MARIA APARECIDA SOARES MURÇA

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1 MARIA APARECIDA SOARES MURÇA CORRELAÇÃO ENTRE OS MÉTODOS RÁPIDO E TRADICIONAL DE DISCO-DIFUSÃO NA AVALIAÇÃO DE SUSCEPTIBILIDADE DE ISOLADOS DE HEMOCULTURAS DA SANTA CASA DE SÃO PAULO Tese apresentada ao Curso de Pós- Graduação da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências da Saúde São Paulo 2007

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3 MARIA APARECIDA SOARES MURÇA CORRELAÇÃO ENTRE OS MÉTODOS RÁPIDO E TRADICIONAL DE DISCO-DIFUSÃO NA AVALIAÇÃO DE SUSCEPTIBILIDADE DE ISOLADOS DE HEMOCULTURAS DA SANTA CASA DE SÃO PAULO Tese apresentada ao Curso de Pós- Graduação da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo para obtenção do título de Mestre em Ciências da Saúde. Área de Concentração: Ciências da Saúde Orientadora: Prof a. Dr a. Lycia Mara Jenné Mimica Co-orientadora: Prof a. Dr a. Suely Mitoi Ykko Ueda São Paulo 2007

4 FICHA CATALOGRÁFICA Preparada pela Biblioteca Central da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo Murça, Maria Aparecida Soares Correlação entre os métodos rápido e tradicional de disco difusão na avaliação de susceptibilidade de isolados de hemocultura do Hospital Central da Santa Casa de São Paulo./ Maria Aparecida Soares Murça. São Paulo, Dissertação de Mestrado. Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo Curso de pós-graduação em Ciências da Saúde. Área de Concentração: Ciências da Saúde Orientador: Lycia Mara Jenne Mimica Co-Orientador: Suely Mitoi Ykko Ueda 1. Resistência bacteriana a drogas 2. Coleta de amostras sangüíneas/normas 3. Técnicas bacteriológicas 4. Testes de sensibilidade microbiana 5. Sangue/microbiologia BC-FCMSCSP/34-07

5 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo DEDICATÓRIA À minha mãe, Milda Soares Murça, por seu amor, compreensão e, sobretudo pelo incentivo e apoio que me fortalecem e tornam tudo possível. Ao meu pai, Geraldo Rocha Murça, in memoriam, pelo exemplo e determinação. Aos meus filhos: Carolina Murça e Gabriel Murça, companheiros fiéis e inseparáveis, especialmente nos momentos de solidão. A vocês, todo o meu amor e carinho!!!! Aos meus irmãos, cunhados e sobrinhos por acreditarem em mim. A Carlos Roberto Ribeiro, pelo amor, compreensão, paciência e incentivo a cada dia. MURÇA MAS

6 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo AGRADECIMENTOS Á Deus, por sua inspiração. À Pós-Graduação da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo e Irmandade da Santa de Misericórdia de São Paulo, pelo auxílio na minha formação. À Prof a. Dr a. Lycia Mara Jenné Mimica, pela acolhida, dedicação, paciência e oportunidades proporcionadas no decorrer deste trabalho. À co-orientadora Prof a. Dr a. Suely Mitoi Ykko Ueda, pelo estímulo e auxílio criterioso na execução de todas as etapas deste estudo. Ao Prof. Dr. Igor Mimica Mimica, pelo apoio e conhecimento compartilhado ao longo deste trabalho. Ao Prof. Dr. Waldemar Francisco, pelo carinho e apoio inestimável no direcionamento e finalização deste estudo. À Profª. Dr a. Marinês Dalla Valle Martino, pelo convívio instrutivo, cooperação e apoio em tantas situações. Ao amigo Dr. Thiago Zinsly Sampaio Camargo pela colaboração e auxílio imediato nos momentos de dificuldade. Ao Mestre Dr. Bezerra de Menezes, pelo exemplo de dedicação, resignação e perseverança. À Profª. Dr a. Rozane de Lima B. Carvalho, por sua amizade e presteza ao longo desta jornada. Ao Dr. Wilmar Silvino que, gentilmente, cedeu parte do seu tempo para que este estudo pudesse ser realizado. MURÇA MAS

7 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo Aos Prof. Drs. Carmem Lúcia Penteado Lancellotti e Flávio Alterthum, da banca examinadora de qualificação, pela atenção e apoio. À Cely Barreto da Silva, minha profunda gratidão pelo entusiasmo, dedicação e disponibilidade. Sua valiosa colaboração foi imprescindível para a realização deste estudo. À Srta. Sadia Mustafá Hussein, pela atenção e auxílio na pesquisa bibliográfica. À Secretária Geral do Curso de Pós-Graduação: Rita de Cássia Santos Oliveira e Mirtes Dias Souza, Curso de Ciências da Saúde, e Celina Casagrande Federico, pela atenção e informações oferecidas. Aos estagiários do Laboratório de Microbiologia da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo e do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar da Irmandade da Santa Casa de Misericórdia de São Paulo: Dálete Paulini Repker, Denise Yamamoto, Elaine Barros Ingrid Petschulat, Juliana Ferraz Rosa, Roberta Canuto do Rego Monteiro, Samira Geraldo, Vanessa da Silva, meus sinceros agradecimentos no apoio para realizar este estudo. À equipe de enfermagem do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar Irmandade da Santa Casa de Misericórdia de São Paulo: Adenilde Andrade, Hiroko Sato Pizzo, Maria Helena Nogueira, Mirian Varanda, Tereza Carboni, Valéria Cândido e Verônica O.S. Brito, pelo apoio com que sempre contei. Aos queridos colegas do Laboratório de Microbiologia da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo e do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar da Irmandade da Santa Casa de Misericórdia de São Paulo: Alessandra Navarini, Carlos José dos Santos, Carlos Henrique Santana, Fátima Aparecida Silva Pinto, Maria Aparecida Silva Gennari, Maura Aparecida Lopes Miranda, Ronaldo de Souza Campos e Susethe Matiko Sassagawa, pela inestimável contribuição na realização deste estudo, meu especial agradecimento. MURÇA MAS

8 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo À Maria Aparecida Paschoallotti, pelo incentivo e apoio. A Ting Hui Ching, pela orientação nos dados estatísticos. À Probac do Brasil, pelo fornecimento de insumos utilizados neste estudo. MURÇA MAS

