos por FTIR... 59

15 Cristalinidade dos amidos Propriedades térmicas dos amidos Morfologia dos grânulos de amido Propriedades de pasta dos amidos Poder de inchamento e solubilidade dos amidos Caracterização das fibras da casca de cevada Análise macroscópica das fibras Composição química das fibras Morfologia das fibras Cristalinidade das fibras Identificação de grupos funcionais das fibras por FTIR Biocompósitos Avaliação subjetiva dos biocompósitos Biocompósitos de amidos oxidados e reforçados com fibras de celulose Morfologia dos biocompósitos Identificação dos grupos funcionais dos biocompósitos por FTIR Cristalinidade dos biocompósitos Cor e opacidade dos biocompósitos Espessura e propriedades mecânicas dos biocompósitos Umidade, solubilidade em água e PVA dos biocompósitos Estabilidade térmica dos biocompósitos Biocompósitos de amidos acetilados e reforçados com fibras de celulose Morfologia dos biocompósitos Identificação dos grupos funcionais dos biocompósitos por FTIR Cristalinidade dos biocompósitos Cor e opacidade dos biocompósitos Espessura e propriedades mecânicas dos biocompósitos Umidade, solubilidade em água, PVA dos biocompósitos Estabilidade térmica dos biocompósitos CONCLUSÃO REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

16 15 1 INTRODUÇÃO O setor de embalagens tem importância tanto na produção, como na comercialização e distribuição de produtos in natura e industrializados, o que acarreta a necessidade de uma maior produção de embalagens. Em 2013, segundo a ABIEF (Associação Brasileira da Indústria de Embalagens Plásticas Flexíveis), a indústria brasileira de embalagens plásticas flexíveis registrou um crescimento de 3,5% quando comparado ao ano anterior, atingindo um volume de 1,88 milhões de toneladas produzidas. Esta grande necessidade de utilização de embalagens flexíveis juntamente com o aumento da urbanização faz com que o problema do aumento dos resíduos acumulados nos aterros sanitários se agrave, pois ainda hoje, a maior parte da matéria-prima utilizada para a fabricação de embalagens é constituída por polímeros sintéticos, que provêm de fontes não renováveis e que não são biodegradáveis (ABIEF, 2014). O uso de embalagens desenvolvidas a partir de polímeros naturais pode proporcionar uma alternativa para redução da poluição ambiental causada pelo descarte de embalagens não biodegradáveis no meio ambiente. O uso de amido tem sido estudado como material constituinte de embalagens devido à sua total biodegradabilidade, ao seu baixo custo e sua disponibilidade em todo o mundo (ZHONG; SONG, 2011). No entanto, o amido nativo não apresenta propriedades adequadas para elaboração de embalagens plásticas, formando materiais quebradiços e higroscópicos, assim, a fim de melhorar ou adaptar essas propriedades, o amido pode ser submetido a processos de modificações. A estrutura química do amido pode ser alterada por métodos físicos, químicos, enzimáticos ou pela combinação desses, com a formação de produtos com propriedades diferentes do amido nativo (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007, ZAVAREZE; DIAS, 2011). O uso das modificações de acetilação e de oxidação em amidos para produção de filmes biodegradáveis por método de casting têm sido estudado por alguns autores (XU; HANNA, 2005, ZAVAREZE et al., 2012, COLUSSI, 2014). Na oxidação, os grupamentos hidroxilas das cadeias de amido são substituídos por grupamentos carbonílicos e carboxílicos e na acetilação, por grupos acetil, alterando a estrutura molecular do amido e suas propriedades. Segundo ZHANG et al. (2009) a presença de grupos carbonila e carboxila no amido oxidado pode produzir ligações de hidrogênio com os grupos OH das moléculas de amilose e amilopectina e estas

17 16 ligações podem proporcionar maior integridade estrutural na matriz polimérica, assim, aumentar a resistência à tração dos filmes biodegradáveis. De acordo com Bello-Pérez et al. (2010), a acetilação dos grupos hidroxilas do amido aumenta a hidrofobicidade e consequentemente diminui a afinidade do amido à água. Pode também reduzir a tendência do amido em formar estruturas fortemente ligadas por ligações de hidrogênio e aumentar a flexibilidade de embalagens. A fim de melhorar as propriedades, principalmente mecânicas, das embalagens à base de amido, tem sido adicionado fibras de celulose, formando assim os biocompósitos. Os Compósitos de amido com diferentes fibras de celulose tem sido estudados, incluindo, entre outros, celulose de madeira (MÜLLER et al., 2009a, 2009b; DIAS et al., 2011), celulose de coco verde (LOMELÍ-RAMÍREZ et al., 2014), celulose de palma e de linho (IBRAHIM et al., 2014). Estes estudos relatam que a incorporação de celulose em matrizes poliméricas atua como material de reforço melhorando a resistência mecânica dos filmes e, em alguns casos, diminuindo a permeabilidade ao vapor de água dos mesmos. A eficácia da fibra de celulose como material de reforço está associada à sua natureza, sua cristalinidade e as características da interface fibra/matriz (MÜLLER et al., 2009a, CHUAYJULJIT; SU-UTHAI; CHARUCHINDA; 2010; IBRAHIM et al., 2014). As fibras de celulose podem ser obtidas também a partir de vários outros resíduos agro-lignocelulósicos, conferindo assim valor agregado à matéria-prima. A cevada (Hordeum vulgare) é um cereal de inverno que ocupa a quarta posição, em ordem de importância econômica no mundo, logo após o trigo, o arroz e o milho (ARNGREN et al., 2011; GUPTA; ABU-GHANNAM; GALLAGHAR, 2010). Segundo a Organização das Nações Unidas para Alimento e Agricultura (Food and Agriculture Organization of the United Nations-FAO), a produção mundial de cevada é de aproximadamente 136 milhões de toneladas (FAO, 2011). No Brasil, a produção de cevada em 2013 foi de 360 mil toneladas e está concentrada na Região Sul do Brasil (CONAB, 2013). Estima-se que 65,8% da produção mundial de cevada destina-se à alimentação animal, 18,9% ao processamento industrial, 6,9% à reserva de sementes, 4,7% á alimentação humana direta e 0,4% a outros fins (MORI; MINELLA, 2014). Há um grande interesse neste grão em função dos seus benefícios potenciais para a saúde, pela presença de fibras solúveis, como as β-glicanas (4-9%). A cevada ainda apresenta em sua composição 10-17% de proteína, 2-3% de lipídeos,

18 17 1,5-2,5% de sais minerais e uma importante fonte de amido (65 a 68%), sendo este o principal componente do grão (QUINDE; ULLRICH; BAIK, 2004). A casca de cevada, que é um resíduo agro-lignocelulósico, representa cerca de 20% do grão, contendo aproximadamente 40% de celulose (BLEDZKI; ABDULLAH; MAMUNA, 2010). Uma pequena porção da casca de cevada é utilizada para alimentação animal e como fertilizante. Apesar da grande disponibilidade de amido em grãos de cevada, poucas pesquisas têm sido desenvolvidas com este cereal quando comparado ao milho e ao trigo. Além disso, não há estudos referentes ao isolamento de fibra de celulose, obtida a partir da casca de cevada, bem como sua aplicabilidade como reforço em embalagens. Neste contexto, este trabalho tem como objetivo o desenvovimento de biocompósitos elaborados a partir de amido modificado, reforçados com fibra de celulose, ambos componentes obtidos de grãos de cevada, não apenas para a utilização integral do grão de cevada, agregando valor à este, mas também para a produção de biocompósitos biodegradáveis com melhores propriedades mecânicas e de barreira, quando comparadas às embalagens de amido nativo. 2. OBJETIVOS 2.1 Objetivo geral Estudar o potencial de uso de amidos nativo ou modificado e de fibras de celulose, obtidos de grãos de cevada (Hordeum vulgare), na elaboração de biocompósitos. 2.2 Objetivos específicos Extrair amido de cevada a partir dos grãos de cevada descascados e moídos; Oxidar o amido de cevada em diferentes concentrações de cloro ativo; Acetilar o amido de cevada em diferentes concentrações de catalisador; Avaliar os amidos de cevada nativo e modificados quanto as propriedades físico-químicas, morfológicas, térmicas e de pasta; Isolar as fibras de celulose a partir da casca de cevada e avaliá-las quanto às propriedades químicas, estruturais e morfológicas; Elaborar biocompósitos de amidos nativo ou modificados, reforçados com fibras de celulose, ambos obtidos a partir de cevada;

19 18 Avaliar as propriedades dos biocompósitos quanto às características macroscópica, morfológicas, estruturais, térmicas, de solubilidade, propriedades mecânicas e propriedades de barreira ao vapor de água.

20 19 3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 3.1 Cevada A cevada (Hordeum vulgare L.) é um cereal de inverno pertencente à família das Poaceas e ao gênero Hordeum. A principal característica morfológica da cevada é sua inflorescência em forma de espiga. Possuindo uma espigueta tripla, uma central e duas laterais, que quando férteis formam uma espiga de seis fileiras de grãos. Quando somente a espigueta central é fértil, forma-se uma espiga de duas fileiras. Cada espigueta contém uma ou várias cariopses vestidas (com a casca fortemente aderida ao pericarpo), formadas por lemma e pálea (WRIGLEY; BATEY, 1995). Estruturalmente os grãos de cevada são formados por casca, camada de aleurona, endosperma e embrião (Figura 1). A casca possui a função de proteger o grão de ataques de micro-organismos e insetos, além disso, regula a absorção de água durante a germinação, assim como as trocas gasosas com o exterior. A casca apresenta em sua composição fibras alimentares, além de vitaminas do complexo B, minerais e antioxidantes (SILVA et al., 2007). A camada de aleurona e o embrião possuem a função de controlar os processos fisiológicos relacionados com a produção e liberação de enzimas, assim como o grau de hidrólise das paredes celulares do endosperma durante a germinação. A cevada apresenta múltipla camada de aleurona que é formada basicamente por alto teor de proteínas. O embrião contém vitaminas do complexo B, algumas proteínas, minerais e lipídios. Sua função mais importante é produzir o hormônio vegetal que promove a germinação da cevada, o ácido giberélico (BRENNAN et al., 1996). O endosperma é encontrado em quantidade variável nas sementes, sendo caracterizado como uma reserva de amido, constituído também proteína, pequenas quantidades de vitaminas e minerais. A cevada apresenta também beta-glicanas, que são fibras solúveis e estão presentes nas paredes celulares do grão, em maior quantidade na camada subaleurona, no endosperma e na camada de aleurona (MIRA; GRAF; CÂNDIDO, 2009).

21 20 Figura 1- Estrutura do grão de cevada. Fonte: FULCHER (1989) apud LIZARAZO (2003)

22 21 O grão de cevada, no Brasil, é utilizado principalmente na industrialização de bebidas (cerveja e destilados), no entanto, quando considerado abaixo do padrão de maltagem, ou seja, quando não apresenta os limites estabelecidos em termos de poder germinativo, proteína e grãos avariados, a cevada é empregada para a alimentação animal, como forragem verde e na fabricação de rações. Mundialmente, o uso da cevada destina-se basicamente para a alimentação animal, sendo pouco utilizada industrialmente (MORI; MINELLA, 2014). 3.2 Amido O amido é o produto final do processo fotossintético, sendo a principal reserva de carbono das plantas, além de constituir uma importante fonte energética para alimentação humana (SHANDHU; SINGH; KAUR, 2004). O grânulo de amido é composto por dois polissacarídeos, a amilose e a amilopectina (Figura 2a e 2b, respectivamente), em diferentes proporções, em função da origem botânica, do estádio fisiológico da planta e do grau de maturação da semente. A amilose é uma macromolécula constituída de ligações α-(1-4) D- glicose, com pequeno número de ramificações e no espaço apresenta conformação helicoidal (Figura 2a). Esta molécula apresenta massa molecular da ordem de 1x10 6 g.mol -1 ( BEMILLER; HUBER, 2010, LI et al., 2011). A amilopectina é uma macromolécula que possui uma massa molecular muito maior que a amilose com massa molecular de 1x10 7 a 1x10 9 g.mol -1. Esta molécula é constituída por unidades de D-glicose unidas em α-(1,4), ocorrendo também ligações α-(1,6) que conferem ramificações à cadeia (Figura 2b) (BEMILLER; HUBER, 2010). Os grânulos estão organizados em camadas alternadas amorfas e semicristalinas oriundas da organização radial dos anéis de crescimento a partir do hilo central. Os grânulos de amido apresentam birrefringência quando observados em microscópio óptico, sob luz polarizada. Este fenômeno ocorre devido à presença de regiões mais ordenadas (regiões cristalinas), formadas pelas partes lineares das moléculas de amilopectina. Estas estruturas helicoidais duplas são estabilizadas por ligações de hidrogênio entre os grupamentos hidroxila (PÉREZ; BERTOF, 2010). A região amorfa é composta pelas cadeias de amilose e pelas regiões onde as ramificações da amilopectina ocorrem (PÉREZ; BERTOF, 2010).

23 22 Figura 2 - Estrutura da amilose e respectiva conformação helicoloidal (a) e da amilopectina e seu formato de ramificações (b). Fonte: HORN (2012). Muitas propriedades funcionais do amido apresentam-se somente após a ruptura do grânulo sob aquecimento em meio aquoso. O aquecimento de suspensões de amido em excesso de água causa uma transição irreversível denominada gelatinização (Figura 3). Quando as moléculas de água possuem energia cinética suficiente para superar as ligações de hidrogênio entre as moléculas de amilose e amilopectina, a hidratação ocorre, o que causa o intumescimento do grânulo. Ao continuar a expansão, o grânulo se rompe, liberando a amilose para a fase aquosa e iniciando a gelatinização (ZHOU et al., 2002). Ao ocorrer o resfriamento da pasta, alguns polímeros de amilose e amilopectina solubilizados começam a se reassociar, formando um gel (Figura 3). Essa reassociação entre as moléculas, principalmente da amilose é denominada retrogradação e esta transformação pode ser acompanhada pelo fenômeno caracterizado como sinérese,

24 23 o qual consiste na expulsão de água das moléculas de amido formadoras do gel (CEREDA, 2002). Figura 3 - Esquema das alterações ocorridas em uma suspensão de amido em excesso de água durante o aquecimento e resfriamento. Fonte: VICENTINI (2003). A gelatinização é influenciada por alguns fatores incluindo conteúdo de água no gel, conteúdo de amilose, grau de cristalinidade da fração de amilopectina e o comprimento das cadeias de amilopectina (ZHOU et al., 2002) Amido de cevada O amido é o polissacarídeo que se encontra em maior proporção no grão de cevada. Na cevada, os grânulos de amido estão armazenados no endosperma, em diferentes tamanhos (grandes e pequenos) e formatos (lenticulares e irregulares), embebidos numa matriz de proteína (BELLO-PEREZ et al., 2010). Os grânulos grandes (15-25 µm) constituem 90% da massa do amido no grão, enquanto os pequenos (2-5 µm) constituem 10% do restante (BRENNAN et al., 1996; TANG et al., 2000). O tamanho, a distribuição e a proporção dos grânulos grandes e pequenos dentro do endosperma estão relacionados com a origem genética do grão estudado (TANG et al., 2000).

25 24 O teor de amilose no amido de cevada pode variar de 0% a 5% (baixa amilose), 20-30% (média amilose) e até 45% (alta amilose) (BHATTY; ROSSNAGEL, 1997; BELLO-PÉREZ et al., 2010). Dependendo do teor de amilose, o amido apresenta características diferenciadas, como por exemplo, o amido de cevada com baixo teor de amilose exibe temperatura de pasta inferior, maiores valores de pico de viscosidade de pasta e poder de inchamento, além disso, apresenta maior fragilidade dos grânulos e estabilidade ao congelamento e descongelamento quando comparado aos amidos com teores de amilose mais elevados (ZHENG; SOSULSKI, 1998). Assim, os produtos alimentares que contém ou são preparados a partir de grãos ou farinha de cevada com diferentes teores de amilose apresentam grande variação nas propriedades de processamento e qualidade do produto Modificação do amido O amido, na sua forma nativa, nem sempre apresenta propriedades adequadas a determinados tipos de processamento. A modificação do amido é uma alternativa para atingir uma determinada funcionalidade ou mesmo, para ampliar as possibilidades de aplicação. A modificação de espécies nativas de amidos altera de forma intensa suas propriedades de pasta, comportamento de gelatinização e retrogradação (CHOI; KER, 2003, SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007, ZAVAREZE; DIAS, 2011). A estrutura química do amido pode ser alterada por métodos químicos, físicos, enzimáticos ou pela combinação de todos, com a formação de produtos com propriedades diferentes do amido nativo (CEREDA 2002). A modificação química é muito utilizada, pois promove alterações na estrutura das unidades de glicose das cadeias do amido. As principais razões para a modificação do amido são alterar as características de cocção, aumentar a estabilidade ao processo de congelamento e descongelamento, diminuir a viscosidade, a capacidade de retrogradação e o poder geleificante, melhorar a propriedade de formação de filmes ou tornar o polímero eletrostaticamente carregado (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007, ZAVAREZE; DIAS, 2011). Alguns fatores como a composição do amido, a concentração e o tipo de reagente, bem como as condições de reação, podem afetar a reatividade do amido

26 25 durante as modificações químicas. A heterogeneidade do grânulo de amido também pode afetar o grau de modificação. As mudanças observadas nas propriedades físico-químicas, morfológicas, térmicas, reológicas e tecnológicas dos amidos, após a modificação, podem proporcionar uma base fundamental para a compreensão da eficiência do processo de modificação do amido em escala industrial (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007). Dependendo da intensidade do processo de modificação química do amido, vários produtos podem ser obtidos, estabelecendo-se amplo campo de desenvolvimento de pesquisa e de aplicação de conhecimento tecnológico (ZAVAREZE; DIAS, 2011) Amido oxidado A modificação química por oxidação é produzida pela reação do amido com uma quantidade específica de agentes oxidantes, como hipoclorito ou iodato de sódio, permanganato de potássio e peróxido de hidrogênio, em ph e temperatura controlados (WANG; WANG, 2003; SANDHU et al., 2007; SILVA et al., 2008, ZAVAREZE; DIAS, 2011, VANIER et al., 2012). A produção desses amidos oxidados baseia-se em uma reação com aquecimento da suspensão aquosa de amido em uma solução oxidante e origina uma pasta branca, fluida e adesiva, que não forma gel rígido após o resfriamento, conservando, para tanto, sua fluidez e natureza adesiva. Essas propriedades são resultados da reação de oxidação, na qual alguns grupos hidroxila das moléculas de amido são primeiramente oxidados a grupos carbonila e, posteriormente, a grupos carboxila (WANG; WANG, 2003). O número de grupos carbonila e carboxila indica o grau de oxidação do amido, sendo que esses grupos são originados nas hidroxilas dos carbonos nas posições C2, C3 ou C6. O processo de oxidação normalmente causa despolimerização das moléculas de amido, por cisão de ligações glicosídicas (SANDHU et al., 2007; SILVA et al., 2008; VANIER et al., 2011). A Figura 4 mostra a reação do amido com hipoclorito de sódio, em que ocorre a oxidação dos grupos hidroxila da molécula de amido à carbonila e carboxila.