9 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo LISTAS DE SÍMBOLOS % - porcentagem o C - graus Celsius β - Beta LISTAS DE ABREVIAÇÕES ATCC American Type Culture Collection BA - Bact/Alert BaCl 2 - Cloreto de Bário CIM - Concentração Inibitória Mínima CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute CO 2 - Dióxido de Carbono H 2 SO 4 - Ácido Sulfúrico HT - Hemobac Trifásico NCCLS - National Committee for Clinical Laboratory Standards PCR - Reação de Polimerase em Cadeia SCIH - Serviço de Controle de Infecção Hospitalar SPS - Polianetol-sulfonato de Sódio TBS - Tryptic soy Broth UFC - Unidade Formadora de Colônias MURÇA MAS

10 de hemoculturas da Santa Casa de São Paulo SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO Revisão da literatura Hemocultura Indicação do exame Incubação e avaliação das hemocultuas Sistema Hemobac Trifásico Teste de susceptibilidade Técnica de difusão em meio sólido ou método de disco-difusão 12 ou técnica de Kirby-Bauer Resistência aos antibióticos Teste de susceptibilidade rápido OBJETIVOS CASUÍSTICA E MÉTODO Identificação da positividade das hemoculturas Bacterioscopia a partir da coloração de Gram das colônias isoladas Antibiograma Análise Estatística RESULTADOS Staphylococcus spp Enterococcus spp Enterobactérias Bacilos Gram Negativos não fermentadores de glicose DISCUSSÃO CONCLUSÃO REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 39 RESUMO 44 ABSTRACT 46 APÊNDICE 48 MURÇA MAS

11 1. INTRODUÇÃO.

12 2 Prioriza-se, cada vez mais, a relação eficácia/tempo, nos Laboratórios de Microbiologia; isto é, durante a rotina laboratorial, todas as etapas do método são analisadas, visando à resultados reportados. Portanto, é inevitável a busca por métodos rápidos, que se mostrem eficazes no diagnóstico e na avaliação de sensibilidade. Cada método deve ser considerado de acordo com a condição do paciente e dos agentes etiológicos potenciais. Dependendo do tipo de microrganismo envolvido, a liberação de resultados em um tempo menor do que o habitual pode determinar importante diferença na evolução do paciente, justamente pela indicação terapêutica precoce. Em virtude disto, são evidenciados vários métodos capazes de detectar uma imensa variedade de microrganismos: há bases diagnósticas que possibilitam a detecção dos mesmos a partir de antígenos tóxicos e não-tóxicos, enzimas, produção de substratos coloridos e podemos optar pela biologia molecular, que utiliza sondas genéticas na reação de polimerase em cadeia (PCR). Apesar dos novos métodos, muitas vezes os procedimentos tradicionais ainda são utilizados, em razão de seu custo menor. Um importante processo de detecção de microrganismos muito utilizado, sem dúvida nenhuma, é a microscopia direta a partir da amostra clínica. A bacterioscopia pode proporcionar resultados preliminares satisfatórios em determinados casos, como: Streptococcus pneumoniae ou Neisseria meningitidis, observados em amostras de líquor, Neisseria gonorrhoeae em uma amostra de secreção uretral, Clostridium sp em materiais sugestivos de infecção por anaeróbios. As bactérias de exemplos como estes são facilmente detectadas pela morfologia e coloração específicas, assim como a pesquisa por microscopia de outros microrganismos fastidiosos: Mycobacterium tuberculosis e outras micobactérias, como Mycobacterium leprae a partir da coloração de Ziehl-Neelsen (Isenberg, 1998). Outro exemplo prático de utilização do método rápido é para o diagnóstico de infecções urinárias, principalmente quando se refere ao principal agente causador, a Escherichia coli (Johnson et al, 1995). Na utilização de alguns laminocultivos, foi

13 3 observado que a leitura precoce, após 6-8 horas de incubação, tem relação de 100% com a tradicional incubação de 24 horas ou overnight (Martino, 1998). O teste de sensibilidade também pode ser realizado diretamente da amostra da urina, com boa relação com o método padronizado, ou seja, realização do antibiograma antes mesmo da verificação do crescimento das possíveis colônias e da preparação do inóculo (Oakes et al, 1994). Atualmente, dispõe-se de inúmeros métodos rápidos em bacteriologia, porém há alguns mais dispendiosos, como a citometria de fluxo, que é uma técnica de medição das propriedades óticas das células individuais, ou de partículas em geral, em fluxo contínuo, uma de cada vez, seqüencialmente, em frente de um feixe de laser com sensores para medir fluorescência e dispersão de luz (Sprules et al, 1992). Esta técnica não é somente utilizada para diagnósticos de infecções do trato urinário, mas tem sido empregada também em testes de sensibilidade para alguns antimicrobianos (Álvarez-Barrientos et al, 2000). A presença de microrganismos no sangue de um paciente é um evento de grande importância diagnóstica e prognóstica. Quando há isolamento de um agente clinicamente importante nas hemoculturas, não é somente a causa infecciosa para a doença do paciente que fica estabelecida, mas o agente torna-se disponível para o teste de susceptibilidade ao antimicrobiano e otimização terapêutica. A necessidade de identificação do agente etiológico de septicemia resulta em um direcionamento adequado dos recursos aplicados na qualidade dos laboratórios (Baron, 2005). Infecção de corrente sanguínea é causa importante de morbidade e mortalidade; quando se tabulam hemoculturas positivas, sem distinção da síndrome infecciosa em questão, ocorrem altas taxas de mortalidade, variando de 5% a 40% (Koneman et al, 2001; Diekema et al, 2004). A indicação de antibioticoterapia precoce tem demonstrado melhoria no prognóstico desta infecção. A detecção imediata da infecção da corrente sanguínea, com identificação microbiana e teste de susceptibilidade exato, assim como a informação ágil e precisa dos resultados são importantes para a segurança do paciente (Diekema et al, 2004).

14 Revisão da Literatura Hemocultura Hemocultura é a cultura realizada a partir da amostra proveniente da corrente circulatória de um paciente, viabilizando o diagnóstico de bacteriemia (presença de microrganismos na corrente circulatória) e septicemia (disseminação de microrganismos pela corrente circulatória), com os objetivos de diagnosticar o agente etiológico, minimizar a antibioticoterapia e detectar bactérias resistentes (Fréjaville, Kamoun, 1989). A entrada direta de bactérias e fungos na corrente sanguínea ocorre com infecções intravasculares, como endocardite infecciosa, fístula arteriovenosa infectada, aneurismas micóticos, tromboflebite supurativa e colonização de implantes vasculares (cateter venoso central e periférico, linhas arteriais, ports subcutâneos e enxertos vasculares, caracterizando bacteriemia e fungemia (Baron, 2005). O padrão clínico da infecção de corrente sanguínea pode ser transitório, intermitente ou contínuo. A bacteriemia transitória é a mais comum e ocorre após a manipulação de tecidos infectados (por exemplo, abscesso, furúnculo e celulite), instrumentação da superfície de mucosas contaminadas (procedimentos odontológicos, manipulações urológicas como cistoscopia, dilatação uretral e cateterização urinária; e procedimentos endoscópicos gastrintestinais superiores e inferiores), cirurgia envolvendo áreas contaminadas (ressecção transuretral da próstata, histerectomia vaginal e debridamento de queimaduras infectadas). A intermitente é freqüentemente associada a abscessos não drenados intraabdominais, pélvicos, perianais, hepáticos, prostáticos, entre outros, observando que os abscessos são causa comum da febre de origem desconhecida, enquanto a bacteriemia contínua é um aspecto fundamental das infecções intravasculares, notavelmente, endocardites infecciosas agudas e subagudas (Baron, 2005). O sangue deve ser colhido antes da administração de terapia antimicrobiana sistêmica em qualquer paciente que tenha febre (>38 C) ou hipotermia (<36ºC), leucocitose (principalmente se houver desvio à esquerda), granulocitopenia absoluta

15 5 ou uma das combinações acima (Fréjaville, Kamoun, 1989; Baron, 2005). A positividade decai quando a coleta é realizada no pico febril e nunca deve ser realizada após este pico, pois a probabilidade de isolamento do agente é quase nula. O volume colhido é critico e a mais importante variável individual na recuperação dos microrganismos de pacientes com infecção da corrente sanguínea, devendo ser obtido por meio de condições assépticas. A relação direta entre o resultado diagnóstico da hemocultura e o volume de sangue foi demonstrada em diversos estudos, comparando os métodos manuais e os semi-automatizados, pois quando o volume aumentou de 10mL para 20mL, o resultado da cultura positiva aumentou ao redor de 30%-50% (Baron, 2005). Baseados em dados avaliáveis, a recomendação do volume de sangue para adulto, por cultura, é de 20 ml-30 ml; para pacientes pediátricos, o sugerido é de 1mL-5 ml e, em recém-nascidos de baixo peso e prematuros, o volume possível, pois pode ser impraticável obter o volume recomendado. O número de frascos varia de 2-4 para uma ótima detecção da bacteriemia e fungemia, salientando a eventual necessidade do aumento deste número, quando o paciente recebe terapia antimicrobiana de amplo espectro. Normalmente o intervalo recomendado entre as amostras é de minutos, exceto em pacientes criticamente sépticos, cujas amostras devem ser obtidas rapidamente, antes do início da terapia antimicrobiana (Baron, 2005). Seguindo as técnicas e métodos recomendados, pratica-se o estado da arte para o processamento da hemocultura; entretanto, não há padrão-ouro para o diagnóstico das infecções da corrente sanguínea (Baron, 2005) Indicações do exame É um procedimento diagnóstico recomendado em enfermidades febris agudas graves, em que é indicada a antibioticoterapia empírica de início imediato, ou ainda em pacientes com doenças infecciosas (osteomielite, artrite supurativa) que serão submetidos a cirurgias de urgência, com febre de origem desconhecida e endocardite infecciosa aguda e subaguda (Koneman et al, 2001).

16 Incubação e avaliação das hemoculturas Existem vários sistemas utilizados para o processamento laboratorial das hemoculturas: sistemas não automatizados ou manuais, semi-automatizados e automatizados. Nos sistemas automatizados, a positividade das amostras pode ser obtida por instrumentos que indicam multiplicação bacteriana no frasco onde a amostra foi incluída (Munson et al, 2003; Paz Oplustil et al, 2004). Nos sistemas não automatizados, são realizadas subculturas periódicas para a detecção de microrganismos. As hemoculturas são avaliadas por um período que varia de 5 a 7dias, e liberadas como negativas logo após. Estudos recentes têm mostrado que a liberação de resultados positivos de hemoculturas de forma precoce e por telefone tem influenciado a terapêutica antimicrobiana e o resultado final do tratamento (Munson et al, 2003) Sistema Hemobac Trifásico O Hemobac Trifásico (Probac do Brasil) (Fig. 1) é um sistema destinado à realização de hemocultura. O sistema é composto por um laminocultivo com três faces acoplado à parte superior de um recipiente plástico, contendo um caldo suplementado com extrato de levedura e polianetol-sulfonato de sódio (SPS). As faces do laminocultivo são: Agar Chocolate, Agar Sabouraud, Agar MacConkey e Indicador de CO 2, que detecta o crescimento de bactérias e fungos. Figura 1: Hemobac Trifásico Pediátrico (Probac do Brasil, 2005a).

17 7 O caldo suplementado (Fase 1) promove o crescimento de microrganismos, devido à riqueza de nutrientes. O SPS (polianetol sulfonato de sódio) possui efeito anticoagulante, favorece o cultivo à ação anticomplementar, antifagocitária e inibitória da atividade antimicrobiana dos aminoglicosídeos e outras drogas que podem estar presentes no sangue (Fig. 2 e Fig. 3). Os meios de cultura sólidos (Agar Chocolate, Agar MacConkey e Agar Sabouraud - Fase 2) permitem o crescimento das bactérias fastidiosas, isolamento dos bacilos Gram-negativos e fungos, respectivamente, que são agentes produtores de bacteriemia e fungemia (Fig. 2, Fig. 3). Indicador de CO 2 (Fase 3), a viragem da cor para rosa ocorre pela presença de CO 2, produzido pelo microrganismo (Fig. 3). Figura 2: Hemobac Trifásico Adulto: caldo e vista da lâmina dividida (Agar Sabouraud e Agar McConkey). Figura 3: Hemobac Trifásico Adulto: caldo e vista da lâmina, face larga (Agar Chocolate e Indicador de CO 2 ).