27 26 Figura 4 - Reação do amido com o hipoclorito de sódio formando grupos carbonila e carboxila. Fonte: XIE; LIU; CUI (2005). A oxidação provoca várias alterações na estrutura molecular do amido resultando em amidos modificados com características diferentes. A extensão das mudanças na estrutura e propriedades físico-químicas de amido oxidado depende principalmente da origem botânica do amido nativo, o tipo de agente oxidante e as condições de reação. Os amidos de tubérculos são oxidados mais facilmente do que os amidos de cereais (KUAKPETOON; WANG, 2001). O amido, quando submetido à modificação por oxidação, adquire propriedades funcionais de interesse industrial, tais como baixa viscosidade, alta estabilidade térmica, capacidade de geração de pastas fluidas com alto teor de sólidos, elevada transparência, resistência à retrogradação e propriedades de ligação e formação de filmes (KUAKPETOON; WANG, 2008; VANIER et al., 2011) Amido acetilado No amido modificado por acetilação, parte dos grupos hidroxila dos monômeros de glicose são convertidos em grupos acetila (-COCH 3 ) para formação de acetatos de amido (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007). Geralmente, o anidrido

28 27 acético é utilizado como agente acilante e a reação é ativada na presença de um catalisador alcalino (BELLO-PÉREZ et al., 2010). A substituição dos grupos hidroxila por grupos acetila ocorre através de uma reação de substituição nucleofílica, onde as hidroxilas dos carbonos C2, C3 ou C6 (grupo nucleófilo), atacam o grupo eletrófilo (C insaturado de uma das carbonilas do anidrido acético) a partir do mecanismo de adição-eliminação (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007). O grau de substituição (GS) indica o número médio de acetilas por unidade de anidroglicose no amido. Como a unidade de anidroglicose apresenta três hidroxilas disponíveis (Figura 5), as quais podem ser substituídas por grupos acetila, o grau de substituição máximo é de três unidades de grupos acetila por unidade de anidroglicose. Os amidos acetilados, de acordo com o GS, são classificados como de baixo GS (< 0,1), médio GS (0,1-1,0) e de alto GS (> 1,0) (MARK e MELTRETTER, 1972). Figuras 5 - Possíveis locais para a substituição, carbonos 2, 3 e 6 na unidade de anidroglicose Fonte: COLUSSI, 2014 O grau de acetilação depende de vários fatores, como da fonte de amido, da concentração de reagentes (anidrido acético, catalisador), do tempo de reação e do ph do meio (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007). A extensão das mudanças nas propriedades físico-químicas, estruturais e funcionais dos amidos acetilados em comparação com os amidos nativos é proporcional ao grau de acetilação. Conforme o grau de substituição, a molécula de amido adquire certa hidrofobicidade e maior estabilidade frente à retrogradação. O amido, quando submetido à modificação por acetilação, apresenta redução na temperatura de gelatinização, aumento na claridade de pasta e na capacidade de absorção de água durante a gelatinização (RAINA et al., 2007; BELLO-PÉREZ et al., 2010).

29 Fibras vegetais As fibras vegetais são estruturas alongadas de secção transversal arredondada, amplamente distribuídas na natureza, podendo ser classificadas de acordo com a origem anatômica como fibras de talo, de folha, de lenho e de superfície, que formam a camada protetora de caules, folhas, frutos e sementes (FAGURY, 2005). As fibras vegetais são materiais lignocelulósicos, que incluem também vários resíduos agrícolas, como cascas e palhas, sendo compostos, principalmente de celulose (~35-50%), hemicelulose (~20-35%), lignina (~10-25%), além de pequenas quantidades de outros componentes (extrativos) (~5-20%) (FAGURY, 2005). Enquanto a hemicelulose e a lignina agem como barreira natural à degradação microbiana e servem como proteção mecânica, as fibrilas de celulose têm como função promover a resistência e estabilidade estrutural à parede celular das fibras. As fibras vegetais apresentam baixo custo quando comparadas às fibras sintéticas. Além disso, são abundantes, renováveis, recicláveis e biodegradáveis (JHON; THOMAS, 2008). A estrutura primária das fibras vegetais é chamada de macrofibrila. Esta macrofibrila consiste em um tubo vazio com quatro diferentes camadas, sendo uma a parede celular primária e três secundárias, além do lúmen que é um canal aberto no centro da macrofibrila (Figura 6). Cada uma destas camadas é composta por celulose embebida em uma matriz de hemicelulose e lignina, formando assim, uma estrutura fibrosa. Esta estrutura e seu conteúdo variam significativamente com a espécie e parte da planta de onde são provenientes (NISHINO, 2004). A lignina é uma macromolécula tridimensional amorfa associada à celulose e à hemicelulose na composição de materiais lignocelulósicos. A lignina é um material hidrofóbico, altamente ramificada, sendo formada pela polimerização dos álcoois cumarílico, coniferílico e sinapílico, e a proporção destes três compostos resulta em diferentes tipos de lignina. Os grupos éteres dominam a união entre as unidades da lignina, que apresenta um grande número de interligações. Esta resina amorfa atua como um cimento entre as fibrilas e como um agente enrijecedor no interior das fibras. A força de adesão entre as fibras de celulose e a lignina é ampliada pela

30 29 existência de ligações covalentes entre as cadeias de lignina e os constituintes da celulose e da hemicelulose (JOHN; THOMAS, 2008). Figura 4 - Estrutura de uma fibra vegetal. A imagem da microscopia eletrônica de varredura (MEV) se refere à fibra de eucalipto. Fonte: SILVA et al. (2009). As cadeias de hemicelulose podem ser lineares ou ramificadas, são amorfas e possuem massa molecular relativamente baixa. Podem ser chamadas de xilanas, mananas, arabinanas, entre outras, conforme a composição e predominância de monossacarídeos. Elas são depositadas de forma intercalada nas microfibrilas de celulose em um estágio anterior à lignificação, dando elasticidade e flexibilidade ao

31 30 agregado e impedindo que as microfibrilas de celulose se aproximem (AGUIAR, 2010). A celulose é um polímero linear cristalino e insolúvel em água e na maioria dos solventes orgânicos. Apresenta alta massa molecular, constituindo-se de moléculas lineares de pelo menos 3000 unidades de β-d- glicopiranosil, unidas por ligações glicosídicas do tipo β-(1 4) (Figura 7). As ligações intramoleculares ocorrem entre grupos hidroxila da mesma molécula, o que é responsável pela rigidez da cadeia, enquanto as interações intermoleculares ocorrem entre grupos hidroxila de cadeias adjacentes, o que atribui à formação da fibra vegetal (Figura 7). A presença destas hidroxilas aumenta a afinidade da celulose com a água, o que a torna de natureza hidrofílica (BEMILLER; HUBER, 2010; SILVA et al., 2009). O sistema de ligações de hidrogênio intra e intermoleculares, a composição química e a conformação das cadeias da celulose são responsáveis pela sua tendência de formar domínios cristalinos ordenados (regiões cristalinas). Estas regiões se alternam com regiões completamente desordenadas (amorfas) constituídas de hemicelulose, lignina e pectina (WERTZ; BÉDUÉ; MERCIER, 2010). A relação entre regiões ordenadas e desordenadas varia consideravelmente conforme a origem da celulose. O tipo de ligações de hidrogênio que formam a rede de celulose faz com que esta seja um polímero relativamente estável. Esta rede também dá às cadeias de celulose alta rigidez axial e esta rigidez é uma propriedade desejável para uma fibra de reforço em compósitos (EICHHORN et al., 2010). Figura 5 - Estrutura da celulose a partir da β-d-glicopiranose destacando: (a) a unidade repetitiva (celobiose), que mostra a ligação glicosídica β-(1 4) e (b) as ligações de hidrogênio intra e intermolecular (traços pontilhados) Fonte: MOON et al. (2011).

32 31 Segundo SILVA et al. (2009), as propriedades físicas das fibras naturais são influenciadas pela estrutura química da celulose, pelo grau de polimerização, pela orientação molecular e pela cristalinidade, e estas podem ser influenciadas pelos métodos de extração empregados. Atualmente, o aproveitamento de fibras de diferentes fontes vegetais e o estudo de tratamentos químicos, mecânicos e/ou enzimáticos para a obtenção de celulose tem sido abordados em diversas pesquisas (SILVA et al., 2009, DIAS et al., 2011, LOMELÍ-RAMÍREZ et al., Isolamento da celulose A obtenção de celulose a partir dos mais diversos tipos de matrizes lignocelulósicas, envolve uma série de processos. Para a obtenção das fibras de celulose são realizadas técnicas de pré-tratamento, as quais resultam no desmembramento do complexo celulose-hemicelulose-lignina, e de deslignificação (Figura 8). Nestas técnicas, a lignina e a hemicelulose são removidas da fibra (BRASILEIRO; COLODETTE; PILÓ-VELOSO, 2001). Os pré-tratamentos utilizados nas fibras para o isolamento de celulose podem ser físicos, biológicos ou químicos. Figura 6 - Esquema das alterações estruturais do complexo celulose-hemiceluloselignina causadas pelo pré-tratamento. Fonte: Adaptado de KONDO (1997). O pré-tratamento físico é baseado nas operações de redução do tamanho da partícula utilizando moinho, no entanto, reduz também o grau de polimerização e

33 32 cristalinidade da celulose. O pré-tratamento biológico normalmente utiliza fungos e algumas bactérias. Durante o processo, estes micro-organismos secretam enzimas extracelulares como lignina peroxidases e lacases que ajudam a remover uma quantidade considerável de lignina da fibra (OGEDA; PETRI, 2010). No pré-tratamento químico das fibras, podem ser utilizado reagentes ácidos ou alcalinos, sendo os mais usados o hidróxido de sódio, o hidróxido de amônia, o hidróxido de cálcio, o ácido fosfórico, o ácido acético, o ácido sulfúrico, dentre outros. Dentre estes reagentes, o mais comumente utilizado nas pesquisas é o hidróxido de sódio, que possibilita a remoção de grande parte da lignina presente na matriz lignocelulósica (ZULUAGA et al., 2009; JOHAR; AHAMAD, 2012). A reação é realizada com o hidróxido de sódio, alta temperatura e agitação, ocorrendo a hidrólise das moléculas de lignina e hemicelulose em fragmentos menores e solúveis no meio aquoso alcalino. Desta forma, obtêm-se uma polpa com um teor de celulose que é dependente do tipo e da quantidade de reagente e também das condições de temperatura do meio reacional (JOHAR; AHAMAD, 2012). Em geral, as polpas de celulose resultantes deste processo apresentam coloração escura, sendo necessária a utilização de processos de branqueamento para atingir níveis de alvura superiores, ou seja, retirar a lignina ainda remanescente na fibra. Os processos convencionais de branqueamento de polpas celulósicas envolvem a utilização de reagentes químicos à base de cloro (cloro, clorito de sódio), geralmente em uma série de etapas, para que a lignina remanescente seja removida o máximo possível. Processos de branqueamento utilizando-se clorito de sódio estão baseados na reação entre lignina e ClO 2, ClO -, produtos estes formados em reações redox de ClO - 2 em meio ácido. As reações entre lignina e ClO 2 são exclusivamente oxidativas (REYES; PERALTA-ZAMORA; DURÁN, 1998). 3.4 Filmes biodegradáveis Os filmes biodegradáveis obtidos pelo método casting são materiais finos e flexíveis, geralmente produzidos com polímeros biodegradáveis, como polissacarídeos, proteínas, lipídios e derivados. A obtenção dos mesmos está baseada na dispersão ou solubilização dos polímeros em um solvente (água, etanol ou ácidos orgânicos) e acréscimo de aditivos (plastificantes), obtendo-se uma solução ou dispersão filmogênica (GONTARD; GUILBERT; CUQ, 1992). A dispersão então é vertida sobre um suporte e levada para a estufa, em condições controladas,

34 33 para a desidratação da solução filmogênica. Após a completa evaporação do solvente, o filme seco pode ser retirado do suporte (GONTARD; GUILBERT; CUQ, 1992). A Figura 9 mostra a fotografia de um filme de amido biodegradável obtido pelo método casting. Figura 7 - Fotografia de um filme biodegradável de amido obtido pelo método casting Fonte: AUTOR, Os filmes à base de amido têm sido muito investigados (MÜLLER; LAURINDO; YAMASHITA, 2009a, 2009b; FALQUEIRA et al., 2011; ABDORREZA; CHENG; KARIM, 2011; JOHAR; AHMAD, 2012; ZAVAREZE et al., 2012;), por se tratar de uma matéria prima abundante na natureza e apresentar baixo custo. No amido após a gelatinização, as moléculas de amilose, devido à sua linearidade, tendem a se orientar paralelamente, aproximando-se de maneira que favorece a formação de ligações de hidrogênio entre as hidroxilas de cadeias adjacentes. Com isso, há diminuição de volume e a afinidade do polímero pela água é reduzida, o que permite ao amido gelatinizado formar filmes estáveis e flexíveis (ABDORREZA; CHENG; KARIM, 2011). Outro constituinte importante para a elaboração dos filmes são os agentes plastificantes, que são pequenas moléculas que ocupam os espaços intermoleculares das cadeias de amido, reduzindo as forças intermoleculares entre elas (ABDORREZA; CHENG; KARIM, 2011). Como os plastificantes diminuem as forças intermoleculares, a rede torna-se menos densa, melhorando a flexibilidade, extensibilidade e densibilidade dos filmes. Os plastificantes geralmente utilizados em

35 34 filmes de amido são os polióis, como o glicerol e o sorbitol (MALI, GROSSMANN; YAMASHITA, 2010). Embora a utilização de diferentes amidos na produção de filmes flexíveis tenha sido bastante estudada, estes materiais possuem baixa barreira à umidade e baixa resistência mecânica, o que remete à necessidade de estudos a fim de melhorar as propriedades mecânicas e de barreira destas embalagens. Recentes pesquisas mostraram que filmes elaborados com amidos modificados quimicamente apresentaram melhores propriedades quando comparados aos de amido nativo (SANTAYANON; WOOTTHIKANOKKHAN, 2003, XU; HANNA, 2005, HU; CHEN; GAO, 2009, ZAVAREZE et al., 2012). Com a oxidação, com a introdução dos grupos volumosos (COOH e CO) na molécula de amido, as cadeias apresentam dificuldade de se reassociar, o que minimiza a tendência de retrogradação (SANDHU; LIM, 2008), aumentando o espaço livre entre as moléculas de glicose, o que facilita a interação entre as moléculas de amido e do plastificante durante a formação do filme. Zavareze et al. (2012) estudaram filmes de amido de batata e observaram que os filmes de amido oxidado apresentaram maior resistência à tração quando comparado ao filme elaborado com amido nativo, o que foi atribuído às ligações de hidrogênio entre os grupos OH das moléculas de amilose e amilopectina e os grupos COOH e CO, que proporcionam maior integridade estrutural da matriz polimérica. Os autores observaram também que os filmes de amido oxidado apresentaram menores valores de solubilidade e de permeabilidade ao vapor de água quando comparados aos filmes de amido nativo. A acetilação do amido é uma modificação química que parte dos grupos hidroxila dos monômeros de glicose é convertida em grupos acetil (CH 3 COO-), alterando a estrutura molecular do amido e permitindo a obtenção de um material termoplástico mais resistente à umidade e biodegradável (FRINGANT; DESBRIÉRES; RINAUDO, 1996). Devido às deficiências dos filmes de amido em relação às propriedades mecânicas e de barreira, tem-se estudado a possibilidade de adicionar fibras de celulose aos filmes, como material de reforço, para aumentar o desempenho e aplicabilidade destes biopolímeros (MÜLLER; LAURINDO; YAMASHITA, 2009a). A introdução de fibras vegetais em matrizes poliméricas leva à formação de compósitos poliméricos, que são definidos como materiais compostos por dois ou

36 35 mais componentes e consistindo de duas ou mais fases (ALVES et al., 2007), que apresentam propriedades diferentes das obtidas a partir dos mesmos componentes puros, ou ainda, materiais compostos de duas fases em que uma fase está dispersa na outra (SILVA et al., 2009). 3.5 Biocompósitos Os biocompósitos poliméricos são materiais constituídos de duas ou mais fases, no caso de um filme composto de amido e de celulose, em geral o amido é a fase contínua (matriz) e as fibras o agente de reforço. O objetivo da adição de fibras em matrizes de amido é melhorar as propriedades mecânicas e aumentar a barreira à umidade destes materiais. Alguns estudos demonstraram que o emprego de fibras vegetais melhoraram as propriedades mecânicas e de barreira das embalagens à base de amido (CARR et al., 2006, MÜLLER; LAURINDO; YAMASHITA, 2009a, 2009b, MALI et al., 2010, VERCELHEZE et al., 2012, LOMELÍ-RAMÍREZ et al., 2014, IBRAHIM et al., 2014). Os autores atribuem o caráter reforçador das fibras de celulose à similaridade estrutural com o amido, o que permite interações intermoleculares entre os componentes da matriz polimérica e da fibra. A permeabilidade ao vapor da água dos filmes compostos por polímeros naturais é uma propriedade de grande importância, devido a suas possibilidades de aplicações. Segundo Laragon, Catala e Gavara (2004) os polímeros cristalinos são impermeáveis. Os autores reportaram que a permeação ocorre através das regiões amorfas, sugerindo que a formação de compósitos formados com a adição de partículas cristalinas, como a celulose, possa diminuir a permeabilidade de certos materiais amorfos e semicristalinos. A melhoria das propriedades de biocompósitos de amido e fibras depende do grau de incorporação de fibras, o qual é limitado em função das dificuldades de dispersão na matriz polimérica. A adição de fibras de celulose superiores a 25% pode afetar negativamente as propriedades dos biocompósitos, devido à elevada quantidade deste material de reforço. Este fator pode limitar as forças intermoleculares entre os componentes dos filmes de amido, o que induz o desenvolvimento de uma estrutura de filme heterogênea e consequentemente, influencia nas propriedades mecânicas e de barreira dos mesmos (REVOL et al.,1994).