18 8 Os frascos devem ser incubados por 5-7 dias a 35 C ± 2 C, observando diariamente o aparecimento de colônias e/ou mudança do indicador. Quando utilizada a estufa para Hemobac Trifásico (Probac do Brasil, 2005a), que possui agitação constante e inversão programada para semeadura no laminocultivo, o procedimento é considerado automatizado e o resultado é analisado em até cinco dias (Paz Oplustil et al, 2004). As leituras são realizadas, no mínimo, duas vezes ao dia, e são interpretadas conforme abaixo: Ausência de crescimento ou de alteração do indicador após o período de incubação proposto: reportar como negativo após o período de leitura (período de incubação mínimo: cinco dias). Presença de crescimento bacteriano nos meios sólidos: abrir o frasco superior, desrosqueando a tampa com a lâmina, e proceder à identificação das colônias presentes, trabalhando de forma a assegurar a assepsia do procedimento. Mudança da cor do indicador durante o período de incubação: a presença da coloração rosa forte ou vermelho indica que há crescimento bacteriano na amostra (alguns microrganismos pouco produtores de CO 2 podem apresentar crescimento no meio sólido, sem mudança no indicador). Se houver variação na cor do indicador, sem a formação de colônias nos meios sólidos, fazer esfregaço a partir do meio líquido. Algumas bactérias metabolicamente deficientes podem crescer em meios líquidos e não nos meios sólidos. Neste caso pode ser observada a mudança da cor do indicador, sem o aparecimento de colônias no meio sólido. Trabalho comparativo entre o sistema Hemobac Trifásico (HT) (Probac do Brasil, 2005a) e o BacT/Alert FAN (BA) (biomérieux, França) mostrou positividade de 20,20%(n=39) nos frascos BA e 20,72%(n=40) nos frascos HT. As médias para positividade do indicador de CO 2 foram de 27,2h BA e 30,8h HT (p=0,8); para disponibilidade de colônias viáveis foram de 40,26h BA e 31,78h HT (p<0,05) e o tempo total decorrido até a liberação da identificação e do teste de susceptibilidade foi de 56,51h BA e 48,60h HT. Foram isolados: S.aureus (n=20), E.cloacae (n=5), K.pneumoniae (n=4), P.fluorecens (n=3), C.albicans (n=3), S.marcescens (n=2), S.pneumoniae (n=1), E.coli (n=1) e K.oxytoca (n=1). Os autores concluíram que os

19 9 sistemas analisados apresentam desempenhos semelhantes, em que o Hemobac Trifásico demonstra disponibilizar precocemente colônias viáveis para a rotina microbiológica e torna-se alternativa efetiva no diagnóstico microbiológico em relação ao BacT/Alert, com a vantagem do custo e da produção nacional, além de menor processamento laboratorial em relação aos métodos manuais, mantendo boa correlação custo-efetividade para laboratórios que processam diferentes quantidades de hemoculturas (Garcez Júnior, Martins, 2003). Kusano et al, 2005, em outro trabalho comparativo entre o sistema Hemobac Trifásico (Probac do Brasil, 2005a) e o BacT/Alert FAN (biomérieux, França), com amostras de hemoculturas provenientes de pacientes de terapia intensiva, encontraram positividade de 16,3% (n=7), concordância de 100% entre os sistemas, e concluíram que os sistemas analisados apresentam desempenhos semelhantes. O BacT/Alert FAN mostra indicar positividade de CO 2 precoce e automaticamente para a posterior semeadura em meios sólidos, enquanto o Hemobac Trifásico mostra disponibilizar precocemente colônias viáveis para a rotina microbiológica, necessitando de leitura diária dos frascos em busca de positividade Teste de susceptibilidade O teste de susceptibilidade aos antimicrobianos ou antibiograma é habitualmente realizado pela imensa maioria dos laboratórios a partir do método qualitativo, descrito por Bauer et al, (1966): o método de disco-difusão, que consiste em testar antimicrobianos impregnados em discos de papel filtro, numa concentração determinada para cada droga (Fig. 4), é considerado prático, de fácil execução e idealizado para bactérias de crescimento rápido (Jorgensen, 1997; Jorgensen, Ferraro, 1998). Usando o teste de susceptibilidade em disco, a resistência antimicrobiana é detectada pelo crescimento bacteriano ao seu redor, na placa previamente semeada com o inóculo do microrganismo em questão (Acar, Goldstein, 1996).

20 10 Figura 4: Teste de susceptibilidade aos antimicrobianos pelo método de Kirby-Bauer (Disco-difusão). Estes discos, contendo uma concentração conhecida do agente antimicrobiano, são colocados na superfície de uma placa de ágar Mueller-Hinton recém inoculada com a bactéria a ser testada, onde o antimicrobiano começa imediatamente a difundir-se e estabelecer um gradiente de concentração ao redor do disco de papel filtro (Fig. 4). A maior concentração é obtida proximamente ao disco. Após incubação, a bactéria cresce na superfície da placa, exceto onde o gradiente de concentração atingido pelo antibiótico ao redor do disco foi suficiente para inibir seu crescimento. Após incubação, o diâmetro da zona de inibição é medida ao redor de cada disco, sendo este procedimento relatado em milímetros (mm) (Acar, Goldstein, 1996). Neste método, os reagentes são relativamente econômicos, não há necessidade de equipamentos especiais, além de apresentar grande flexibilidade na escolha do número e tipo de antimicrobianos a serem testados (Jorgensen, 1997; Jorgensen, Ferraro, 1998). No caso da metodologia de Kirby-Bauer, alguns laboratórios de microbiologia, utilizando método de disco difusão, usam como rotina de 3 a 10 unidades formadoras de colônias (UFC) suspendidas em 4 ml de meio de cultura líquido, que é incubado por 2 a 5 horas, esperando o aumento bacteriano moderado, ou seja, o inóculo pertinente a uma turbidez apropriada. Posteriormente, este é diluído em água ou solução salina, observando uma densidade equivalente a 0,5 ml de BaCl 2

21 11 a 1%, adicionada a 99,5 ml de H 2 SO 4 a 1% (Hong et al, 1996). A partir disto, em uma placa de Petri de 15 cm, com meio Agar Mueller-Hinton de espessura de aproximadamente 5 mm a 6 mm, com o auxílio de um swab, este inóculo será semeado em três direções, onde devem ser imediatamente acomodados nove discos contendo antimicrobianos, com distância de 3 cm, aproximadamente. Após uma incubação de 24 horas, devem ser medidos os diâmetros dos halos de inibição e interpretados de acordo com padrões estabelecidos para cada antimicrobiano (Bauer et al, 1966). Outros estudos descrevem uma variante do método de Kirby-Bauer, cujas amostras são provenientes de hemoculturas positivas, com posterior inóculo de acordo com a escala de 0,5 de McFarland, semeado em placas de Muller Hinton; o período de incubação, em estufa a 35 o C, consiste em 4, 6 e 24 horas. Os resultados que apresentaram maiores discrepâncias foram, respectivamente, 3,5%, 0,6% e 0,7% em cepas de microrganismos Gram-negativos (Coyle et al, 1984). A indicação de uma terapia antimicrobiana exige pesquisa de susceptibilidade aos antibióticos pelas bactérias presumivelmente responsáveis pelas infecções. Estas deverão ser previamente obtidas em cultura pura e identificadas. Para ganhar tempo, é sempre recomendável iniciar o teste de sensibilidade assim que se esteja orientado pela morfologia e afinidades tintoriais da cepa isolada (Fréjaville, Kamoun, 1989). Para uma dada espécie bacteriana, é possível, em certa medida, prever que um determinado número de agentes antimicrobianos atuará eficazmente. Todavia, dentro da mesma espécie, diferentes cepas podem apresentar resistência a outros agentes, resistência essa que não cessa de evoluir, tornando indispensável o estudo da sensibilidade in vitro (Fréjaville, Kamoun, 1989). Sendo conhecida a natureza do agente infeccioso, os clínicos dispõem de uma gama de exames, muitos de execução trabalhosa, para prescrever o antimicrobiano, levando em consideração a etiologia e a gravidade da infecção (Fréjaville, Kamoun, 1989).

22 Técnica de difusão em meio sólido ou método de discodifusão ou técnica de Kirby-Bauer Na prática, o antibiograma é realizado por técnica de difusão em meio com ágar, a partir de uma fonte antibiótica: alguns discos de papel-filtro impregnados com diferentes antibióticos são colocados sobre a superfície de uma placa de Petri com Agar Mueller Hinton semeada com a bactéria em cultura pura. Quando o antibiótico é inibidor, forma-se um halo sem crescimento bacteriano em torno do disco, tornando-se zona de inibição, e cujo diâmetro é medido (Bauer, 1966). Essa técnica, baseada na possibilidade de difusão do antibiótico em meio de ágar, é menos utilizável para os antibióticos de difusão reduzida (Fréjaville, Kamoun, 1989). Nem por meio dessa técnica, nem pelas que serão descritas a seguir, procurase reproduzir um meio biológico tal como pode existir no homem, mas trabalha-se em condições artificiais e reprodutíveis que permitem, como demonstra a experiência, uma extrapolação dos resultados in vitro e sua aplicação in vivo. Essas condições foram codificadas por Ericsson, Sherris (1971) e devem ser respeitadas por todos os laboratórios. Elas dizem respeito, principalmente: ao tempo de observação do crescimento das bactérias (16 a 24 horas); à densidade do inóculo e sua fase de crescimento; à composição do meio nutritivo: ph, sais, líquidos, glicídios, proteínas, tendo como referência o Mueller-Hinton (Fréjaville, Kamoun, 1989). O resultado final é dado sob a forma de uma planilha que comporta, para cada antibiótico, uma interpretação qualitativa (a cepa pode ser: sensível (S), intermediária (I) ou resistente (R) ao antibiótico) (Fréjaville, Kamoun, 1989). A leitura do antibiograma efetuado pelo método de difusão permite observar a bacteriostase e fornece informações de ordem qualitativa. Uma cepa resistente a um antibiótico será indiferente à sua ação, para qualquer forma de tratamento; uma cepa sensível deverá, em princípio, ter sua multiplicação contida por uma dose conveniente administrada por via geral; é preciso que o antibiótico seja escolhido em função do órgão infectado e possa atingir ali um nível eficaz. Se a resposta for intermediária, o antibiótico pode ser usado com eficiência para tratar de infecções em órgãos com elevada taxa de concentração do antibiótico sob forma ativa; o

23 13 antibiótico também pode ser usado em doses superiores às habitualmente usadas, porém, nesse caso, é preferível fazer uma medição da concentração inibidora mínima (CIM em µg/ml) (Fréjaville, Kamoun, 1989) Resistência aos antibióticos Os diâmetros dos halos de inibição são relacionados com as concentrações inibitórias mínimas (CIM), obtidas por diluição em caldo ou ágar e, por regressão linear analítica, podemos relacionar o tamanho destas zonas com a CIM propriamente dita, apesar de este não ser um recurso bastante aplicado, até questionado por alguns microbiologistas. A determinação por métodos quantitativos e não qualitativos constitui método padrão para real determinação da CIM dos antimicrobianos (Acar, Goldstein, 1996; Brooks et al, 2000). Em virtude disto as cepas a serem consideradas podem ser classificadas como: resistentes, intermediárias ou sensíveis. Mesmo que este procedimento seja questionado por alguns microbiologistas, ainda é aplicado nas rotinas laboratoriais, determinando resultados satisfatórios. Em relação aos métodos qualitativos, no caso, disco-difusão (Método de Kirby-Bauer), o fator determinante dos diâmetros dos halos de inibição é conhecido como tempo crítico, que consiste no tempo que o microrganismo necessita para obter sua massa celular ideal, ou seja, mesmo com a difusão do antimicrobiano, a mesma continuará, proporcionando assim o aparecimento do halo, determinando a eficácia do mesmo. Isso sugere que leituras precoces podem corresponder àquelas obtidas após incubação prolongada, em que leituras após 5-8 horas mostraram-se bastante confiáveis. (Doern et al, 1994; Acar, Goldstein, 1996). Mediante estas informações, um método rápido (5 horas), o que é uma variante da metodologia de Kirby-Bauer, consiste em: pré-incubação das placas a 37 o C, antes da inoculação; turbidez do inóculo ajustada para o padrão de 1,0 na escala de McFarland, ao invés de 0,5, sem uma pré-incubação e leitura após 5 horas de incubação. Com a utilização destas modificações, os resultados obtidos com Enterobactérias, cocos Gram positivos e Pseudomonas spp em termos de sensibilidade e resistência mostraram porcentagem de concordância entre estes

24 14 resultados obtidos em relação ao método padrão de 98,9%, 98,7% e 97,9%, respectivamente. Apesar de os diâmetros dos halos de inibição medidos até 5 horas serem menores que aqueles conseguidos após incubação overnight, a classificação final em termos de sensibilidade ou resistência não foi afetada. (Kluge, 1975; Hong et al, 1996) Teste de susceptibilidade rápido Liberman, Robertson, em 1975, avaliaram a rápida determinação de susceptibilidade pelo método de Kirby-Bauer, reduzindo o tempo de incubação de horas para 7-8 horas: foram testados 100 casos isolados clínicos e não se observaram mudanças em 558 de 664 testes (84% de concordância). Johnson, Washington 2 nd, em 1976, compararam os métodos diretos e padrão para hemoculturas positivas. O teste direto foi feito ajustando a turbidez do caldo removido do frasco positivo de hemocultura para a escala 1.0 de McFarland em 2mL de caldo Mueller Hinton e incubando-se a mistura por 2-4 horas. O resultado das discrepâncias foi classificado em muito importantes, maiores ou menores. As principais discrepâncias foram notadas com S.epidermidis (4 erros muito importantes, 5 maiores), Klebsiella spp (2 erros muito importantes, 4 maiores) e Alcaligenes spp (5 erros maiores). Os antibióticos que mais freqüentemente demonstraram discrepâncias foram penicilina, ampicilina e cefalotina. Os resultados, segundo os autores, indicam que um teste de susceptibilidade direto e preliminar a partir de frascos de hemocultura positiva é tanto possível como exato. Wegner et al, em 1976, também estudaram um método direto para o teste de susceptibilidade de microrganismos de crescimento rápido e patógenos de sangue, das amostras suspeitas uma gota de cultura líquida (aproximadamente 0,01 ml) foi inoculada em 2mL de caldo Columbia e este foi incubado por 4h-6h a 37ºC e o inóculo ajustado com salina para a escala 0,5 de McFarland, para então ser plaqueado em Agar Mueller Hinton. Após a incubação de 18h-24h as leituras foram realizadas e os resultados mudaram somente 0,7%, o que os autores definem como alternativa para situações clinicamente urgentes.