37 36 A eficácia da celulose como material de reforço em filmes compósitos depende também de vários outros fatores, como a origem da celulose, método de preparação dos compósitos, as características físico-químicas da matriz, assim como o grau de interação matriz-fibra (DUFRESNE; DUPEYRE; VIGNON, 1997; AVÉROUS; FRINGANT; MORO 2001).

38 37 4 MATERIAL E MÉTODOS 4.1 Material Os grãos de cevada cultivar BRS 195 (Hordeum vulgare) foram fornecidos pela Universidade de Passo Fundo localizada na cidade de Passo Fundo, Rio Grande do Sul, Brasil. As amostras foram descascadas em engenho de provas para arroz (Zaccaria, Brasil). Os grãos de cevada descascados foram utilizados para a extração do amido e as cascas utilizadas para o isolamento da fibra de celulose. Todos os reagentes utilizados foram de grau analítico ou superior. 4.2 Métodos Delineamento experimental Delineamento experimental para oxidação do amido O experimento para oxidação do amido de cevada constou de 4 tratamentos, provenientes de 3 concentrações de cloro ativo na reação, mais o controle (sem modificação), conforme descrito na Tabela 1. Tabela 1. Delineamento experimental para a oxidação do amido isolado de grãos de grãos de cevada, utilizando hipoclorito de sódio em diferentes concentrações de cloro ativo. Tratamento Variáveis independentes CA (%) a Variáveis dependentes 1 Sem modificação Carbonila e carboxila 2 1,0 Grupos funcionais 3 1,5 Propriedades de pasta 4 2,0 Poder de inchamento Solubilidade em água Propriedades térmicas Cristalinidade Morfologia a CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100g de amido de cevada, b.s).

39 Delineamento experimental para acetilação do amido O experimento para acetilação do amido de cevada constou de 4 tratamentos, provenientes de 3 concentrações de catalisador NaOH na reação, mais o controle (sem modificação), conforme descrito na Tabela 2. Tabela 2. Delineamento experimental para a acetilação do amido isolado de grãos de cevada utilizando anidrido acético e catalisador (NaOH). Tratamento Variáveis independentes CAT (%) a Variáveis dependentes 1 Sem modificação Grupos acetil 2 11 Grupos funcionais 3 17 Propriedades de pasta 4 23 Poder de inchamento Solubilidade em água Propriedades térmicas Cristalinidade Morfologia a CAT: catalisador NaOH: (Solução de 50g NaOH/100g de água destilada).

40 Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem adição de fibras de celulose O experimento constou de 12 tratamentos resultantes de 4 amidos (nativos e oxidados com 1,0%, 1,5% e 2,0% de cloro ativo) x 3 concentrações de fibras de celulose (0,10% e 20%), conforme descrito na Tabela 3. Tabela 3. Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem a adição de fibras de celulose Tratamentos Variáveis independentes Amido Fibras (%) b Variáveis dependentes 1 Nativo 0 Avaliação macroscópica 2 10 Morfologia 3 20 Grupos funcionais 4 Oxidado (1,0% CA) a 0 Cristalinidade 5 10 Cor 6 20 Opacidade 7 Oxidado (1,5% CA) 0 Espessura 8 10 Propriedades mecânicas 9 20 Umidade 10 Oxidado (2,0% CA) 0 Solubilidade em àgua PVA c Estabilidade térmica a CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100g de amido de cevada, b.s). b Fibras: Concentração de fibras de celulose (g de fibras de celulose/100g de amido de cevada). c PVA: Permeabilidade ao vapor de água

41 Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e acetilados com e sem adição de fibras de celulose O experimento constou de 12 tratamentos resultantes de 4 amidos (nativos e acetilados com 11%, 17% e 23% de catalisador) x 3 concentrações de fibras de celulose (0%,10% e 20%) conforme descrito na Tabela 4. Tabela 4. Delineamento experimental para a obtenção dos biocompósitos de amido nativo e acetilados com e sem a adição de fibras de celulose Tratamentos Variáveis independentes Amido Fibras (%) b Variáveis dependentes 1 Nativo 0 Avaliação macroscópica 2 10 Morfologia 3 20 Grupos funcionais 4 Acetilado (11% de CAT) a 0 Cristalinidade 5 10 Cor 6 20 Opacidade 7 Acetilado (17% de CAT) 0 Espessura 8 10 Propriedades mecânicas 9 20 Umidade 10 Acetilado (23% de CAT) 0 Solubilidade em àgua PVA c Estabilidade térmica a CAT: catalisador NaOH: (Solução de 50g NaOH/100g de água destilada). b Fibras: Concentração de fibras de celulose (g de fibras de celulose/100g de amido de cevada). b PVA: Permeabilidade ao vapor de água Extração do amido de cevada A extração do amido de cevada foi baseada no método de Adkins; Greenwood (1966), com algumas modificações. Os grãos de cevada descascados foram lavados e adicionados de solução tampão acetato de sódio 0,02 mol.l -1 e cloreto de mercúrio (0,02 mol.l - 1) na proporção 1 kg de grãos: 1 L de solução tampão: 1 L de solução cloreto de mercúrio, permanecendo em repouso durante 24 h. Após este período, essa dispersão foi drenada e a parte sólida juntamente com

42 41 água foi submetida à agitação vigorosa em liquidificador doméstico durante 5 min. O material resultante foi passado por peneiras de 65 e 270 µm e centrifugado a 7000 g durante 10 min à temperatura ambiente (25 C ± 2). O material sobrenadante foi descartado e o precipitado foi ressuspenso em solução aquosa 0,1 mol.l -1 de NaCl em tolueno numa proporção de 7:1, respectivamente. A mistura foi mantida sob agitação de 50 rpm por 15 h a temperatura ambiente (25 C ± 2) e centrifugado novamente, sendo esta operação realizada duas vezes. Após o amido foi ajustado à ph 6,5 com NaOH (1 mol.l -1 ) e centrifugado, sendo o sobrenadante descartado e o sedimento (amido) foi seco em estufa com circulação forçada de ar a 40 ºC por 16 h Rendimento de extração do amido O rendimento de extração foi determinado através da pesagem do amido obtido após a secagem e os resultados expressos em percentagem, considerando 100 g de grãos descascados e moídos utilizados para extração de amido Caracterização do amido nativo Grau de pureza do amido nativo O grau de pureza dos amidos foi determinado pelas avaliações de composição química. O conteúdo de umidade foi determinado pelo método n 44-15A, da AACC (1995), utilizando estufa a 110 C por uma hora. O teor de nitrogênio total foi determinado pelo método de Kjeldahl n 46-13, da AACC (1995), sendo o teor de proteína bruta obtido pela multiplicação pelo fator 6,25. O teor de cinza foi analisado pelo método n 08-01, da AACC (1995), usando mufla a 600 C até massa constante. O teor de lipídios foi determinado pelo método n 30-20, da AACC (1995), em extrator Soxhlet utilizando éter de petróleo como solvente. O teor de carboidrato (amido) foi calculado pela diferença entre a composição química e a totalidade da amostra (100%) Teor de amilose do amido nativo O teor de amilose foi determinado por método colorimétrico com iodo, conforme método descrito por McGrane; Cornell e Rix (1998). Aproximadamente 20 mg de amido desengordurado (b.s) juntamente com de 8 ml de dimetilsulfóxido (DMSO) à 90% foi agitado durante 20min e posteriormente condicionado em banho

43 42 à 85 C durante 2h. Após arrefecimento, o conteúdo foi transferido para balão volumétrico de 25 ml e homogeneizado e o volume ajustado. Uma alíquota de 1 ml da solução foi adicionada de 5 ml de solução de I 2 /KI (0,0025 mol. L -1 de I 2 e 0,0065 mol. L -1 de KI) e o volume completado para 50 ml. A solução resultante foi homogeneizada e mantida em repouso por 15 min previamente a leitura da absorbância em 600 nm. Para a realização da curva padrão de amilose, foi utilizado 20 mg de amilose de batata pura (Sigma) e submetida ao mesmo processo descrito para o amido de cevada, sendo retirados alíquotas de 0,2; 0,4; 0,6; 0,8 e 1,0 ml para determinação da absorbância em espectrofotômetro e construção da curva padrão Oxidação do amido A oxidação do amido foi realizada de acordo com o método descrito por Wang e Wang (2003), com algumas modificações. Uma dispersão de amido (35g, b.s) em água destilada (100mL) foi preparada em reator de vidro com capacidade de 1L. Esta dispersão foi mantida a 35 ºC e o ph foi ajustado para 9,5 com NaOH 0,5 mol.l - 1. O oxidante hipoclorito de sódio (NaOCl) foi lentamente adicionado à suspensão de amido durante um período de 30 min, mantendo o ph a 9,5 com HCl 1 mol.l -1. Depois da adição de NaOCl, o ph da dispersão foi mantido a 9,5 com NaOH 1 mol.l - 1 por 50 min adicionais e ao término deste tempo o ph foi ajustado para 7,0 com HCl 1 mol.l -1. Posteriormente a suspensão de amido foi filtrada por sucção com um funil de filtração de Buchner com papel filtro de média porosidade e lavagens com um volume duplo de água destilada foram realisadas, composterior e secagem em estufa com circulação de ar a 40 C durante 16 h. Este procedimento foi aplicado para diferentes concentrações de cloro ativo (1,0%, 1,5% e 2,0%; m/m) Acetilação do amido A acetilação do amido foi realizada segundo o método descrito por Mark e Mehltretter (1972), com adaptações. Uma dispersão de amido (100g b.s) com anidrido acético (200mL) foi preparada em balão de fundo redondo com capacidade de 2L. A suspensão foi agitada a 500 rpm com agitador mecânico. A reação foi conduzida utilizando NaOH (50 g de NaOH/100 g de água) como catalisador (11%, 17% e 23%) com agitação mecãnica constante ( 500rpm), à 100 C durante 1 h. Ao final do tempo de reação, o balão foi resfriado até que o meio atinjisse 50 ºC, em

44 43 seguida, o amido foi precipitado com 100 ml de solução de álcool etílico (96%) e filtrado por sucção com um funil de filtração de Buchner (filtro Whatman N 4). O amido modificado obtido foi lavado com álcool etílico e depois com água destilada para a remoção resídual do anidrido acético e, então, seco em estufa com circulação forçada de ar a 40 C durante 16 h Avaliação dos amidos nativo e modificados Conteúdo de carbonila dos amidos nativo e oxidados A determinação do teor de carbonila foi determinado conforme método descrito por Smith (1967). Foram dispersos 2 g de amido em 100 ml de água destilada. As dispersões foram aquecidas em banho de água fervente durante 20 min com agitação constante para a completa gelatinização do amido. As amostras gelatinizadas foram resfriadas a 40 ºC, e o ph ajustado para 3,2 com HCl 0,1 mol.l -1 e adicionou-se 15 ml de solução de cloreto de hidroxilamina foram adicionados em cada amostra. A seguir, as amostras foram seladas com parafilme e levadas ao banho à 40 ºC. Após 4 h, foi realizada a titulação com HCl 0,1 mol.l -1 até ph 3,2. O teor de carbonila foi expresso em quantidade de grupos carbonilas por 100 unidades de glicose (CO/100GU) e calculado através da Equação 1. Eq. (1) Onde: Vpb = volume de HCl gasto na titulação da prova em branco (ml); Vam = volume de HCl gasto na titulação da amostra (ml); F = molaridade do HCl (0,1 mol.l -1 ). A solução de hidroxilamina foi preparada mediante a dissolução de 25 g de cloreto de hidroxilamina em água destilada, adicionando-se 100 ml de hidróxido de sódio 0,5 mol.l -1 e completando-se o volume do balão para 500 ml. A solução foi preparada no dia da avaliação.

45 Conteúdo de carboxilas dos amidos nativo e oxidados O teor de carboxila foi determinado segundo método descrito por Chattopadhyay, Singhal e Kulkarni (1997), com adaptações propostas por Vanier et al., Foram dispersos de 2 g de amido em 25 ml de HCl 1 mol.l -1 e agitadas por 30 min. Na sequência a dispersão foi filtrada em funil de Büchner em bomba a vácuo com papel filtro de média porosidade (nº 4). O resíduo foi lavado com 400 ml de água destilada e transferido para um béquer. A seguir, adicionou-se 300 ml de água destilada e aqueceu-se a dispersão em banho de água fervente com agitação contínua por 15 minutos até a completa gelatinização do amido. Com as amostras ainda quentes e sob agitação efetuou-se a titulação com hidróxido de sódio 0,01 mol.l -1 até ph 8,2. O teste em branco foi realizado com o amido nativo. O teor de carboxila foi expresso em quantidade de grupos carboxila em relação a 100 unidades de glicose (COOH/100GU) e calculado através da Equação 2. Eq. (2) Onde: Vpb = volume de NaOH gasto na titulação da prova em branco (ml); Vam = volume de NaOH gasto na titulação da amostra (ml); F = molaridade do NaOH (0,01 mol.l -1 ) Determinação do grau de substituição (GS) e percentual de grupos acetil (% Acetil) dos amidos nativos e acetilados O percentual de grupos acetila (% Acetil) e o grau de substituição (GS) dos amidos acetilados foram determinados por titulomentria conforme métodos descritos por Wurzburg (1964). Amostras de aproximadamente 1 g de amido foram colocadas em frasco de 250 ml e adicionadas de 50 ml de álcool etílico 75%. O frasco foi fechado e as amostras foram aquecidas em banho de água a 50 ºC por 30 min. Após resfriadas, as amostras foram adicionadas de 40 ml de KOH 0,5 mol.l -1 e mantidas sob agitação de 200 rpm por 72 h em agitador orbital. Decorrido o tempo, o excesso de álcali foi titulado com HCl 0,5 mol.l -1, utilizando-se fenolftaleína como indicador. A solução neutralizada foi mantida sob agitação por 2 h e o excesso de

46 45 álcali, o qual pode ter lixiviado da amostra, foi titulado novamente. Uma amostra em branco com o amido nativo também foi avaliada. O grau de substituição é definido como o número médio de sítios por unidade de anidroglicose que recebeu um grupo substituinte. O % Acetil e o GS foram calculados de acordo com as Equações 3 e 4, respectivamente. Eq. (3) Eq. (4) Onde: Vpb = volume de HCl gasto na titulação da prova em branco (ml); Vam = volume de HCl gasto na titulação da amostra (ml); F = molaridade do HCl (0,01 mol.l -1 ) Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) dos amidos nativo e modificados Os espectros de infravermelho das amostras de amidos de cevada nativo e modificados foram obtidos em espectrômetro com transformada de Fourier (IR Prestige21; Shimadzu Corp. Japão) equipado com refletância total atenuada (ATR) (na região de cm 1. Foram recolhidas 100 leituras a uma resolução de 4 cm 1. As medidas foram coletadas em absorbância. O espectro de FTIR da região de cm 1 foi obtido utilizando a função de curva de Gauss com o software GRAMS (Galactic Industries Corp., Salem, NH, EUA ) Índice de cristalinidade relativa dos amidos nativo e modificados Os difratogramas de raios-x dos amidosnativo e modificados foram obtidos com difratômetro de raios-x (XRD-6000, Shimadzu, Brasil). A região de difração de varredura variou de 3 a 45, com uma tensão de 30 kv, corrente de 30 ma e velocidade de varredura de 1 min -1. A cristalinidade relativa (CR) dos grânulos de amido foi calculada conforme descrito por Rabek (1980). A Figura 10 mostra um difratograma de RX de uma amostra de amido, ilustrando o método de se obter a área amorfa e a cristalina para calcular a cristalinidade relativa do amido, através da Equação 5.

47 46 Figura 8 Difratograma de raio-x de uma amostra de amido, ilustrando o método de se obter a área amorfa (Aa) e a cristalina (Ac). Fonte: AUTOR, Eq. (5) Ac = área cristalina nos difratogramas de raios-x Aa = domínio amorfo nos difratogramas de raios-x Propriedades térmicas dos amidos nativo e modificados As propriedades térmicas dos amidos foram avaliadas em calorímetro diferencial de varredura (DSC, TA-60WS, Shimadzu, Kyoto, Japão). Foram pesadas aproximadamente 2,5 mg de amido em cadinhos de alumínio e adicionado água destilada (1:3 m/m),os quais foram hermeticamente fechados e deixados estabilizar durante uma hora antes do procedimento. Os cadinhos contendo as amostras foram aquecidas, juntamente com um cadinho vazio como referência, sob atmosfera de nitrogênio de 30 a 120 C com uma taxa de aquecimento de 10 C.min -1. A entalpia de gelatinização ( H), a temperatura inicial (To), a temperatura de pico (Tp) e a temperatura final (Tf) de gelatinização foram obtidos automaticamente. A variação de temperatura (Tf-To) foi calculada pela subtração das temperaturas final pelas temperaturas de início.