25 15 Mirrett, Reller, em 1979, compararam o método padrão com o teste realizado a partir do frasco de hemocultura (1mL do sobrenadante do frasco, diluído 1: 1 com caldo TSB e incubado a 35ºC por uma hora e então a turbidez foi ajustada com salina para a escala 0,5 McFarland). A concordância foi de 94,6% para comparações. As maiores discrepâncias foram vistas com três cepas de S.epidermidis e uma de S.aureus, E. coli e Enterobacter spp, portanto os autores recomendam este procedimento para guiar precocemente a terapia antimicrobiana em paciente com septicemia. Fay, Oldfather, em 1979, padronizaram um método para o teste de susceptibilidade direto de hemoculturas no qual encontraram que o plaqueamento de 0,03 ml do caldo de hemocultura produzia halos muitos próximos dos obtidos no método padrão, com 94,6% de concordância. Por outro lado, Doern et al, em 1981, avaliaram o teste de susceptibilidade por disco-difusão a partir de amostras de hemocultura positiva, o teste direto foi realizado com 1mL do líquido homogeneizado, do qual seis gotas (aproximadamente 0,05mL) desta suspensão foram plaqueadas em ágar Mueller Hinton e incubadas em ar ambiente a 35ºC por horas. No total, 556 microrganismos e comparações antibióticomicrorganismos foram avaliados. O método direto demonstrou 69,8% de concordância total com o método padronizado. Um total de 1,6% de erros menores, 1,5% de erros maiores e 0,1% de erros muito importantes foi observado. Kiehn et al, 1982, compararam o teste susceptibilidade por microdiluição em caldo padrão e direto de isolados de hemocultura; dos 271 microrganismos e combinações microrganismos antibióticos testados, houve 13 discrepâncias em que um microrganismo foi analisado como sensível por um método e resistente pelo outro. Estas discrepâncias foram distribuídas entre diversas combinações microrganismo-antibiótico, não mais que duas foram vistas para qualquer uma das combinações. A alta acurácia deste resultado pode ser alcançada pela inoculação direta de caldos de hemocultura. De Cueto et al, 2004, inocularam diretamente o líquido do frasco do Bactec 9240 (Becton Dickinson Cockeysville, Md) da hemocultura positiva em cartão Vitek 2 System (biomérieux, França). Para os bacilos Gram negativos, 31 de 50 (62%)

26 16 mostraram concordância completa com o método padrão para identificação das espécies, enquanto nenhum dos 50 cocos Gram positivos foi corretamente identificado pelo método direto. Para os bacilos Gram negativos, eles foram 50% concordantes entre os métodos direto e padrão para todas as drogas testadas. A taxa de erro maior foi 2,4% e o de erro menor foi 0,6%. A taxa total de erros para os Gram negativos foi 6,6%. Concordância completa na categoria clínica de todos os agentes antimicrobianos avaliados foi obtida para 19 de 50 (38%) dos cocos Gram positivos analisados, a taxa total de erro foi 8,4%, com 2,8% erros menores, 2,4% erros maiores e 3,2% erros muito importantes; concluíram por estes dados que os cartões de Vitek 2 inoculados diretamente com frascos positivos da Bactec 9240 não oferecem identificação bacteriana ou de susceptibilidade aceitável em comparação com os mesmos cartões testados pelo método padrão. Segundo Diekema et al, 2004, o teste de susceptibilidade exato e o reporte apropriado dos resultados para os patógenos isolados de hemoculturas são funções críticas dos laboratórios de microbiologia. Eles estudaram o desempenho e reporte de hemoculturas positivas (160 episódios de bacteriemia) em laboratórios de microbiologia de hospitais de Iowa (14 hospitais). Foi detectado erro no teste de susceptibilidade ou de identificação para 18 episódios (16%). Mais estudos são necessários para determinar o impacto dos erros do teste e o reporte subótimo dos resultados na condução das infecções de corrente sanguínea. Doern et al, 1982, recomendam que os resultados de um teste rápido de disco-difusão direto da hemocultura sejam usados para guiar a terapia, pois em seu estudo o teste rápido indicou que 48 de 173 pacientes deveriam ter sua antibioticoterapia mudada e, em 32 pacientes (66,6%), a indicação de mudança foi aproximadamente 24 horas mais precoce que a convencional. Barenfanger et al, em 1999, apontaram os benefícios clínicos e financeiros da rápida identificação e do teste de susceptibilidade, demonstrando que a permanência hospitalar diminuiu de 12,6 dias para 10,7 dias (p=0,006) no grupo em que foram utilizados métodos mais rápidos e automatizados. A diferença de liberação dos resultados foi de 39,2 horas contra 44,4 horas dos métodos de processamento normal (p= 0,001). A mortalidade foi de 7,9% e 9,6% (p=0,45) em

27 17 pacientes com os métodos rápido e normal, respectivamente, e os custos tiveram a diferença de U$ 1,750 para menos (U$ 6,677 para U$ 4,927, p=0,001), nos pacientes cujos exames foram realizados pelo método mais rápido.

28 18 2. OBJETIVOS

29 19 Verificar a correlação entre o método rápido de disco-difusão realizado diretamente das cepas isoladas na hemocultura e o método de disco-difusão tradicional na avaliação da susceptibilidade bacteriana.