48 Morfologia dos grânulos de amidos nativo e modificados A morfologia dos grânulos de amido foi analisada utilizando um microscópio eletrônico de varredura (MEV, modelo XRD-6000, Shimadzu, Brazil). As amostras de amido foram suspensas em acetona (1%, m/v) para retiradas de bolhas de ar. Após, as amostras foram mantidas em ultrassom durante 15 min. Uma pequena quantidade de cada amostra foi espalhada diretamente sobre a superfície do stub, sendo este colocado em estufa a 32 C durante 15 h. Posteriormente, as amostras foram revestidas com ouro em metalizador e examinadas no microscópio eletrônico de varredura sob uma tensão de aceleração de 15 kv e magnificação de 1000X Propriedades de pasta dos amidos nativo e modificados As propriedades de pasta dos amidos foram avaliadas em Analisador Rápido de Viscosidade (RVA) (Rapid Visco Analyser, modelo RVA-4, Newport Scientific, Austrália), utilizando o perfil Standard Analysis 1. Uma amostra de 3,0 g de amido, corrigida para 14% de umidade, foi utilizada para esta avaliação. As amostras foram aquecidas a 50 C em 1 min e, posteriormente, a 95 C em 3,5 min, sendo mantidas a 95 C durante 2,5 min. A seguir, foram resfriadas para 50 C em 3,8 min. e mantidas a 50 C por 2 min. A velocidade de rotação foi mantida a 960 rpm durante 10 s e então mantida a 160 rpm durante o restante do processo. Foram avaliadas a temperatura de início de formação de pasta, a viscosidade máxima, a quebra da viscosidade, a viscosidade final e a tendência à retrogradação Poder de inchamento e solubilidade dos amidos nativo e modificados O poder de inchamento e a solubilidade dos amidos foram determinados conforme método descrito por Leach; Mcoowen e Schoch (1959). A determinação envolveu a suspensão em tubos de centrifuga de 1 g de amido em 50 ml de água (50 ºC). Após 30 min de aquecimento em banho de água (90 ºC), os tubos foram resfriados à temperatura ambiente e centrifugados a 1000 g por 20 min. O sobrenadante foi coletado e seco em estufa (105 C) até massa constante para a quantificação da fração solúvel. Os tubos, previamente tarados, contendo os grânulos de amido intumescidos, foram pesados para determinar o poder de inchamento. A solubilidade foi calculada pela razão da massa solúvel e a massa inicial de amido, expressa em porcentagem, enquanto o poder de inchamento foi

49 48 obtido pela relação da massa final intumescida pela massa inicial de amido, sendo descontada a quantidade de amido solúvel Isolamento das fibras de celulose da casca de cevada O isolamento das fibras de celulose foi baseado nas metodologias de Zuluaga et al. (2009) e Johar e Ahamad (2012), com algumas modificações. As cascas de cevada foram lavadas com água destilada, secas (50ºC/24h), moídas e posteriormente submetidas a uma mistura de tolueno e etanol (2:1, v/v) durante 16 h, a fim de remover os compostos extrativos (ácidos graxos, alcoóis de cadeias longas, cera, compostos fenólicos), seguido de secagem em estufa a 50 ºC durante 24 h. Para a remoção da hemicelulose e da lignina da casca de cevada moída, foi realizado um tratamento alcalino com NaOH (4%, m/v) em reator de vidro encamisado, com agitação mecânica (IKA, RW20, Alemanha), com circulação de água a 80 ºC por 4 h. No término da reação, a suspensão foi filtrada e lavado com excesso de água destilada. Esta reação foi realizada por 3 vezes. Após o tratamento alcalino, foi realizado o branqueamento das cascas, que tem como finalidade remover a lignina remanescente. O branqueamento foi realizado com a adição da casca em uma mistura de partes iguais de solução tampão de acetato de sódio ( 27g de NaOH e 75g de ácido acético glacial/1l de água) e solução aquosa de 1,7% de clorito de sódio. Este material foi colocado em reator de vidro encamisado, com circulação de água a 95 ºC durante 4 h com agitação mecânica (IKA, RW20, Alemanha) e ápos, filtrado em funil de Buchner com papel nº 4 e lavado com exceso de água destilada. O processo de branquemanto foi realizado por 4 vezes. Ápos todas as etapas, o material branqueado foi seco a 50 ºC em estufa com circulação forçada de ar durante 24 h e armazenada em recipiente hermético até a utilização Avaliações das fibras Foram analisadas as fibras da casca de cevada moída (sem tratamento), as fibras tratadas com álcali e as fibras branqueadas foram analisadas macrospicamente a fim de comparar as mudanças macroscópias, assim como a composição química, morfológica e estrutural que ocorreram nas etapas de tratamento das fibras.

50 Análise macroscópica das fibras As fibras foram visualisadas e fotografadas, com o objetivo de comparar a coloração e aparência global das mesmas Composição química das fibras O teor de lignina foi determinada através do método padrão TAPPI T13m-54, utilizando-se o ácido sulfurico concentrado (72%) para a hidrólise dos polissacarídeos (celulose e hemicelulose). O conteúdo de holocelulose (celulose + hemicelulose) e celulose foram determinados pelo método padrão TAPPI T19m-54, descrito por Trindade et al. (2005) Morfologia das fibras A visualização da microestrutura das fibras foi realizada por microscopia eletrônica de varredura (JEOL, JSM-6610LV, Japão). As amostras de fibras foram inicialmente suspensas em álcool butílico para obter uma suspensão de 1% (m/v). Após, as amostras foram mantidas em ultrassom durante 30 min. Uma pequena quantidade de cada amostra foi espalhada sobre a superfície de uma fita de carbono dupla face aderida em stub, sendo este colocado em estufa a 32 C durante 15 h. Posteriormente, as amostras foram revestidas com ouro em metalizador e examinadas microscópio eletrônico de varredura. As imagens foram capturadas nas ampliações de 50x, 200x e 2000x Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) das fibras As fibras foram avaliadas em um espectrômetro (Shimadzu, IRAffinity, Japão), com acessório ATR (Refletância Total Atenuada). Foram realizadas varreduras na faixa espectral de 800 a 4000 cm -1 e recolhidas 30 leituras a uma resolução de 2 cm Cristalinidade das fibras A cristalinidade relativa das fibras foi avaliada em difratômetro de raios-x, com região de varredura entre 5 a 40º 2θ, com voltagem de 30 kv e corrente de 30 ma. A cristalinidade relativa (CR%) das fibras de celulose foi calculada empregando a equação 6, seguindo o método de Segal et al. (1959). Nesse método, o CR é

51 50 calculado a partir da razão de alturas entre a máxima intensidade do pico cristalino (I 200 ) e a intensidade de difração do material não-cristalino, representada por I não-cr, como pode ser observado na Figura 11 e na Equação 6. Figura 9 Difratograma de raio-x de uma amostra de celulose, ilustrando o método para a intensidade máxima do pico. Fonte: AUTOR (2014) ã Eq. (6) I 200 = Máximo valor de intensidade do pico cristalino, localizado entre (2θ) I não-cr = Valor de intensidade que separa os dois picos de difração observados na Figura 11. Esta é localizada em 18 (2θ) e representa o material não-cristalino Elaboração dos biocompósitos Os biocompósitos foram elaborados pela técnica casting, segundo a metodologia de Müller, Laurindo e Yamashita (2009a), com algumas modificações. Para preparação da solução filmogênica, utilizaram-se 3g de amido/100g de água destilada, 0,30 g de glicerol/g de amido seco, goma de guar 0,01 g/g de amido seco (para evitar a sedimentação de fibras) e 0 g, 10 g e 20 g de fibra/g de amido seco.

52 51 As fibras de celulose, juntamente com a goma-guar foram suspensas em água, com posterior agitação em ultraturrax a rpm durante 10 min, e após foi adicionado à esta solução, o amido e o glicerol. As soluções filmogênicas foram aquecidas em reator de vidro encamisado, com circulação de água a 90 ºC durante 10 min. Em seguida, 20 g de cada solução filmogênica foi espalhada em placas de acrílico de 9 cm de diâmetro e secas em estufa com circulação de ar a 30 C por 16 h. Após a secagem os biocompósitos foram acondicionados à 16ºC e umidade relativa em torno de 58%. Os biocompósitos foram avaliados após 4 dias de acondicionamento Avaliações dos biocompósitos Avaliação macroscópica dos biocompósitos Os biocompósitos foram avaliados macroscopicamente através da aparência global, seguindo-se os parâmetros descritos por Gontard (1991). O objetivo dessa análise foi selecionar os biocompósitos homogêneos (ausência de partículas insolúveis e de bolhas, coloração uniforme) que apresentem continuidade (sem a presença de rupturas ou zonas quebradiças) e que possibilitem o manuseio (facilidade em retirar os filmes do suporte) Morfologia dos biocompósitos A morfologia dos biocompósitos foi avaliada em microscópico eletrônico de varredura (JEOL, JSM-6610LV, Japão). Para a análise da seção transversal dos biocompósitos, estes foram fraturados com N 2 líquido. As amostras de biocompósitos foram colocadas sobre a superfície de uma fita de carbono dupla face aderida em stub e recobertas com uma camada de ouro utilizando um metalizador a vácuo (Denton Desk V, Denton Vacuum, EUA) analisadas em MEV com feixe de elétrons de 10 kv. Foram realizadas microscopias da superfície e da seção transversal dos filmes nas magnificações de 50x e 500x, respectivamente Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) dos biocompósitos Os biocompósitos foram analisadas com um espectrômetro (Shimadzu, IRAffinity, Japão), com acessório ATR (Refletância Total Atenuada). Foram realizadas varreduras na faixa espectral de 800 a 4000 cm -1 e recolhidas 30 leituras a uma resolução de 2 cm 1.

53 Cristalinidade dos biocompósitos Para analisar os padrões de raios-x, as amostras dos biocompósitos foram cortadas em peças circulares e colocadas em porta amostra e foram avaliadas em difratômetro de raios-x, com intervalo de varredura entre 5 e 60º (2θ), com voltagem de 30 kv e corrente de 30 ma Cor e opacidade dos biocompósitos A cor e a opacidade dos biocompósitos foram obtidas através da média de cinco determinações sendo uma no centro e as outras no perímetro, utilizando um colorímetro (MINOLTA, CR 400, Japão). Os biocompósitos foram colocados em uma placa branca definida como padrão e iluminante D65 (luz do dia) para as determinações dos parâmetros de cor. O parâmetro L* indica a claridade que varia de 0 (preto) a 100 (branco), os parâmetros a* e b* são as coordenadas de cromaticidade, onde, a* varia do verde (-) ao vermelho (+) e b* varia do azul (-) ao amarelo (+) (SOBRAL, 1999). A diferença da cor total (ΔE) foi calculada através da Equação 7. Onde: Eq. (7) ΔL= L padrão L amostra; Δa= a padrão a amostra; Δb= b padrão b amostra. A opacidade dos biocompósitos foi calculada como a relação entre a opacidade do biocompósito sobreposto ao padrão preto (P preto ) e ao padrão branco (P branco ), segundo a Equação 8 (HUNTERLAB, 1997). Ppreto Opacidade x100 Eq. (8) Pbranco Espessura dos biocompósitos A espessura dos biocompósitos foi determinada através da média aritmética de oito medidas aleatórias sobre sua superfície, utilizando um micrômetro digital (modelo INSIZE) e os resultados foram expressos em mm.

54 Propriedades mecânicas dos biocompósitos As propriedades mecânicas (resistência a tração, porcentagem de elongação e módulo de Young) dos biocompósitos foram determinadas em um texturômetro (TA.TX Plus, Texture Analyzer), operando de acordo com o método ATM D 882 (ASTM, 1995), com separação inicial das garras de 50 mm e velocidade do probe de 1 mm/s. Seis a dez amostras de cada biocompósito foram recortadas (85 mm de comprimento e 25 mm de largura) e fixadas no texturômetro. A resistência à tração foi calculada dividindo-se a força máxima no rompimento do biocompósito, pela área de secção transversal (Equação 9). A elongação foi determinada dividindo-se a distância final de separação da probe pela distância inicial de separação (50 mm), multiplicada por 100 (Equação 10) (JANGCHUD; CHINNAN, 1999). A média das espessuras requeridas para o cálculo da área seccional foi determinada utilizando-se oito medidas obtidas ao longo da amostra. Eq. (9) Onde: RT: resistência à tração (Mpa); F m : força máxima no momento da ruptura do filme (N); A: área da secção transversal (m 2 ). Eq. (10) Onde: E = Elongação (%); d i = distância inicial de separação (cm); d r = distância no momento da ruptura (cm) Umidade dos biocompósitos O teor de umidade dos biocompósitos foi determinado pelo método da AACC (1995) em estufa a 105 C com circulação natural de ar até massa constante, sendo os resultados expressos em g(100 g) -1.

55 Solubilidade em água dos biocompósitos A solubilidade em água dos biocompósitos foi realizada em triplicata e determinada segundo o método proposto por Gontard et al. (1994). Foram utilizadas amostras na forma de disco com 2,5 cm de diâmetro. As amostras foram secas em estufa a 105 ºC, até massa seca constante, para retirada da umidade. Em seguida, foram imersas em tubo de Falcon com 50mL de água destilada. O sistema foi agitado (175 rpm) em shaker por um período de 24 h a 25 ºC. Após este período, as amostras foram submetidas a secagem em estufa a 105 ºC, até peso constante, para se determinar a massa seca final da amostra. A solubilidade foi expressa em termos de massa solubilizada (MS) do biocompósito, de acordo com a Equação 11. Eq. (11) Permeabilidade ao vapor de água dos biocompósitos A permeabilidade ao vapor de água foi determinada pelo método E da ASTM (ASTM, 1995) à 25 ºC. As amostras dos biocompósitos foram seladas com parafina em células de permeação de alumínio, contendo cloreto de cálcio (0% de umidade relativa). As células de permeação foram acondicionadas em dessecadores contendo solução salina saturada de cloreto de sódio em temperatura ambiente e 75% de umidade relativa. O ganho de massa do sistema foi medido no tempo de 2 dias. As avaliações foram realizadas em triplicata e a permeabilidade ao vapor de água (PVA) foi calculada através da Equação 12. Eq. (12) Onde: PVA= Permeabilidade ao vapor de água (g.mm/kpa.dia.m 2 ); ΔW= Ganho de massa (g); X= espessura do filme (mm); t= tempo (dias); A= Área exposta (m 2 ); ΔP= Diferença de pressão parcial (kpa).

56 Propriedades térmicas dos biocompósitos As propriedades térmicas dos biocompósitos foram realizadas em analisador termogravimétrico (TGA, TA-60WS, Shimadzu, Kyoto, Japão). A amostra (6-10mg) foi aquecida em cápsulas de platina numa faixa de 30 a 600 ºC, com taxa de aquecimento de 10ºC e um fluxo de nitrogênio de 50 ml.min -1 de N 2. Uma cápsula de platina vazia foi utilizada como referência Análise estatística Os resultados foram submetidos à análise de variância (ANOVA) e as médias comparadas pelo teste de Tukey com nível de 5% de significância.

57 56 5 RESULTADOS E DISCUSSÃO 5.1 Rendimento de extração e composição química do amido nativo O rendimento de extração foi de 45 g de amido de cevada/100g de grãos sem casca e moídos, apresentando um teor de amilose de 27,7%. Com o método de extração utilizado para obtenção de amido de cevada, obteve-se um amido com alto grau de pureza (99,1% de amido, 0,16% de proteína, 0,61 de lipídeos e 0,13% de cinzas), resultados expressados em base seca. O amido nativo de cevada apresentou baixos teores de proteína, lipídeos e cinza, indicando uma boa eficiência no método de extração de amido. As proteínas são um dos maiores componentes presentes na farinha de cevada depois dos carboidratos, portanto são utilizadas como parâmetro de determinação da eficiência do método de extração de amido, ou seja, quanto menor o teor de proteínas presente no amido isolado, melhor a pureza do produto (ZAVAREZE et al., 2009). A utilização de tolueno no método de extração do amido proporcionou a agregação das proteínas e dos lipídeos formando uma emulsão, o que contribuiu para um amido com alta pureza (99,10%). O conteúdo de proteínas do amido de cevada foi de 0,16%, valor inferior ao de amido de arroz (0,24%) extraído por MOHAN et al. (2005) em condições semelhantes. No entanto, o amido de arroz (MOHAN et al., 2005) apresentou em sua composição a metade do teor de lipídeos presente no amido de cevada, o que deve ser atribuído ao teor lipídico presente nos grãos de arroz, que geralmente é menor quando comparado aos grãos de cevada. 5.2 Caracterização dos amidos nativo e modificados Conteúdos de carbonila e carboxila Os conteúdos de carbonila e carboxila dos amidos nativo e oxidados estão apresentados na Tabela 5. A oxidação do amido de cevada com diferentes concentrações de cloro ativo promoveu a formação de grupos carbonílicos e carboxílicos. O conteúdo de carbonila no amido aumentou progressivamente com a concentração de cloro ativo utilizado como oxidante (Tabela 5). A oxidação do amido de cevada formou grupos carboxílicos, variando de 0,174 a 0,224 COOH/100 UG, no entanto, não houve diferença entre os amidos oxidados com 1,5 e 2,0% de cloro

58 57 ativo (Tabela 5). Esses conteúdos de carboxila são similares aos valores encontrados por Chávez-Murillo, Wang e Bello-Pérez (2008) que oxidaram amido de cevada com concentrações de 1,5, 3,0 e 5,0% de cloro ativo. Outros estudos (KUAKPETOON; WANG, 2001; CHONG et al., 2013) também relataram o aumento de grupos carbonílicos e carboxílicos em amidos de batata, milho e arroz oxidados com hipoclorito de sódio. Tabela 5. Conteúdos de carbonilas e carboxilas dos amidos nativo e oxidados. Amidos a Conteúdo de carbonila Conteúdo de carboxila (CO/100 UG) (COOH/100 UG) Nativo 0,014 ± 0,000 d 0,000 ± 0,000 c 1,0% CA b 0,089 ± 0,010 c 0,174 ± 0,005 b 1,5% CA 0,111 ± 0,000 b 0,214 ± 0,000 a 2,0% CA 0,153 ± 0,005 a 0,224 ± 0,003 a a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes pelo teste de Tukey (p <0,05). B CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.) O amido oxidado de cevada apresentou maior formação de grupos carboxilicos do que carbonílicos (Tabela 5). Sangseethong, Termvejsayanon e Sriroth (2009) oxidaram amido de mandioca com hipoclorito de sódio em condições alcalinas e também observaram uma maior formação de grupos carboxílicos que carbonílicos. O tipo de grupos funcionais formados nas moléculas de amido durante a oxidação depende das condições de reação. Nestes estudos, a reação de oxidação ocorreu em condições de ph alcalino, que segundo Wurzburg (1986), favorece a formação de grupos carboxílicos Percentagens de grupos acetil (Ac%) e grau de substituição(gs) O efeito da reação da acetilação com diferentes concentrações de catalisador sobre os Ac % e o GS dos amidos de cevada está apresentado na Tabela 6. Os Ac% e o GS dos amidos aumentaram significativamente com o aumento da concentração de catalisador (Tabela 6). Os amidos acetilados de cevada apresentaram GS variando de 0,08 a 0,31, que é classificado como de baixo (<0,1) e de médio (0,1-1,0) GS, respectivamente (Tabela 6). Amidos acetilados com baixo

59 58 GS são utilizados na indústria alimentícia como agentes de textura, consistência e estabilidade nos alimentos e recentemente têm sido estudados na elaboração de embalagens biodegradáveis e em aplicações farmacêuticas (BISWAS et al., 2008; CHI et al., 2008). Por outro lado, os amidos de médio GS podem ser aplicados como termoplásticos substitutos dos acetatos de celulose (BISWAS et al., 2008). Tabela 6. Percentagem de grupos acetil e grau de substituição dos amidos nativo e acetilados. Amido a Acetil (%) Grau de substituição Nativo ,0% CAT b 2,14 ± 0,08 c 0,08 ± 0,00 c 17,0% CAT 5,77 ± 0,29 b 0,22 ± 0,01 b 23,0% CAT 7,54 ± 0,35 a 0,31 ± 0,01 a a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes (p <0,05). b CAT: catalisador NaOH (solução de 50 g NaOH/100 g de água destilada). Bartz et al. (2012) acetilaram amido de arroz de média amilose em condições semelhantes ao presente estudo e encontraram maior GS (0,67) e maior Ac% (14,13) comparado aos resultados encontrados neste estudo (Tabela 6). As diferenças no GS e nos Ac% dos amidos de cevada e de arroz acetilados, sob condições semelhantes, podem serem atribuídas aos distintos tamanho e fragilidade dos grânulos, uma vez que o amido de cevada possui grânulos maiores do que o amido de arroz (BELLO-PEREZ et al., 2010). Outros fatores, tais como o teor de amilose, a estrutura de amilopectina, bem como a presença de outros componentes no amido, podem afetar a introdução de grupos acetil na estrutura do amido. Bello-Pérez et al. (2010) utilizaram o mesmo método de acetilação, com diferentes tempos de reação (0,5 h e 6 h), para acetilar amido de cevada e observaram maior GS nos amidos (0,9 e 2,7, respectivamente) quando comparados aos amidos do presente estudo (Tabela 6). As diferenças entre os graus de substituição de amidos acetilados podem ser devido às diferenças nas condições de reação, tais como, tempo, temperatura e concentrações de anidrido acético e

60 59 catalisador, visto que a concentração de catalisador (Tabela 6) e o aumento do tempo (BELLO-PÉREZ et al., 2010) aumentam o GS e o % de Ac dos amidos Identificação de grupos funcionais dos amidos por FTIR Os espectros de FTIR dos amidos de cevada nativo, oxidados e acetilados são mostrados na Figura 12. Tal como ilustrado na Figura 12A, o amido nativo apresentou bandas fortes nas regiões de cm -1 e cm -1 que correspondem aos estiramentos dos grupos OH e CH, respectivamente, enquanto que as bandas 1650 cm -1 e 1420 cm- 1 correspondem às deformações dos grupos OH e CH (MANO; KONIAROVA; REIS, 2003). Ao comparar os amidos nativos e oxidados com 1,0, 1,5 e 2,0% de cloro ativo, não foram observadas diferenças entre os espectros (Figura 12A) dos amidos nativo e oxidados de cevada, mesmo os oxidados apresentando em sua molécula grupos carbonila e carboxila (Tabela 5). Estes resultados podem ser explicados pelo fato dos grupos carbonila formados durante a oxidação serem em menor número (< 5%) do que os grupos fornecidos na modificação do amido por acetilação. Os grupos hidroxila das moléculas de amido, localizados principalmente no C-2, C-3 e C-6 dos monômeros de glicose, são oxidados à grupos carbonila (C = O) e em seguida, para os grupos carboxila (COOH) (XIE; LIU; CUI, 2005). A oxidação pode também provocar despolimerização de moléculas de amido pela clivagem das ligações glucosidícas α-(1,4) (KUAKPETOON ;WANG, 2008). Enquanto que a acetilação é obtida pela esterificação do amido nativo com anidrido acético, incluindo grupos acetil (CH3COO-) nas moléculas de amido (BELLO-PÉREZ et al., 2010). Ao comparar os espectros dos amidos nativo e acetilados com 11%, 17% e 23% de catalisador, os amidos acetilados apresentaram fortes bandas de absorção, cm- 1 (C = O, estiramento do grupo acetil), 1368cm- 1 (C-H do grupo acetil) e 1234 cm- 1 (C-O, estiramento do grupo acetil), que forneceram evidências da acetilação (Figura 12B). A intensidade da banda 1735 cm -1 aumentou quando a concentração de catalisador foi aumentada de 11 para 23%. Por outro lado, a intensidade da banda do grupo hidroxila na região cm- 1 diminuiu (Figura 12B). Isto sugere que os grupos hidroxilas nas moléculas de amido foram convertidos em grupos acetil.

61 60 Figura 10 - Espectros de FTIR dos amidos oxidados (A) e acetilados (B) em comparação com o amido nativo de cevada. O 1,0: amido oxidado com 1,0% de CA, O 1,5: amido oxidado com 1,5% de CA, O 2,0: amido oxidado com 2,0% de CA, A11: amido acetilado com 11% de CAT, A17: amido acetilado com 17% de CAT, A23: amido acetilado com 23% de CAT. CA: cloro ativo, CAT: catalisador

62 61 A espectroscopia FTIR permite também a determinação da cristalinidade do amido (VAN SOEST et al.,1995) através da monitorização das alterações que ocorrem a partir dos domínios semi-cristalino e amorfo dentro do grânulo de amido. As bandas de absorção no infravermelho cm- 1 e cm- 1 geralmente são utilizadas para a determinação das regiões cristalinas e amorfas, respectivamente (VAN SOEST et al., 1995). Os amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada foram deconvoluídos para uma melhor resolução da sobreposição dos picos e a Figura 13 mostra um exemplo de deconvolução do espectro do amido de cevada. A razão entre as bandas 1047/1018 cm -1 foi calculada para representar a relação da fase cristalina e amorfa dos amidos nativos e modificados (Tabela 7). A diminuição da razão foi resultado da redução da cristalinidade durante o processo de modificação do amido. A razão para o amido nativo foi de 0,51 e a oxidação diminuiu a cristalinidade do amido de cevada, uma vez que a razão do amido oxidado com 2,0% de cloro ativo reduziu para 0,49 quando comparado ao amido nativo (Tabela 7). A razão diminuiu com o aumento da concentração de catalisador durante o processo de acetilação (Tabela 7). Isto foi consistente com os resultados de difração de raios-x, que mostrou que a cristalinidade diminuiu em comparação com o amido nativo de cevada (Tabela 7). Figura 11 - Espectros de amido de cevada que representa um padrão de deconvolução para a banda no intervalo entre 800 e 1200 cm -1.

63 Cristalinidade dos amidos Os padrões de difração de raios-x dos amidos de cevada nativo, oxidados e acetilados apresentaram fortes picos em 15, 17, 18, 19 e 23 (2θ) que são característicos de amidos de cereais tipo A (Tabela 7), como relatados em amido de milho, cevada e arroz (CHÁVEZ-MURILLO; WANG; BELLO-PÉREZ, 2008, ZAVAREZE et al., 2010). Tabela 7. Razão da área das bandas 1047/1018 cm -1 por FTIR, que representa a razão entre a fase cristalina e a amorfa, as intensidades dos picos nos difratogramas de raios-x e cristalinidade relativa dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada. Razão Intensidade dos picos Modificações Tratamentos 1047/1018 cm -1 a 15,0 17,0 18,0 19,0 23,0 CR(%) Nativo 0,51 a ,67 1,0% CA b 0,50 b ,95 Oxidação 1,5% CA 0,51 a ,01 2,0% CA 0,49 c ,02 d Nativo 0,51 a ,67 11% CAT c 0,49 b ,06 Acetilação 17% CAT 0,48 b ,39 23% CAT 0,45 c ,49 a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes pelo teste Tukey (p <0,05). b CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.) c CAT: catalisador NaOH (solução de 50 g NaOH/100 g de água destilada) d CR = Cristalinidade relativa

64 63 A oxidação com diferentes concentrações de cloro ativo alterou a intensidade dos picos e reduziu a cristalinidade relativa dos amidos de cevada (Tabela 7). Kuakpetoon e Wang (2006), em estudo da modificação de amido de milho com hipoclorito de sódio e Vanier et al, 2011 em amido de feijão, relataram que em baixas concentrações de oxidante, a oxidação ocorre principalmente na região amorfa do grânulo com degradação das moléculas de amilose, podendo haver um aumento na cristalinidade relativa do amido. Esses autores também reportaram que em altas concentrações de oxidante ocorre uma redução na cristalinidade devido a provável degradação da região cristalina. A oxidação do amido de cevada reduziu a cristalinidade relativa em todos os graus de oxidação, o que sugere que mesmo em baixa concentração de oxidante (1,0% de cloro ativo) já houve a degradação da região cristalina (Tabela 7). A esterificação reduziu a cristalinidade relativa dos amidos acetilados com diferentes concentrações de catalisador em comparação com o amido nativo. O aumento da Ac% dos amidos de cevada acetilados reduziu a cristalinidade relativa de 26,67% (nativo) para 23,49 (23% de catalisador) (Tabela 7). Segundo Diop et al. (2011) o grau de cristalinidade em amido de cereais é atribuído à formação de duplas hélices por ligações de hidrogênio intermoleculares nos segmentos da amilopectina. Como mostrado na Fig. 12B, os grupos acetil substituíram alguns grupos hidroxila nas cadeias de amido, o que reduz a formação de ligações de hidrogênio inter e intramoleculares, resultando na destruição parcial da estrutura inicial de cristais ordenados (ZHANG et al., 2009) Propriedades térmicas dos amidos As propriedades térmicas de amostras de amido nativo, oxidados e acetilados, tais como, temperatura de início (T 0 ), temperatura de pico (T p ), temperatura final (T f ), diferença de T f T 0 e entalpia de gelatinização (ΔH) estão apresentadas na Tabela 8. As temperaturas de gelatinização dos amidos de cevada oxidados com diferentes concentrações de cloro ativo foram semelhantes às temperaturas de gelatinização do amido nativo. Os amidos oxidados apresentaram menor entalpia de gelatinização quando comparados com o amido nativo (Tabela 8). Segundo Sangseethong, Termvejsayanon e Sriroth (2010), o hipoclorito de sódio causa um enfraquecimento dos grânulos de amido, devido a degradação parcial das moléculas

65 64 presentes na lamela cristalina, e consequentemente, menor energia é necessária para gelatinizar o amido. Esses autores observaram a necessidade de menor energia para a gelatinização do amido oxidado de mandioca quando comparado ao amido nativo. Outros autores (SANDHU et al, 2008; SANGSEETHONG; LERTPHANICH; SRIROTH et al, 2009), que estudaram amidos de mandioca e de milho oxidados também relataram uma diminuição na entalpia de gelatinização dos amidos oxidados, em comparação com o amido nativo. Tabela 8. Propriedades térmicas dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada. Temperaturas de T f T o Entalpia Modificações Tratamentos gelatinização ( C) (J/g) T o (ºC) T p (ºC) T f (ºC) Nativo 59,49 63,28 67,43 7,94 8,92 1,0% CA a 60,76 63,45 67,82 7,06 4,61 Oxidação 1,5% CA 61,85 64,74 68,02 6,17 6,72 2,0% CA 61,77 65,15 69,76 7,99 6,82 Nativo 59,49 63,28 67,43 7,94 8,92 11% CAT b 53,26 60,24 64,19 10,93 3,00 Acetilação 17% CAT 59,00 61,90 64,70 5,7 3,11 23% CAT 49,68 56,27 60,54 10,86 1,28 a CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g de amido de cevada, b.s). b CAT: catalisador NaOH (solução de 50 g NaOH/100 g de água destilada) Os amidos acetilados apresentaram menores T 0, T p, T f e ΔH quando comparados ao amido nativo (Tabela 8). Mirmoghtadaie; Kadivar e Shahedi (2009) também obtiveram uma redução das temperaturas dos amidos acetilados de arroz. Bello-Pérez et al. (2010) acetilaram amido de cevada em diferentes tempos de reação para obter amidos com baixo (0,9) e alto DS (2,7) e também constataram uma redução nas temperaturas dos amidos quando acetilados. Segundo estes autores a abrangência da redução nas propriedades térmicas dos amidos modificados por acetilação são dependentes de outros fatores extrínsecos à reação,

66 65 tais como o formato e tamanho de grânulo, proporção de amilose e amilopectina, organização dos cristais, dentre outros. A ΔH mostra uma medida indireta de cristalinidade e é um indicador da perda da ordem molecular (SINGH; KAUR; McCARTHY, 2007). A redução na ΔH sugere que os grupos acetil alteram as duplas hélices das regiões amorfas do grânulo. Além disso, a introdução de grupos volumosos ao longo da cadeia do amido aumenta a flexibilidade estrutural, e isso contribui também para a redução da temperatura de gelatinização do amido modificado. A Redução dos parâmetros térmicos do amido cevada é consistente com a redução da cristalinidade após a acetilação (Tabela 7 e 8) Morfologia dos grânulos de amido As micrografias eletrônicas de varredura (MEV) dos grânulos dos amidos de nativo, oxidados e acetilados de cevada são mostradas na Figura 14. O amido de cevada apresenta grânulos de tamanhos pequenos e grandes com formatos lenticulares e irregulares (Figura 14). A oxidação com diferentes teores de cloro ativo não afetou o tamanho e a forma dos grânulos de amido (Figura 14A, 14B, 14C e 14D). Kuakpetoon e Wang (2001) também não encontraram diferenças morfológicas em grânulos de amido de batata, milho e arroz quando oxidados com hipoclorito de sódio em concentrações de 0,8 % e 2% de cloro ativo, e apresentando diferenças na morfologia somente quando oxidado com 5,0% de cloro ativo. Vanier et al. (2012) também não encontraram alteração na morfologia dos grânulos de amido de feijão oxidado com 0,5% e 1,0% de cloro ativo. No entanto, quando estes autores oxidaram com 1,5% de cloro ativo, os grânulos apresentaram imperfeições sobre as estruturas externas com uma superfície mais irregular que a superfície dos grânulos de amido nativo. A acetilação com concentrações de catalisador acima de 17% (Figura 14F e 14G) afetou a morfologia dos grânulos de amido de cevada, com a presença de pequenos fragmentos, além disso, na maior concentração de catalisador (23%) houve uma desintegração parcial dos grânulos e a formação de pequenos aglomerados (Figura 14G).

67 66 A B E C F D G Figura 12 Micrografias dos amidos de cevada: amido nativo (A), amido oxidado com 1,0% de CA (B), amido oxidado com 1,5% de CA (C), amido oxidado com 2,0% de CA (D), amido acetilado com 11% CAT (E), amido acetilado com 17% CAT (F), amido acetilado com 23% CAT (G). CA: cloro ativo, CAT: catalisador NaOH

68 Propriedades de pasta dos amidos As propriedades de pasta dos amidos de cevada nativo, oxidados e acetilados estão mostrados na Tabela 9. A oxidação reduziu a temperatura de pasta dos amidos de cevada, no entanto, os diferentes níveis de cloro ativo utilizados na modificação não afetou a temperatura de pasta (Tabela 9). Kuakpetoon e Wang (2001) também reportaram uma redução na temperatura de pasta com o aumento na concentração de hipoclorito de sódio durante a oxidação para os amidos de batata, milho e arroz. De acordo com estes autores a redução da temperatura de pasta sugere que os grânulos de amidos oxidados incham mais facilmente, porque as forças de associação entre as moléculas de amido nativo são enfraquecidas por repulsão com os grupos carboxila, assim, permitindo a entrada de água nos grânulos de amido rapidamente e ocorre a formação de pasta com menor temperatura. O pico de viscosidade e a viscosidade final dos amidos de cevada oxidados foram menores em comparação ao nativo e reduziram com o aumento da concentração de cloro ativo na reação (Tabela 9). A viscosidade dos amidos depende do grau de oxidação. Em altas concentrações do agente oxidante ocorre uma clivagem parcial das ligações glicosídicas, reduzindo a viscosidade (KUAKPETOON ;WANG, 2008). Vanier et al. (2012) também relataram uma redução na viscosidade de pasta dos amidos de feijão oxidados com maiores concentrações de cloro ativo (1,0 e 1,5%). Os amidos oxidados apresentaram maior quebra em comparação ao amido nativo, sendo que, a oxidação do amido de cevada com a maior concentração de cloro ativo proporciona menor quebra dentre as modificações (Tabela 9) apresentando maior tendência em resistir às forças de cisalhamento durante o aquecimento. A oxidação dos amidos de cevada reduziu a tendência de retrogradação com o aumento do teor de cloro ativo (Tabela 9). Segundo Munhoz, Weber e Chang (2004) a retrogradação do amido é um fenômeno que deve ser minimizado por se tratar da reconstrução de uma estrutura mais rígida devido a maior facilidade de rearranjo das cadeias de amilose durante o armazenamento do produto alimentício, resultando em maior perda de água do sistema e endurecimento do produto final. A redução da retrogradação dos amidos oxidados em relação ao nativo pode ser atribuída á degradação das moléculas de amido e também ao aumento do grau de

69 68 oxidação que favorecem a lixiviação da amilose e consequentemente á redução da retrogradação. Além disso, a introdução de grupos volumosos, tais como grupos carbonílicos e carboxílicos, dificultam a reassociação das cadeias, minimizando a tendência a retrogradação (LIU et al., 2014). Os amidos de cevada acetilados apresentaram menor temperatura de pasta em relação ao amido nativo, a qual diminuiu com o aumento da concentração catalisador na reação de acetilação (Tabela 9). A redução na temperatura de pasta dos amidos acetilados é devido à incorporação de novos grupos funcionais na estrutura do grânulo de amido, que diminuem as forças atrativas na região amorfa do grânulo de amido e enfraquecem as ligações de hidrogênio intramoleculares dentro do grânulo, necessitando uma menor temperatura para formação de pasta (KUAKPETOON; WANG, 2001, GONZALEZ; PEREZ, 2002). Os amidos acetilados, independentemente do GS, apresentaram redução significativa no pico de viscosidade e na viscosidade final em relação ao amido nativo (Tabela 9). Bello-Pérez et al. (2010) também acetilaram amido de cevada, no entanto, os autores utilizaram diferentes tempos de reação para obter amidos com baixo (0,9) e alto GS (2,7) e constataram uma redução significativa nas viscosidade de pasta dos amidos, principalmente no amido com alto GS. A redução na viscosidade dos amidos acetilados está relacionada com a menor capacidade de inchamento destes amidos, pela uma possível desorganização parcial dos grânulos ocorrida pela introdução dos grupos volumosos acetil, que conferem hidrofobicidade e diminuem a capacidade de absorção e retenção de água no amido. As reduções nas viscosidades de pasta também podem ser atribuídas à despolimerização das cadeias de amido durante a reação de acetilação (BELLO-PÉREZ et al., 2010). Comparando os amidos de cevada acetilados entre si, foi observado que a viscosidade aumentou progressivamente com o aumento do GS (Tabelas 6 e 9). A maior viscosidade do amido com maior GS (176,8 RVU) comparado ao amido com menor GS (120,4 RVU) pode estar relacionada à maior inserção de grupos acetil, os quais podem formar ligações cruzadas entre si, apresentando maior peso molecular, o que atribui o aumento na absorção de água e consequentemente na viscosidade.