30 20 3. MATERIAL E MÉTODO

31 21 Foram analisadas 130 amostras de hemoculturas positivas não seqüenciais, obtidas pelo sistema Hemobac Trifásico, de diversas unidades, enviadas ao laboratório de microbiologia do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar da Santa Casa de São Paulo, no período de 2003 a Identificação da positividade das hemoculturas As amostras positivas de hemocultivos (Sistema Hemobac Trifásico - Probac do Brasil, 2005a) do Laboratório de Microbiologia do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar e da Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo foram prospectivamente avaliadas da seguinte maneira: 1. Na presença de crescimento bacteriano nos meios sólidos (Fig 5), os frascos foram abertos e fez-se a coloração de Gram, conforme item 3.2. e, 2. Na presença de viragem do indicador para rosa, sem crescimento bacteriano, uma nova inversão foi realizada e a coloração de Gram, obtida do caldo com o sangue. Foram excluídos os hemocultivos sem crescimento, com crescimento de duas ou mais espécies de bactérias e aquelas cujo crescimento no laminocultivo não foi suficiente para a obtenção de um inóculo de 3x10 8 UFC/mL necessário para a realização do antibiograma Bacterioscopia a partir da coloração de Gram das colônias isoladas - A partir da amostra das hemoculturas positivas, foram feitos esfregaços em lâminas, para a coloração de Gram (Carvalhal, Alterthum, 2005). - A partir do crescimento bacteriano foi ajustada, visualmente, a suspensão bacteriana com turvação correspondente a 1,0 da escala de McFarland, compatível com 3,0x10 8 UFC/mL de bactérias em caldo de TSB (Tryptic Soy Broth) para o teste rápido e, para o teste padrão, a escala utilizada foi a de 0,5 McFarland, que corresponde a 1,5x10 8 UFC/mL. (Probac do Brasil, 2005b)

32 22 Figura 5: Crescimento bacteriano em Agar Chocolate (Face larga da lâmina - Hemobac Trifásico ) Antibiograma A. O inóculo foi semeado em três direções em uma placa de Agar Mueller- Hinton, previamente colocada por 30 minutos em estufa a 37 o C. B. Foram colocados os discos de antibióticos (de acordo com o CLSI (2005) vigente), tal qual é feito no teste de sensibilidade realizado na rotina implementada no laboratório, também de acordo com a bacterioscopia prévia e aspecto das colônias utilizando os seguintes antimicrobianos: Staphylococcus spp: Penicilina, Oxacilina, Cefoxitina, Eritromicina, Trimetoprim-Sulfametoxazol, Clindamicina, Vancomicina, Cloranfenicol, Ciprofloxacina, Gentamicina, Tetraciclina, Levofloxacina, Teicoplanina, Cefepima,

33 23 Meropenem e Linezolide; Enterococcus spp: Penicilina, Ampicilina, Vancomicina, Teicoplanina, Gentamicina, Tetraciclina, Eritromicina, Cloranfenicol e Linezolide; Bacilos Gram negativos: Ampicilina, Cefazolina, Ticarcilina + Ácido Clavulânico, Cefalotina, Gentamicina, Amicacina, Amoxacilina + Ácido Clavulânico, Cefuroxima, Cefepima, Cefoxitima, Cefotaxima, Ceftriaxona, Ciprofloxacina, Levofloxacina, Imipenem, Meropenem, Trimetoprim-sulfametoxazol, Ceftazidima, Aztreonam, Cloranfenicol, Tetraciclina e Tobramicina; Bacilos Gram negativos não fermentadores de glicose: Ceftazidima, Gentamicina, Amicacina, Aztreonam, Cefepima, Ciprofloxacina, Levofloxacina, Imipenem, Meropenem, Tobramicina, Cefotaxima, Ceftriaxona, Cloranfenicol e Trimetoprim-Sulfametoxazol. Quando a coloração de Gram indicou um bacilo Gram negativo, os discos colocados foram para a família Enterobacteriaceae, na identificação deste bacilo Gram negativo como não fermentador de glicose, foram considerados apenas os antibióticos sugeridos para teste pelo CLSI. Para os cocos Gram positivos, a prova da catalase foi realizada para diferenciar os Staphylococcus spp dos Streptococcus ou Enterococcus spp, e assumiram-se como enterococos as cepas que não apresentaram alfa hemólise no agar chocolate, confirmando o diagnóstico na rotina padrão. C. As placas foram incubadas em atmosfera ambiente, em estufa a 35 o C - 37 o C e, após cinco horas, houve a leitura do diâmetro dos halos e a interpretação de acordo com os critérios adotados pelo CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute, 2005 (antigo NCCLS - National Committee for Clinical Laboratory Standards) para halos obtidos na técnica de disco difusão para antibiogramas, pela metodologia padrão adotada pelos laboratórios.

34 24 Paralelamente foi realizado o teste de susceptibilidade habitual, de acordo com a padronização do CLSI, com leitura feita após horas. Como controle de qualidade laboratorial foram feitos os testes de susceptibilidade com as cepas padrões (Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Escherichia coli ATCC 25922, Staphylococcus aureus ATCC 25923), padrão de referência utilizado no laboratório e segue os critérios internacionais do CLSI (CLSI, 2005). A leitura dos halos de inibição foi realizada após cinco horas de incubação, por mensuração do halo na superfície do ágar com a placa aberta por transiluminação devido à presença de halos mais claros Análise Estatística Para avaliar a concordância entre o método padrão e rápido, utilizamos duas formas de análise: índice Kappa (Tab. 1) e classificação de erro (Tab. 2) indicadas pelo Serviço de Epidemiologia e Estatística da FCMSCSP. O índice Kappa é obtido a partir da seguinte fórmula e classificado de acordo com a tabela 1: Kappa = Po Pe 1 - Pe Em que: Po=proporção observada de cepas em concordância Pe=proporção esperada de cepas em concordância

35 25 Tabela 1: Classificação da concordância dos antimicrobianos a partir do índice Kappa. KAPPA Limite Inferior Limite Superior Classificação <0,00 Ruim 0 0,2 Fraca 0,21 0,4 Sofrível 0,41 0,6 Regular 0,61 0,8 Boa 0,81 0,99 Ótima 1 Perfeita Fonte: Adaptado do Landis J, Koch G. The measurement of observer agreement for categorical data. Biometrics. 1977; 33: Tabela 2: Critérios de classificação de erros, comparando-se o teste rápido (TR) com o teste padrão (TP). Teste Padrão Teste Rápido Erro Resistente Intermediário Sensível R I S R I S R I S Não houve erro EM EMI EM Não houve erro EM EI EM Não houve erro Fonte: Koneman E, Allen SD, Janda WM, Schereckenberger PC, Winn WC Jr. Diagnóstico microbiológico: texto e atlas colorido. 5ª ed. São Paulo: MEDSI; onde: R = Resistente, I = Intermediário, S = Sensível, EM = Erro Menor, EMI = Erro Muito Importante e EI = Erro Importante. Portanto, os critérios de classificação dos erros são obtidos quando há discordância entre os resultados (Koneman et al, 2001), sendo: - Erro muito importante (EMI): resultado no método padrão resistente (R) e no método estudado sensível (S), R S;

36 26 - Erro importante (EI): resultado no método padrão sensível e no método estudado resistente, S R e - Erro menor (EM): resultado no método padrão resistente ou sensível e no método estudado intermediário ou vice versa, R I S.