70 69 Tabela 9. Propriedades de pasta, poder de inchamento e solubilidade em água dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada. Oxidação Acetilação Parâmetros a Nativo CA (%) b Nativo CAT (%) c 1,0 1,5 2,0 11,0 17,0 23,0 Temperature de pasta (ºC) 85,6 ± 1,2 a 67,5 ± 0,4 b 67,5 ± 0,6 b 66,8 ± 0,5 b 85,6 ± 1,2 a 60,3 ± 0,9 b 57,4 ± 0,1 c 55,5 ± 0,1 d Pico de viscosidade (RVU) 267,8 ± 3,4 a 186,9 ± 5,7 b 135,0 ± 1,5 c 108,5± 0,8 d 267,8 ± 3,4 a 120,4 ± 3,3 d 156,0 ± 1,9 c 176,8 ± 3,1 b Quebra (RVU) 52,7 ± 5,1 d 126,0 ± 3,4 a 108,9 ± 1,6 b 88,3 ± 0,9 c 52,7 ± 5,1 a 41,6 ± 2,8 b 14,3 ± 0,3 c 8,3 ± 1,0 d Viscosidade final (RVU) 295,8 ± 10,3 a 107,3 ± 2,7 b 56,3 ± 0,1 c 45,0 ± 0,4 d 295,8 ± 10,3 a 111,1 ± 2,1 d 222,1 ± 2,9 c 265,9 ± 3,6 b Retrogradação (RVU) 57,6 ± 3,1 a 46,3 ± 0,4 b 30,2 ± 0,0 c 24,7 ± 0,1 d 57,6 ± 3,1 c 32,4 ± 1,6 d 80,3 ± 1,1 b 97,4 ± 1,4 a Poder de inchamento (g/g) 14,0 ± 0,2 a 13,3 ± 0,1 a 6,5 ± 0,2 b 6,6 ± 0,8 b 14,0 ± 0,2 a 12,2 ± 0,4 b 10,9 ± 0,9 bc 9,7 ± 0,3 c Solubilidade (%) 8,9 ± 0,7 c 31,8 ± 0,4 b 57,5 ± 1,0 a 59,0 ± 0,5 a 8,9 ± 0,7 b 6,7 ± 0,4 c 4,7 ± 0,3 c 11,7 ± 0,4 a a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma linha para cada tipo de modificação, são significativamente diferentes (p <0,05). b CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s). c CAT: catalisador NaOH (solução de 50 g NaOH/100 g de água destilada).

71 70 A acetilação reduziu a quebra na viscosidade com o aumento do GS, o que indica que a acetilação aumenta a estabilidade dos amidos de cevada durante o aquecimento e cisalhamento. O amido acetilado de menor GS (0,08) apresentou uma redução na retrogradação comparado ao amido nativo, no entanto os amidos acetilados de GS 0,22 e 0,31 apresentaram maior retrogradação comparado ao amido nativo (Tabela 9) Poder de inchamento e solubilidade dos amidos O poder de inchamento e a solubilidade em água à 90 ºC dos amidos nativo, oxidados e acetilados de cevada são mostrados na Tabela 9. O amido de cevada oxidado com baixo nível de cloro ativo (1,0%) não apresentou diferença significativa em comparação ao amido nativo. No entanto, os amidos de cevada oxidados com 1,5 e 2,0% de cloro ativo apresentaram menor poder de inchamento em comparação ao amido nativo (Tabela 9). A redução na capacidade de ligação do amido com a água após a oxidação é atribuída devido à presença de grupos carbonílicos e carboxílicos, assim como pela despolimerização estrutural do amido. A oxidação em níveis mais baixos ocorre principalmente na região amorfa do grânulo do amido, no entanto, em amidos oxidados em maiores níveis de oxidante ocorre uma hidrólise parcial das cadeias de amilopectina. Segundo Tester e Morisson (1990) a amilopectina é a principal responsável pela capacidade de ligação do amido com a água. Wang e Wang (2003) relataram que a redução do poder de inchamento do amido pela oxidação é devido à hidrólise das cadeias de amilopectina a altas temperaturas e à presença de uma esponja em que a estrutura do grânulo é capaz de absorver a água, durante o aquecimento, mas não pode reter a água absorvida sob centrifugação. Com isso, sugere-se que os amidos oxidados de cevada apresentaram uma despolimerização da amilopectina, uma vez que estes apresentaram menor poder de inchamento em comparação ao amido nativo. Sánchez-Rivera et al. (2010) e Vanier et al. (2012) também encontraram um comportamento similar para amidos de milho e de feijão oxidados, respectivamente. A solubilidade dos amidos nativo e oxidados variou de 8,9 a 59,0%. Os amidos oxidados apresentaram alta solubilidade em água a 90 ºC quando comparados ao amido nativo (Tabela 9). A elevação da solubilidade dos amidos oxidados é atribuída ao enfraquecimento da estrutura interna dos grânulos de amido

72 71 e a despolimerização de amilose (SANDHU et al. de 2008). Com isso, acredita-se que grande parte da amilose da estrutura dos amidos de cevada oxidados foi clivada, o que contribuiu para a alta solubilidade. Wang e Wang (2003) oxidando amido de milho, variando a concentração de cloro ativo de 0 a 3,0% também encontraram um aumento substancial na solubilidade com o aumento na concentração de hipoclorito de sódio, apresentando valores de 7,9% a 66,3% respectivamente, na temperatura de 95 C. A acetilação reduziu o poder de inchamento dos amidos de cevada conforme aumentou a concentração de catalisador (Tabela 9). Sánchez-Rivera et al. (2010) também encontraram este comportamento em amidos de banana e de milho acetilados e relacionaram a menor capacidade de inchamento nesses amidos devido a introdução dos grupos volumosos acetil, os quais em maior proporção conferem hidrofobicidade e podem diminuir a capacidade de absorção e retenção de água pelo grânulo de amido. No entanto, Ayucitra (2012) que estudou a acetilação de amido de milho com diferentes graus de acetilação (GS: 0,08 a 0,21), encontrou um aumento no poder de inchamento para os amidos acetilados em comparação ao amido nativo. Este autor relatou que existe uma repulsão entre as moléculas de amido, facilitando, assim, um aumento da absorção de água no interior das regiões amorfas de grânulos e um consequente aumento da capacidade de inchamento. Os amidos acetilados com baixa concentração de catalisador apresentaram uma redução na solubilidade comparados ao amido nativo, no entanto quando o amido de cevada foi acetilado com 23% de catalisador houve um aumento na solubilidade comparado ao amido nativo (Tabela 9). Ayucitra (2012) também encontraram maior solubilidade para amidos acetilados, em comparação com amido nativo. O aumento da solubilidade do amido acetilado pode ser devido à reorganização estrutural que enfraquecem os grânulos e aumenta a lixiviação da amilose. 5.3 Caracterização das fibras da casca de cevada Análise macroscópica das fibras Na Figura 15 estão apresentadas as fotografias das fibras da casca de cevada moída (Figura 15A), tratada com álcali (Figura 15B) e branqueada (Figura 15C). A fibra da casca de cevada moída apresentou cor marrom e ápos o tratamento

73 72 alcalino houve uma redução na tonalidade, apresentando cor marrom-alaranjado. Ápos o tratamento de branqueamento o material apresentou uma cor completamente branca (Figura 15). Johar e Ahmad (2012) aplicaram tratamentos álcali e de branqueamento em casca de arroz e também constataram uma redução na tonalidade da fibra após esses tratamentos. Esses autores atribuíram essas mudanças de coloração á remoção da lignina e da hemicelulose. A cor branca observada no produto final é uma indicação de material celulósico de alta pureza, no entanto, são necessárias análises complementares, tais como, composição química, morfologia, cristalinidade relativa e grupos funcionais para sua caracterização. A B C Figura 13 - Fotografias da fibra da casca de cevada moída (A), fibra de casca de cevada com tratatamento alcalino (B) e fibra de casca de cevada branqueada (C) Composição química das fibras Na Tabela 10 estão apresentados os dados de composição de materiais lignocelulósicos das fibras da casca da cevada. A caracterização da fibra da casca de cevada moída foi realizada após a extração dos materiais extrativos, tais como ácidos graxos, alcoóis de cadeias longas, cera, compostos fenólicos, que foi feita através de lavagens tolueno e etanol.

74 73 A fibra de casca de cevada moída apresentou 40,8 % de celulose, 22,0% de hemicelulose e 25,0% de lignina (Tabela 10). Tabela 10. Teor de celulose, hemicelulose e lignina das fibras da casca de cevada moída e branqueada Fibra Celulose Hemicelulose Lignina (%) (%) (%) Casca de cevada moída 40,8 22,0 25,0 Branqueada 75,0 13,0 10,0 Bledzki et al., 2010 estudaram a composição química da casca de cevada e encontraram um teor de celulose semelhante ao deste trabalho (39%), no entanto, os constituintes hemicelulose e lignina foram inferiores, 12% e 22%, respectivamente. Com o tratamento de branqueamento observou-se aumento no teor de celulose e uma redução do teor de hemicelulose e de lignina presentes na fibra branqueada comparada à composição da fibra da casca moída (Tabela 10), o que remeti que o tratamento utilizado para purificação da celulose foi efetivo Morfologia das fibras Na Figura 16 está apresentada a morfologia das fibras de casca de cevada moída (Figuras 16A, 16B e 16C), tratada com álcali (Figuras 16D, 16E e 16F) e branqueadas (Figuras 16G, 16H e 16I), em magnitudes de 50x, 200x e 2000x, respectivamente. A fibra da casca de cevada moída apresentou uma estrutura mais compactada, com superfície externa irregular e com protuberâncias (Figuras 16A, 16B e 16C) quando comparada a superfície da fibra tratada com álcali (Figuras 16D, 16E e 16F) em que foi observada a presença de filamentos, redução do material compactado e desagregação estrutural. Essa desagregação da estrutura promovida pelo tratamento alcalino é devida principalmente pela remoção parcial da hemicelulose e da lignina (ALEMDAR; SAIN, 2008). Com a desagregação das fibras tratadas com álcali e após o processo de branqueamento, houve uma maior remoção da lignina e da hemicelulose do material, o que é consistente com os resultados referente à coloração da fibra branqueada (Figura 15C) e também com a composição química da mesma (Tabela

75 74 10). As fibras branqueadas apresentaram uma estrutura individualizada e fibrosa, com formato de bastonete e alongada (Figura 16G,16H,16I), com diâmetros médios de 8μm. Figura 14 - Micrografias das fibras de casca de cevada moída (A, B e C) tratadas com álcali (D, E e F) e branqueadas (G, H e I), nas magnificações de 50x, 200x e 2000x, respectivamente. Na micrografia da fibra branqueada (Figura 16G) ainda é possível observar pequenas proporções de materiais compactados, o que pode ser atribuído à presença residual da lignina e da hemicelulose, como verificado na composição química (Tabela 10). Também foi observado uma pequena aglomeração entre as

76 75 fibras de celulose, o que pode ser atribuído à superfície altamente polar destas fibras, que provoca agregações interfibrilares por ligações de hidrogênio (BILBAO- SÁINZ et al., 2010) Cristalinidade das fibras A Figura 17 mostra a cristalinidade relativa (CR) e o difratograma de raio-x das fibras da casca de cevada moída, tratada com álcali e branqueada, as quais apresentaram três picos (15,4º, 22,7º e 34,5º). Zainuddin et al. (2013) estudaram fibras de hibiscus branqueadas e encontraram picos semelhantes a este trabalho (16,0º, 22,5º e 34,5º), sendo estes picos característicos de materiais lignocelulósicos (TERINTE; IBBETT; SCHUSTER 2011). Figura 15 - Difratogramas de raios-x e cristalinidade relativa (CR) das fibras da casca de cevada moída (A), tratada com álcali (B) e branqueadas (C). A fibra da casca de cevada moída apresentou cristalinidade relativa de 38,9%, sendo que houve um aumento da cristalinidade relativa para 56,4% e 73,2 quando foram aplicados os tratamentos com álcali e de branqueamento, respectivamente

77 76 (Figura 17). Zainuddin et al. (2013) também relataram um aumento da cristalinidade relativa de fibras de hibiscus, com os tratamentos álcali e de branqueamento. Esses autores encontraram na fibra branqueada de hibiscus uma cristalinidade de 72,8%. De acordo com Li et al. (2009) o aumento da cristalinidade relativa promovida pelos tratamentos é devido a remoção dos materiais não celulósicos. As microfibrilas que compõem as fibras, resultantes do arranjo das moléculas de celulose, são constituídas de regiões cristalinas, altamente ordenadas, e regiões amorfas, desordenadas (SAMIR; ALLOIN; DUFRESNE, 2005). As moléculas de celulose estão orientadas aleatoriamente tendo a tendência de formar ligações de hidrogênio intra e intermoleculares. Assim, à medida que a aumenta densidade de empacotamento da celulose ocorre um aumento nas regiões cristalinas (ROWELL; YOUNG; ROWELL 1997). Segundo Zainuddin et al. (2013), o aumento na proporção de regiões cristalinas aumenta a rigidez da fibra. Contudo, a fibra branqueada, por apresentar uma alta cristalinidade, poderia ser utilizada como material de reforço de embalagens (MÜLLER; LAURINDO; YAMASHITA, 2009a, 2009b, MALI et al., 2010, VERCELHEZE et al., 2012, LOMELÍ-RAMÍREZ et al., 2014) identificação de grupos funcionais das fibras por FTIR Os espectros das fibras da casca de cevada moída, tratada com álcali e branqueada analisadas por FTIR estão mostrados na Figura 18. Os espectros mostraram bandas dos grupos funcionais características dos componentes das fibras lignocelulósicas (celulose, hemicelulose e lignina). Estes componentes apresentam em suas estruturas principalmente alcanos, grupos aromáticos e diferentes grupos funcionais, como éster, cetona e álcool. As bandas observadas em 3330 e 2896 cm -1 estão relacionados aos estiramentos das ligações O-H e C-H, respectivamente (ALEMDAR; SAIN, 2008). Observa-se que a fibra com tratamento alcalino apresentou maior intensidade em 3330 cm -1 e 2896 cm -1, quando comparado aos espectros da fibra da casca moída (Figura 18A). A fibra da casca de cevada moída apresentou banda em 1240 cm -1 associada à deformação do grupo C-O aromático, característicos da lignina (ALEMDAR; SAIN, 2008). Também foi possível observar que essa banda apresentou menor intensidade na fibra com tratamento alcalino e na fibra branqueada, comparadas à fibra da casca moída (Figura 18B).

78 77 (A) (B) Figura 16 (A) Espectros de infravermelho com transformada de Fourier das fibras da casca de cevada moída, tratada com álcali e branqueadas, entre 3700 e 700 cm - 1 ; (B) ampliação na região entre cm -1.

79 78 Este resultado sugere que a lignina foi parcialmente removida no tratamento alcalino e no branqueamento das fibras de celulose, o que foi confirmado com a composição química (Tabela 10), com as micrografias (Figura 16) e com o aumento da cristalinidade relativa das fibras (Figura 17). O espectro da fibra branqueada também apresentou as bandas 1160 cm -1 e 1105 cm -1 com maiores intensidades do que a dos espectros da fibra da casca moída e tratada com álcali (Figura 18B). A região 1160 cm -1 foi relacionada às vibrações do carbono C3 da celulose. A banda 1105 cm -1 refere-se à vibração de ligações glicosídicas C-O-C da celulose (MAHECHA, 2012). A presença da celulose também pode ser detectada a partir das bandas 1051 cm -1, 1022 cm -1 e 896 cm -1 (Figura 18). O espectro da fibra branqueada apresentou melhor resolução destas bandas, quando comparado aos espectros da fibra da casca moída e da fibra tratada com álcali (Figura 15). Estas bandas estão associadas à deformação vibracional C-O e C-H da celulose (ALEMDAR; SAIN, 2008). 5.4 Biocompósitos Após as caracterizações dos amidos, bem como das fibras da casca da cevada, ambos provenientes do grão de cevada, foram elaborados os biocompósitos à base de amidos nativo, oxidados ou acetilados e reforçados com as fibras branqueadas. Com as caracterizações das fibras foi observado que a fibra branqueada apresentou 75,0% de celulose e alta cristalinidade. Com isso, foram denominadas fibras de celulose e adicionadas como reforço nos biocompósitos Avaliação subjetiva dos biocompósitos Alguns testes preliminares foram realizados com o amido nativo de cevada para a elaboração de biocompósitos. Foram testados diferentes concentrações de amido (2, 3 e 4 g de amido/100g de solução filmogênica) e de glicerol (20, 30 e 40 g de glicerol/100g de amido). Para selecionar as melhores condições quanto ao teor de amido e glicerol, os biocompósitos foram observados visualmente, a fim de selecionar os que não apresentaram bolhas, partículas insolúveis e presença de aglomerados. Nos biocompósitos também se verificou a espessura, a facilidade de ruptura, assim como a presença de zonas quebradiças.

80 79 Nativo Nativo e 20% FC Oxidado 2,0% CA Oxidado 2,0% CA e 20% FC Acetilado 23% de CAT Acetilado 23% de CAT e 20% FC Figura 17 -Biocompósitos de amidos nativo, oxidado e acetilado, sem a adição de fibras de celulose e com a adição de fibras de celulose.

81 80 Os biocompósitos elaborados com 2 g de amido nativo/100 g de solução filmogênica apresentaram alta fragilidade e fácil rompimento quando retirados do suporte. Por outro lado, quando utilizado 4 g de amido/100 g de solução filmogênica para a produção dos biocompósitos, os mesmos apresentaram bolhas devido à alta viscosidade do gel, além de uma elevada espessura. Os biocompósitos obtidos com 20 g ou 40 g de glicerol/100 g de amido apresentaram-se muito frágeis e de fácil rompimento. Os biocompósitos elaborados com 3 g de amido nativo/100 g de solução filmogênica e 30 g de glicerol/100 g de amido apresentaram bom aspecto geral (Figura 19) e não apresentaram fácil rompimento ao remover os biocompósitos do suporte. Em relação à homogeneidade, os biocompósitos não apresentaram partículas insolúveis e bolhas. A partir disso, os biocompósitos independentes do amido (nativo ou modificado), foram obtidos com 3 g de amido/100 g de solução filmogênica e 30 g de glicerol/100 g de amido. Os biocompósitos de amidos oxidados apresentaram-se brilhantes e homogêneos, independente do grau de oxidação do amido (Figura 19). No entanto, os biocompósitos de amido acetilado com maior grau de substituição não apresentaram homogeneidade, com a presença de grumos (Figura 19). Os biocompósitos reforçados com 20% de fibras de celulose apresentaram partículas brancas de fibras suspensas na matriz de amido (Figura 19). No entanto, os biocompósitos de amido oxidado reforçados com fibras de celulose apresentaram-se mais homogêneos Biocompósitos de amidos oxidados e reforçados com fibras de celulose Morfologia dos biocompósitos Na Figura 20 está apresentada a morfologia da superfície e da seção transversal dos biocompósitos de amidos nativo e oxidado com 2,0% de cloro ativo, sem adição de fibras e com 20% de fibras de celulose. Comparando os biocompósitos sem adição de fibras, observou-se que o biocompósito de amido oxidado apresentou a superfície e a seção transversal mais homogênia e com maior continuidade (Figura 20E e 20F) do que o elaborado com amido nativo, o qual apresentou poros em sua microestrutura externa e pequenas rachaduras na seção transversal interna (Figura 20A e 20B).

82 Figura 18 - Micrografias das superfícies (A, C, E, G) e das seções transversais (B, D, F, H) dos biocompósitos de amido nativo e 0% de fibras (A, B), de amido nativo e 20% de fibras (C, D), de amido oxidado com 2,0% de cloro ativo e 0% de fibras (E, F), de amido oxidado com 2,0% de cloro ativo e 20% de fibras (G, H). As micrografias das superfícies e das seções transversais dos biocompósitos são apresentadas, respectivamente, nas magnificações de 50x e 500x. 81

83 82 A homogeneidade do biocompósito de amido oxidado foi atribuída ao efeito de despolimerização da molécula de amido que ocorre devido a oxidação. A despolimerização das moléculas do amido permite uma maior penetração das moléculas do plastificante no interior do grânulo de amido e assim melhor interação entre esses constituintes. Além disso, o amido oxidado com 2,0% de cloro ativo apresentou um baixo valor de retrogradação (Tabela 9), assim as cadeias apresentam dificuldade de se reassociar, aumentando o espaço livre entre as moléculas de glicose, facilitando a interação entre os constituintes dos filmes. O biocompósito de amido oxidado com 2,0% de cloro ativo reforçado com 20% de fibras de celulose (Figuras 20G e 20H) apresentou superfície mais homogênea e com melhor distribuição aleatória das fibras quando comparado ao de amido nativo e com 20% de fibras (Figuras 20C e 20D). A maior homogeneidade dos biocompositos com amido oxidado e fibras de celulose pode ser devido a despolimerização e menor retrogradação do amido oxidado, o que atribui uma boa dispersão da fibra de celulose na matriz do amido, evitando sua aglomeração, e facilitando a interação entre esses constituintes. Com a análise da seção transversal dos biocompósitos reforçados com fibra de celulose, foi possível observar uma distribuição uniforme e aleatoria das fibras e paralela à superfície do biocompósito (Figura 20D e 20H) Identificação dos grupos funcionais dos biocompósitos por FTIR Os espectros de FTIR dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados sem e com a adição de 20% de fibras de celulose estão apresentados na Figura 21. Observou-se que os biocompósitos reforçados com as fibras de celulose apresentaram espectros similares aos não adicionados de fibras (Figura 21), diferenciando apenas nas intensidades das bandas. Os espectros dos biocompósitos de amido reforçados com as fibras de celulose foram analisados em função dos grupos funcionais identificados no espectro do amido (Figura 12) e no espectro da fibra de celulose (fibra branqueada) (Figura 18).

84 83 A B Figura 19 - (A) Espectros de infravermelho com transformada de Fourier dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados, com e sem fibras de celulose entre 3700 e 700 cm-1; (B) ampliação na região entre cm-1; CA: cloro ativo, FC: fibra de celulose.

85 84 Em todos os biocompósitos, foram observadas bandas largas na região entre 3000 e 3600 cm -1 (estiramento do grupo O-H) e 2900 cm -1 (estiramento do grupo C-H) (Figura 21A), ambos observados nos espectros dos amidos nativo e oxidados e da fibra branqueada (celulose). A 1074 cm -1 observadas em todos os espectros foi atribuída ao estiramento das ligações C-O-H (Figura 21B), identificado também nos espectros dos amidos nativo e oxidados. A banda 991 cm -1 observadas em todos os espectros dos biocompósitos foi atribuída à deformação C-OH também identificados no espectro dos amidos e das fibras. Nos biocompósitos reforçados com fibra de celulose foi verificado que a banda 1012 cm -1, que é atribuída às deformações vibracionais C-O e C-H, foi deslocada, comparado ao espectro da fibra branqueada, em que essa banda foi identificada na região 1051 cm -1 (Figura 21B, Figura 18B). A banda observada na região em 856 cm -1, também observada em todos os espectros (Figura 21B) pode ser atribuída aos grupos C-O e C-H presentes nas moléculas de amido e de celulose, que apareceram no espectro da fibra branqueada (celulose) na região de 896 cm -1 (Figura 18B) e no espectro do amido na região de 860 cm -1 (Figura 12). Os deslocamentos que ocorreram entre os espectros dos biocompósitos e os espectros do amido e da celulose separados podem ser atribuídos às interações entre esses constituintes. Com base nos espectros da celulose, dos amidos e dos biocompósitos, foi possível observar que nos biocompósitos houve apenas interações entre as moléculas e não houve mudança na natureza das ligações Cristalinidade dos biocompósitos Na Figura 22 estão apresentados os difratogramas de raios-x e a cristalinidade relativa dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem a adição de fibras de celulose. Os biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose apresentaram cristalinidade e foram observados três picos de difração (17,0, 19,0 e 22,0 ) (Figura 22). Os picos 17,0 e 19,0º também foram observados nos difratogramas de raios-x dos amidos nativo e oxidados (Tabela 7). A cristalinidade formada pelos biocompósitos de amidos nativo e oxidados, sem a adição de fibras de celulose, pode ser devido à recristalização da amilose e da amilopectina no processo de retrogradação após a gelatinização do amido (CEREDA, 2002)..

86 85 Figura 20 - Difratogramas de raios X dos biocompósitos de amido nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. (a) nativo, (b) oxidado 1,0% de CA, (c) oxidado 1,5% de CA, (d) oxidado 2,0% de CA, (e) amido nativo e 20% de FC, (f) oxidado 1,0% de CA e 20% de FC, (g) oxidado 1,5% de CA e 20% FC, (h) oxidado 2,0% de CA e 20% de FC. CR: cristalinidade relativa, CA: cloro ativo, FC: fibra de celulose. Os biocompósitos de amidos nativo e oxidados reforçados com fibra de celulose apresentaram picos de difração 17,0 19,0º e 22,7, com diferentes intensidades de difração. Segundo Mahecha (2012) estas diferenças nas intensidades sugeri que as estruturas são semi-cristalinas com diferentes graus de organização molecular. O pico de 22,7º foi também identificado no difratograma da fibra branqueada (fibra de celulose), mostrado na Figura 17. Mahecha (2012) e Grande et al. (2009) também relataram a presença de um pico nessa região de difração para os difratogramas de biocompósitos de amido e celulose e reportaram que este pico também foi identificado no difratograma da celulose. Os biocompósitos de amidos oxidados, sem adição de fibras, apresentaram menor cristalinidade relativa quando comparado ao biocompósito de amido nativo

87 86 (Figura 22). A adição de fibras aos biocompósitos de amidos nativo e oxidados atribuiu a estes maior cristalinidade relativa (Figura 22). No biocompósito de amido nativo, a adição de 20% de fibras de celulose atribuiu um aumento de 13,6% da cristalinidade relativa. Os biocompósitos de amidos oxidados quando adicionados de 20% de fibras de celulose apresentaram um aumento mais pronunciado na cristalinidade relativa, de 30,2%, 44,3% e 35,5% para os biocompósitos de amidos oxidados com 1,0%, 1,5% e 2,0% de cloro ativo, respectivamente (Figura 22). O aumento da cristalinidade relativa destes biocompósitos foi devido à contribuição da cristalinidade da celulose (Figura 17). Amash e Zugenmaier (2000) e Famá, Gerchenson e Goyanes (2009) também reportaram que a adição de fibras aumentou a cristalinidade relativa da matriz de amido. A cristalinidade relativa dos biocompósitos são bastante variáveis. Mahecha (2012) relatou cristalinidades de 14,4 a 24,4% para nanocompósitos de amido e nanofibras de biri, por outro lado, Famá, Gerchenson e Goyanes (2009) reportaram valores de cristalinidade entre 11,0 e 13,3% para filmes de amido de mandioca reforçados com fibras de trigo. Segundo Mahecha (2012) a cristalinidade dos compósitos podem ser afetadas pela umidade relativa de armazenamento dos biocompósitos, composição química, tamanho e cristalinidade das fibras empregadas como reforço Cor e opacidade dos biocompósitos As propriedades ópticas são importantes para a funcionalidade da embalagem, devido ao seu grande impacto na aparência. A Tabela 11 demonstra os parâmetros de cor (L*, a*, b*) e opacidade dos biocompósitos de amidos com ou sem a adição de fibras. Os biocompósitos apresentaram diferenças significativas na luminosidade (L*) e nas coordenadas a* que varia do verde (-a*) para vermelho (+ a*), e b* que varia de azul (-b*) a amarelo (+ b*), indicando que a oxidação do amido e a adição de fibras afetaram as tonalidades dos biocompósitos (Tabela 11).

88 87 Tabela 11- Parâmetros de cor (L*, a* e b*) e opacidade dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose Biocompósitos a Fibras Opacidade L* a* b* (%) (%) 0,0 95,97 ± 0,14 b 0,13 ± 0,01 cd 2,21 ± 0,04 cde 10,05 ± 0,03 g Amido nativo 10,0 95,32 ± 0,20 c 0,26 ± 0,03 a 2,51 ± 0,09 b 11,38 ± 0,06 ef 20,0 95,37 ± 0,12 c 0,21 ± 0,01 b 2,86 ± 0,11 a 12,23 ± 0,08 d Amido oxidado 1,0% CA b 0,0 96, 40 ± 0,20 a 0,24 ± 0,01 ab 2,08 ± 0,03 e 11,15 ± 0,02 f 10,0 96,12 ± 0,07 b 0,15 ± 0,01 c 2,46 ± 0,18 bc 11,47 ± 0,04 e 20,0 96,11 ± 0,05 b 0,11 ± 001 cde 2,37 ± 0,07 bcd 11,50 ± 0,11 e Amido oxidado 1,5% CA 0,0 92,24 ± 0,11 d 0,24 ± 0,01 ab 2,04 ± 0,01 e 12,19 ± 0,17 d 10,0 91,58 ± 0,05 e 0,09 ± 0,01 de 2,47 ± 0,11 bc 13,07 ± 0,02 c 20,0 91,61 ± 0,08 e -0,01 ± 0,01 g 2,58 ± 0,03 b 13,95 ± 0,07 b 0,0 91,99 ± 0,18 d 0,08 ± 0,01 e 2,15 ± 0,05 de 11,40 ± 0,10 ef Amido oxidado 10,0 91,50 ± 0,06 e -0,03 ± 0,01 fg 2,39 ± 0,12 bcd 13,35 ± 0,06 c 2,0% CA 20,0 91,53 ± 0,04 e -0,06 ± 0,01 f 2,58 ± 0,04 b 14,76 ± 0,21 a a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes pelo teste de Tukey (p <0,05). b CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.) Chen (1995) reportou que a opacidade das embalagens é o resultado da morfologia e da estrutura química relacionada com a composição do material. Os biocompósitos oxidados sem adição de fibras apresentaram maior opacidade quando comparados ao biocompósito de amido nativo e sem fibras (Tabela 11). A opacidade pode variar em função do teor de amilose dos amidos, pois essas moléculas em solução, devido à sua linearidade, tendem a se orientar paralelamente, aproximando-se o suficiente para se formar ligações de hidrogênio entre hidroxilas de cadeias adjacentes. Como resultado, a afinidade do polímero por água é reduzida, favorecendo a formação de pastas mais opacas (WURZBURG, 1986). Segundo Kuakpetoon e Wang (2008) a oxidação promoveu um aumento no teor de amilose em amido de milho, e justificaram esse aumento devido à despolimerização de moléculas de amilose de alta massa molecular dando origem a algumas moléculas que ainda são capazes de se complexar com o iodo. Isso pode

89 88 justificar o aumento da opacidade dos biocompósitos dos amidos oxidados em comparação ao biocompósito do amido nativo. Os biocompósitos reforçados com fibras, independentemente do amido, apresentaram menor luminosidade, no entanto, o aumento de 10% para 20% de fibras nos biocompósitos não atribuiu diferenças na luminosidade destes (Tabela 11). Foi observado que a opacidade dos biocompósitos aumentou com a elevação da concentração de fibras (Tabela 11). Estes resultados sugerem que a incorporação do material de reforço nos biocompósitos tornou estes menos claros e translúcidos, possivelmente devido à cor branca original da fibra de celulose. Além disso, a diminuição da luminosidade e aumento da opacidade dos biocompósitos pode ser atríbuido à celulose apresentar uma estrutura ultrafina, formando uma densa estrutura reticulada que é estabilizada por extensas ligações de hidrogênio e apresentando uma estrutura altamente cristalina (73,2%). As regiões cristalinas refletem ou desviam o feixe de luz incidente, comprometendo a transmissão da luz, o que propicia a maior opacidade em relação aos biocompósitos elaborados somente com amido, que apresenta baixa cristalinidade relativa quando gelatinizado, como verificado na avaliação da cristalinidade relativa dos biocompósitos (Figura 22) Espessura e propriedades mecânicas dos biocompósitos Na Tabela 12 estão apresentados os valores de espessura e de propriedades mecânicas dos biocompósitos. A espessura do filme é uma característica física importante, pois ao utilizá-lo como embalagem deve se considerar o tipo, volume e peso do alimento a ser armazenado. Os valores de espessuras dos biocompósitos variaram de 0,076 mm a 0,151 mm (Tabela 12) Ao comparar os biocompósitos de amidos sem a adição de fibras, observouse que estes quando elaborados com amidos oxidados apresentaram maiores espessura quando comparados ao biocompósito de amido nativo (Tabela 12). A adição de fibras aumentou a espessura dos biocompósitos pela maior presença de sólidos secos após a secagem, além disso, a presença da fibra nos biocompósitos promoveu pequenos relevos na superfície da matriz.