37 27 4. RESULTADOS

38 28 Das 130 amostras de hemoculturas estudadas provenientes das diferentes unidades de internação da Santa Casa de São Paulo, obtivemos os seguintes resultados: 4.1. Staphylococcus spp Das 50 cepas estudadas, 10 (20%) eram de Staphylococcus coagulase negativo e 40 (80%) de Staphylococcus coagulase positiva; houve comparação entre os resultados dos métodos padrão e rápido (Tab. 3). Tabela 3: Classificação dos antimicrobianos testados para os Staphylococcus spp, segundo o índice Kappa que avalia a comparação entre os resultados obtidos pelo método padrão (TP) e o método rápido (TR), segundo a concordância e a ocorrência de erros detectados. Antimicrobiano Concordância EMI EI EM Kappa Classificação R S S R R I S Eritromicina ,715 Boa Clindamicina ,733 Boa Ciprofloxacina ,798 Boa Gentamicina ,757 Boa Tetraciclina ,703 Boa Oxacilina ,956 Ótima Sulfa-trimetoprim ,960 Ótima Cloranfenicol ,840 Ótima Levofloxacina ,960 Ótima Cefepime ,956 Ótima Meropenem ,956 Ótima Penicilina Perfeito Vancomicina Perfeito Teicoplanina Perfeito Linezolida Perfeito Fonte: Laboratório de Microbiologia do SCIH e FCMSCSP. EMI: erro considerado muito importante quando no TP observou-se resistência (R) e, no TR, sensibilidade (S); EI: erro considerado importante quando no TP observou-se S e no TR obteve-se R e EM: erro menor quando houve resultados que variaram da resistência intermediária (I) para S e viceversa e I para R e vice-versa. Das 50 cepas estudadas, houve concordância para os Staphylococcus coagulase negativo de 60,0% e para os Staphylococcus coagulase positiva de 52,5%.

39 Enterococcus spp Foram isolados Enterococcus spp em culturas de 15 pacientes internados nas várias enfermarias da Irmandade da Santa Casa de Misericórdia de São Paulo. Todas as cepas de Enterococcus spp estudadas apresentaram 100% de concordância em seus resultados, os quais foram avaliados de acordo com a correlação entre os métodos padrão (TP) e rápido (TR) Enterobactérias Foram isoladas Enterobactérias em culturas de 32 pacientes. Das cepas estudadas, 13 (40,6%) eram de Klebsiella pneumoniae; 9 (28,0%), de Enterobacter spp; 5 (15,6%), de E.coli; 1 (3,1%), de Proteus mirabilis; 1 (3,1%), de Proteus vulgaris; 2 (6,3%), de Klebsiella oxytoca e 1 (3,1%), de Morganella morganii. Para comparar os métodos padrão (TP) e rápido (TR), construiu-se tabela, em que se observou a concordância entre dois métodos por meio da análise de erros (Tab. 4).

40 30 Tabela 4: Classificação dos antimicrobianos testados para as Enterobactérias, segundo o índice Kappa que avalia a comparação dos resultados obtidos pelo método padrão (TP) e o método rápido (TR), segundo a concordância e a ocorrência de erros detectados. Antimicrobiano Concordância EMI EI EM Kappa Classificação R S S R R I S Amicacina ,585 Regular Ampicilina ,788 Boa Ticarcilina+ácido clavulânico ,708 Boa Cefalotina ,677 Boa Cefepime ,707 Boa Cefoxitina ,798 Boa Cefotaxima ,750 Boa Aztreonam ,761 Boa Tetraciclina ,747 Boa Cefazolina ,862 Ótima Gentamicina ,870 Ótima Amoxacilina+ácido clavulânico ,877 Ótima Cefuroxima ,931 Ótima Ceftriaxona ,809 Ótima Sulfa-trimetoprim ,920 Ótima Cloranfenicol ,815 Ótima Tobramicina ,882 Ótima Ciprofloxacina Perfeito Levofloxacina Perfeito Imipenem Perfeito Meropenem Perfeito Ceftazidima Perfeito Fonte: Laboratório de Microbiologia do SCIH e FCMSCSP. EMI: erro considerado muito importante quando no TP observou-se resistência (R) e, no TR, sensibilidade (S); EI: erro considerado importante quando no TP observou-se S e no TR obteve-se R e EM: erro menor quando se obtiveram resultados que variaram da resistência intermediária (I) para S e vice-versa e I para R e vice-versa Bacilos Gram Negativos não fermentadores de glicose Foram isolados BGN NF em culturas de 33 pacientes; das cepas estudadas, 21 (64%) eram de Acinetobacter baumannii; 7 (21%), de Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas spp 2 (6%), Stenotrophomonas maltophilia 2 (6%), Burkholderia cepacia 1 (3%). Para comparar os métodos padrão (TP) e rápido (TR), construiu-se tabela, observando a concordância entre dois métodos por análise de erros (Tab. 5).

41 31 Tabela 5: Classificação dos antimicrobianos testados para os Bacilos Gram negativos Não Fermentadores da Glicose, segundo o índice Kappa que avalia a comparação dos resultados obtidos pelo método padrão (TP) e o método rápido (TR), segundo a concordância e a ocorrência de erros detectados. Antimicrobiano Concordância EMI EI EM Kappa Classificação R S S R R I S Gentamicina ,553 Regular Amicacina ,537 Regular Tobramicina ,500 Regular Cefotaxima ,561 Regular Cefepime ,725 Boa Ceftriaxone ,627 Boa Cloranfenicol ,784 Boa Ceftazidima ,893 Ótima Aztreonam ,824 Ótima Imipenem ,857 Ótima Meropenem ,857 Ótima Sulfa-trimetoprim ,878 Ótima Ciprofloxacina Perfeito Fonte: Laboratório de Microbiologia do SCIH e FCMSCSP. EMI: erro considerado muito importante quando no TP observou-se resistência (R) e, no TR, sensibilidade (S); EI: erro considerado importante quando no TP observou-se S e no TR obtivemos R EM: erro menor quando obtivemos resultados que variaram da resistência intermediária (I) para S e vice-versa e I para R e vice-versa. De acordo com a metodologia proposta, a tabela a seguir demonstra o resumo da relação de concordância entre o TP e o TR, segundo o número total de cepas (Tab. 6).