90 89 Tabela 12. Propriedades de espessura, de resistência à tração e de elongação dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. Biocompósitos a Fibra (%) Espessura (mm) Resistência à tração (MPa) Elongação (%) Amido nativo 0,0 0,076 ± 0,003 h 4,68 ± 0,12 de 71,67 ± 6,81 a 10,0 0,104 ± 0,002 f 8,32 ± 0,32 b 26,65 ± 0,19 c 20,0 0,139 ± 0,001 b 8,33 ± 1,04 b 22,65 ± 1,69 cd Amido oxidado 1,0% CA b 0,0 0,101 ± 0,002 fg 4,36 ± 0,48 de 24,21 ± 3,95 cd 10,0 0,138 ± 0,001 b 5,99 ± 0,71 cd 8,55 ± 0,98 e 20,0 0,139 ± 0,001 bc 7,23 ± 0,47 bc 9,63 ± 0,25 e Amido oxidado 1,5% CA 0,0 0,094 ± 0,005 g 11,08 ± 0,30 a 24,21 ± 1,53 cd 10,0 0,128 ± 0,001 de 10,37 ± 0,27 a 10,21 ± 1,73 e 20,0 0,151 ± 0,003 a 11,76 ± 0,49 a 7,52 ± 0,86 e 0,0 0,123 ± 0,001 e 4,23 ± 0,17 e 47,08 ± 2,75 b Amido oxidado 10,0 0,131 ± 0,000 cd 4,79 ± 0,14 de 23,94 ± 0,00 cd 2,0% CA 20,0 0,139 ± 0,001 b 8,60 ± 0,50 b 18,48 ± 1,80 d a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes pelo teste de Tukey (p <0,05). b CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.). As propriedades desejadas de uma embalagem dependem se sua aplicação. Em geral, as embalagens que não necessitam de elevada elongação, precisam apresentar maior resistência à tração, para proporcionar ao produto embalado uma integridade estrutural. Em outras situações, uma embalagem com maior flexibilidade é desejável (GONTARD et al., 1994). A resistência à tração dos biocompósitos variou de 4,23 a 11,76 MPa (Tabela 12). Comparando os biocompósitos de amidos nativo e oxidados com 1,0 e 2,0% de cloro ativo sem a adição de fibras, não houve diferença significativa na resistência à tração dos mesmos. No entanto, o biocompósito de amido oxidado com 1,5 % de cloro ativo (sem fibras) apresentou maior resistência à tração quando comparado aos demais biocompósitos sem fibras (Tabela 12). Estes resultados podem estar relacionados com a formação de grupos

91 90 carbonila e carboxila, assim como, com a despolimerização parcial das moléculas de amido resultantes da oxidação. De acordo com Zamudio-Flores et al. (2006) a presença dos grupos carbonila e carboxila no amido oxidado podem produzir ligações de hidrogênio com os grupos hidroxila das moléculas de amilose e amilopectina, e estas ligações podem proporcionar maior integridade estrutural na matriz polimérica e consequentemente aumentar a resistência à tração dos polímeros. No entanto, a oxidação do amido, principalmente em elevados níveis de oxidação, acarreta em maior despolimerização do amido. Com isso, provavelmente a resistência à tração do biocompósito de amido oxidado com 1,0% de cloro ativo não diferiu do biocompósito de amido nativo, devido à inserção de grupos carbonila e carboxila não ter sido suficiente para que formação de ligações de hidrogênio com os grupos hidroxila das moléculas de amilopectina e amilose. Por outro lado, o amido oxidado com 2,0% de cloro ativo, apesar de maior formação destes grupos, provavelmente sofreu uma elevada despolimerização, ocasionando a redução da RT do biocompósito. No entanto, o amido oxidado com 1,5% de cloro ativo apresentou uma formação intermediária dos grupos carbonila e carboxila (Tabela 5) e menor despolimerização do que o amido oxidado com 2,0% de cloro ativo. Sendo assim, o amido oxidado com 1,5% de cloro ativo apresentou características mais adequadas para aplicação em biocompósitos, quando deseja-se resistência à tração superior. Os biocompósitos de amidos nativo e oxidados com 1,0 e 2,0% reforçados com 20% de fibras de celulose apresentaram maior resistência à tração quando comparados aos biocompósitos com 0% e 10% de fibras de celulose (Tabela 12). No entanto, a adição de fibras no filme de amido oxidado com 1,5% de cloro ativo não afetou esta propriedade mecânica. Müller, Laurindo e Yamashita (2009b) elaboraram biocompósitos de amido de mandioca nativo com 0, 10, 30 ou 50% de fibras de celulose e observaram que a resistência à tração dos biocompósitos aumentou progressivamente com a adição das fibras. Estes resultados refletem a compatibilidade química e estrutural existente entre o amido e a fibra de celulose, o que permite uma forte adesão entre a matriz polimérica e a fibra (AVEROUS; BOQUILLON, 2004; MA; YUA; KENNEDY, 2005; MÜLLER, LAURINDO; YAMASHITA, 2009a). Os biocompósitos de amidos nativo e oxidados adicionados de fibras, independentemente da concentração de fibras, apresentaram menor elongação

92 91 quando comparado aos compósitos sem a adição de fibras (Tabela 12). Analisando os resultados conjuntamente de resistência à tração e elongação pode-se sugerir que a fibras de celulose interagem fortemente com a matriz de amido, o que restringem o movimento da cadeia da matriz polimérica (LU et al., 2005). O mesmo comportamento foi encontrado em biocompósitos de amidos nativos de mandioca e milho reforçados com fibras de celulose (MA; YUA; KENNEDY, 2005; MÜLLER; LAURINDO; YAMASHITA, 2009b) Umidade, solubilidade em água e PVA dos biocompósitos Os resultados de umidade, de solubilidade em água e de permeabilidade ao vapor de água (PVA) dos biocompostos de amidos nativo e oxidados com e sem adição de fibras de celulose estão apresentados na Tabela 13. A umidade dos biocompósitos de amidos nativo ou oxidados em diferentes níveis, sem a adição de fibras, variou entre 20,18% e 24,30%, sendo os maiores valores encontrados nos biocompósitos de amidos oxidados com níveis superiores de cloro ativo (1,5% e 2,0% de cloro ativo) (Tabela 13). O mesmo comportamento foi visualizado na solubilidade em água destes biocompósitos, variando de 15,97% (amido nativo) a 24,41% (2,0% de cloro ativo) (Tabela 13). Estes resultados de umidade e de solubilidade em água podem ser atribuídos ao enfraquecimento das ligações de hidrogênio da cadeia de amido, que ocorre na modificação por oxidação (ZAVAREZE et al., 2012), o que permite a maior penetração de água na molécula de amido, aumentando a umidade e a solubilidade do biocompósito. A solubilidade dos biocompósitos em água é uma importante propriedade, pois dependendo da solubilidade, estes podem atuar como embalagens para alimentos em que a atividade de água é elevada. Os biocompósitos, independentemente do amido e da adição da fibra de celulose apresentaram-se íntegros depois de imersos em água por 24 horas sob constante agitação. A adição de 10% de fibras de celulose foi suficiente para reduzir a umidade dos biocompósitos, independentemente do amido empregado. No entanto, a umidade dos biocompósitos de amido com 10% e 20% de fibras de celulose não diferiram entre si (Tabela 13). Müller, Laurindo e Yamashita (2009) e Curvelo, Carvalho e Agnelli (2001) também observaram que a adição de fibras de celulose em biocompósitos de amido de milho e mandioca diminui a solubilidade em água dos mesmos. Esses autores atribuíram os resultados à menor higroscopicidade das

93 92 fibras em relação ao amido. Além disso, as fibras interagem com os sítios hidrofílicos do amido, o que substitui as ligações do amido com a água (AVÉROUS; TRINGANT; MORO, 2001). Tabela 13. Teor de umidade, de solubilidade em água e de permeabilidade ao vapor de água (PVA) dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. Biocompósitos a Fibra (%) Umidade (%) Solubilidade em água (%) PVA (g mm/m2.dia.kpa) c Amido nativo 0,0 20,18 ± 0,15 b 15,97 ± 0,77 f 2,29 ± 0,24 c 10,0 17,45 ± 0,21 cd 14,44 ± 0,71 f 3,22 ± 0,11 bde 20,0 16,55 ± 0,45 d 14,19 ± 1,26 f 4,26 ± 0,09 a Amido oxidado 1,0% CA b 0,0 21,22 ± 0,04 b 17,28 ± 0,62 de 2,93 ± 0,19 bdef 10,0 17,69 ± 1,17 cd 17,57 ± 0,21 de 2,81 ± 0,19 bf 20,0 17,69 ± 0,30 cd 13,89 ± 0,36 f 2,57 ± 0,12 cf Amido oxidado 1,5% CA 0,0 23,62 ± 0,45 a 23,47 ± 0,17 a 3,37 ± 0,43 de 10,0 18,62 ± 0,18 c 20,89 ± 0,31 b 2,88 ± 0,17 bef 20,0 18,74 ± 0,12 c 17,43 ± 1,11 de 2,54 ± 0,30 cf 0,0 24,30 ± 0,31 a 24,41 ± 0,59 a 3,38 ± 0,10 d Amido oxidado 10,0 21,23 ± 0,31 b 20,32 ± 0,48 bc 3,35 ± 0,21 de 2,0% CA 20,0 20,12 ± 0,40 b 18,70 ± 0,98 cd 2,51 ± 0,20 cf a Os resultados são a média de três determinações. Valores com letras diferentes na mesma coluna são significativamente diferentes pelo teste de Tukey (p <0,05). b CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.). c PVA: Permeabilidade ao vapor de água. A permeabilidade ao vapor de água dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados sem adição de fibras variou de 2,29 a 3,38 g.mm/m 2. dia.kpa, sendo que os biocompósitos de amidos oxidados apresentaram maior PVA quando comparados ao biocompósito de amido nativo (Tabela 13). Apesar da modificação do amido de cevada por oxidação ter formado grupos carbonila e carboxila (Tabela 5), que podem

94 93 melhorar algumas propriedades mecânicas dos biocompósitos, a introdução dos grupos carboxila, os quais apresentam grupamento hidroxila, atribuem à molécula de amido maior afinidade com a água e consequentemente maior capacidade de absorver a água. Além disso, como mencionado anteriormente na modificação por oxidação há o enfraquecimento das ligações de hidrogênio da cadeia de amido, o que facilita a transferência de água ao biocompósito. O resultado de permeabilidade ao vapor de água condiz com os de umidade e solubilidade em água dos biocompósitos de amido sem a adição de fibras de celulose (Tabela 13). A adição de fibras de celulose nos compósitos de amido nativo contribuiu para o aumento da permeabilidade ao vapor de água dos mesmos, sendo valores de PVA mais elevados conforme o aumento da concentração de fibras de celulose no biocompósito (Tabela 13). No entanto, a adição de 20% de fibras de celulose nos biocompósitos elaborados com amidos oxidados (1,5 e 2% de cloro ativo), diminuiu o PVA dos biocompósitos comparados aos biocompósitos sem fibras e com 10% de fibras de celulose (Tabela 13). Portanto, a adição de 20% de fibras de celulose foi suficiente para proporcionar uma barreira física por meio da interação da fibra com a matriz polimérica de amido oxidado e plastificante, dificultando, portanto, a permeação de água (MACHADO et al., 2014). Com isso, a adição de fibras teve um efeito positivo na diminuição da permeabilidade ao vapor de água apenas nos biocompósitos elaborados com amidos oxidados com 1,5% e 2,0% de cloro ativo. Alguns autores atribuíram a diminuição da permeabilidade ao vapor de água em biocompósitos de amido e celulose à menor hidrofilicidade da celulose em comparação com a do amido, devido à alta cristalinidade da celulose, uma vez que a transferência de umidade ocorre preferencialmente através de áreas não cristalinas (DUFRESNE; DUPEYRE; VIGNON, 2000; BILBAO-SAÍNZ et al., 2010) Estabilidade térmica dos biocompósitos A avaliação termogravimétrica é fundamental na caracterização dos biocompósitos, pois estabelece as temperaturas de degradação térmica dos constituintes dos biocompósitos, assim como o efeito da adição da fibra de celulose na estabilidade térmica destes. As curvas da análise de termogravimétrica (TGA) dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem adição de fibras de celulose estão apresentadas na Figura 23 e as temperaturas de início de

95 94 decomposição térmica, assim como as perdas de massa, entre as temperaturas de 250ºC e 350 ºC, destes biocompósitos estão apresentadas na Tabela 14. A decomposição de todos os biocompósitos aconteceu em apenas um estágio, em torno de 210 ºC a 370 ºC (Figura 23). De acordo com García et al. (2009), a adição de glicerol aos biocompósitos de amido diminui a estabilidade térmica destes, sendo que as temperaturas de degradação do glicerol está na faixa de 120 ºC a 300 C (LAWAL, et al., 2005). A degradação total do amido acontece quando aplicada temperaturas superiores a 300 ºC (MACHADO et al., 2013). A celulose e a hemicelulose degradam-se a temperaturas em torno de 250 ºC e 370 C e acima dessas temperaturas ocorre a degradação da lignina (ZAINUDDIN et al., 2013). Comparando-se os biocompósitos de amidos nativo e oxidados, sem adição de fibras, foi observado que os biocompósitos elaborados com amidos oxidados começaram a se decompor em temperaturas menores quando comparados ao amido nativo (Figura 23 e Tabela 14). Este comportamento pode ser devido o amido oxidado já apresentar uma estrutura mais fragilizada, devido ao enfraquecimento das ligações de hidrogênio que ocorre na modificação do mesmo, o que facilita a transferência de calor ao biocompósito. No entanto, a adição de fibra aumentou a temperatura inicial de decomposição térmica dos biocompósitos, independentemente do amido (Tabela 14). A adição de fibras aos biocompósitos de amido teve efeito positivo sobre a estabilidade térmica dos mesmos (Tabela 14). Também foi verificado que a adição de 20% de fibras diminuiu a perda de massa dos biocompósitos entre as temperaturas de 250 ºC a 350 ºC. Ma, Yua e Kennedy (2005) estudaram embalagens de amido reforçadas com fibras de celulose e também constataram uma melhor estabilidade térmica da embalagem quando adicionada a fibra de celulose. Esses autores atribuíram este resultado a uma boa interação entre o amido e a fibra, além disso, as fibras podem diminuir a capacidade de perda de massa do agente plastificante, e consequentemente aumenta a estabilidade térmica da embalagem.

96 95 Figura 21. Curvas da análise termogravimétrica (TGA) dos biocompósitos de amidos nativo e oxidados com e sem fibras de celulose. CA: cloro ativo, FC: fibras de celulose.

97 96 Tabela 14. Temperatura inicial de decomposição e perda de massa dos biocompósitos de amido reforçados com fibras de celulose. Biocompósitos a Fibra (%) Temperatura inicial de decomposição (ºC) Perda de massa (%) 250ºC a 350ºC Amido nativo 0,0 257,0 60,4 10,0 264,7 62,3 20,0 270,0 56,9 Amido oxidado 1,0% CA a 0,0 239,7 72,7 10,0 269,1 56,1 20,0 297,8 56,7 Amido oxidado 1,5% CA 0,0 209,3 78,7 10,0 243,3 61,6 20,0 271,7 67,4 0,0 220,7 55,0 Amido oxidado 10,0 226,7 51,0 2,0% CA 20,0 259,5 52,4 a CA: Concentração de cloro ativo (g Cl/100 g amido de cevada, b.s.) Biocompósitos de amidos acetilados e reforçados com fibras de celulose Morfologia dos biocompósitos Na Figura 24 está apresentada a morfologia da superfície e da seção transversal dos biocompósitos de amidos nativo e acetilados com 11%, 17% e 23% de catalisador, sem adição de fibras e com 20% de fibras de celulose. Ao Comparar as superfícies dos biocompósitos de amido nativo e acetilados, sem a adição de fibras de celulose, observou-se que o biocompósito de amido nativo apresentou superfície irregular (Figura 24 A). Nos biocompósitos de amidos acetilados com 11% e 17% de catalisador apresentaram uma superfície mais homogênea que o biocompósito de amido nativo, no entanto, apresentaram micro - rachaduras (Figura 24E, 24I).

98 97 O biocompósito de amido acetilado com 23% de catalisador, sem fibras de celulose, apresentou em sua superfície micro-rachaduras, grumos e protuberâncias (Figura 24N), formando uma matriz heterogênea, que pode ser devido a não completa gelatinização do amido durante o processo de elaboração do biocompósito, havendo um menor grau de interação entre o amido e o plastificante, causando um fenômeno de separação das frações ricas em plastificante e amido. De acordo com Sobral et al. (2001) a separação de fases pode causar perda de elasticidade, ou regiões ricas em plastificante podem levar à formação de caminhos preferenciais ou zonas descontinuidades durante o processo de secagem, aumentando assim a difusão e a permeabilidade ao vapor de água, assim como diminuindo a eficiência nas propriedades mecânicas dos biocompósitos. As seções transversais dos biocompósitos de amidos, sem a adição de fibras, apresentaram incidências de micro - rachaduras (Figura 24B, 24F, 24J, 24O). As superfícies dos biocompósitos de amidos acetilados com 20% de fibras de celulose apresentaram maior homogeneidade (Figura 24G, 24L, 24P), quando comparado ao s biocompósitos de amido acetilados sem adição de fibras. Esta homogeneidade pode atribuir boas propriedades aos biocompósitos. A seção transversal do biocompósito de amido nativo e com fibras de celulose (Figura 24D) apresentou mais uniformidade quando comparado aos biocompósitos de amidos acetilados e essa uniformidade reduziu conforme o aumento do grau de acetilação dos amidos (Figuras 24H, 24M e 24Q). Pode-se observar que houve pouca presença de fibras de celulose dispersa na matriz da seção transversal do biocompósito de amido acetilado com 23% de catalisador (Figura 24Q), devido à aglomeração destas fibras na matriz do biocompósito, como observado na Figura 24P.

99 Figura 24 - Micrografias das superfícies (A, E, I, N) e das seções transversais (B, F, J, O) dos biocompósitos de amido nativo e 0% de FC (A, B), de amido acetilado com 11% de CAT e 0% de FC (E, F), de amido acetilado com 17% de CAT e 0% de FC (I, J), de amido acetilado com 23% de CAT e 0% de FC (N, O). Micrografias das superfícies (C, G, L, P) e das seções transversais (D, H, M, Q) dos biocompósitos de amidonativo e 20% de FC (C, D), de amido acetilado com 11% de CAT e 20% de FC (G, H), de amido acetilado com 17% de CAT e 20% de FC (L, M), de amido acetilado com 23% de CAT e 20% de FC (P, Q). CAT: catalisador, FC: fibras de celulose. As micrografias das superfícies e das seções transversais dos biocompósitos estão apresentadas, respectivamente, nas magnificações de 50x e 500x. 98