Procedimentos para coleta de sangue venoso

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1 1 PATRICIA GOMES DE ASSIS Procedimentos para coleta de sangue venoso GOIÂNIA 2009

2 2 PATRICIA GOMES DE ASSIS Procedimentos para coleta de sangue venoso Trabalho de Conclusão do Curso ONLINE de Procedimentos para coleta de sangue venoso da Instituição de Ensino Nacional GOIÂNIA 2009

3 3 RESUMO Este trabalho tem como finalidade orientar e alertar técnicos, clínicos e patologistas entre outros profissionais da saúde e afins da importância de se ter um controle de qualidade adequado na coleta de amostras, pois podem aparecer alterações nos resultados não compatíveis com a clínica do paciente, resultantes de uma coleta ou conservação inadequada da amostra sanguínea. Mostrando ao leitor as melhores formas de se obter o sangue venoso assim como a melhor forma de obtenção e conservação da amostra até a realização do exame.

4 4 1 INTRODUÇÃO PROCEDIMENTOS PARA A COLETA DE SANGUE Coleta de sangue pelo sistema a vácuo Coleta de sangue com seringa e agulha Punção venosa Outros métodos de coleta TUBOS PARA COLETA DE SANGUE Concentrações e volume dos anticoagulantes RECOMENDAÇÕES PARA OS TEMPOS DE RETRAÇÃO DO COÁGULO RECOMENDAÇÃO DA SEQUÊNCIA DOS TUBOS A VÁCUO NA COLETA DE SANGUE VENOSO Sequência adequada de coleta de sangue em tubos plásticos Sequência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue HOMOGENEIZAÇÃO PARA TUBOS DE COLETA DE SANGUE CUIDADOS PARA UMA PUNÇÃO VENOSA BEM SUCEDIDA COLETA DE SANGUE PARA ALGUNS EXAMES ESPECÍFICOS HEMOCULTURA Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas Antisepsia Passo a passo para a coleta de hemocultura GASOMETRIA CONCLUSÃO REFERÊNCIAS ANEXOS... 35

5 6 1 INTRODUÇÃO Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é esclarecer as dúvidas oriundas durante a anamnese e exame físico que surgem a partir do raciocínio clínico do médico. Para que o laboratório clínico possa atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do paciente, a coleta, o transporte e a manipulação dos materiais a serem avaliados obedeçam a determinadas regras. Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, controlar e, se possível, evitar algumas variáveis que possam interferir com a exatidão dos resultados. Classicamente, são referidas como condições pré-analíticas: variação cronobiológica, gênero, idade, espécie, jejum, dieta, uso de fármacos para fins terapêuticos ou não e a aplicação de torniquete. Numa abordagem mais ampla, outras condições devem ser consideradas, como procedimentos terapêuticos ou diagnósticos, cirurgias, transfusão de sangue e infusão de soluções. Alguns aspectos do tubo de coleta utilizado, como o uso de gel separador, anticoagulantes e conservantes e características da amostra, como hemólise, lipemia e icterícia, também podem ser causa de variação dos resultados. Variação Cronobiológica: corresponde às alterações cíclicas da concentração de uma determinada variável laboratorial em função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal, anual etc. Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do cortisol no soro, em que as coletas realizadas no período da tarde apresentam resultados com valores mais baixos do que os obtidos nas amostras coletadas pela manhã. As alterações hormonais típicas

6 7 do ciclo estral também podem ser acompanhadas de variações em outras substâncias. Além das variações circadianas, propriamente ditas, há que se considerar variações nas concentrações de algumas substâncias, em razão de alterações do meio ambiente. Em dias de temperaturas mais elevadas, por exemplo, a concentração sérica das proteínas é mais elevada em amostras colhidas no período da tarde, quando comparadas as obtidas pela manhã, em razão da hemoconcentração. As diferenças hormonais específicas e características de cada sexo são muito importantes a serem sempre anotadas nas observações clínicas, alguns outros parâmetros sanguíneos apresentam-se em concentrações distintas entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular, entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência são específicos para cada gênero. Idade: alguns parâmetros hematológicos e bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do indivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dos órgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até os intervalos de referência devem considerar essas diferenças. É importante lembrar que as mesmas causas de variações pré-analíticas, que afetam os resultados laboratoriais em indivíduos jovens, interferem nos resultados dos exames realizados em indivíduos idosos, mas a intensidade da variação tende a ser maior neste grupo etário. Doenças que são assintomáticas também são mais comuns nos idosos e precisam ser consideradas na avaliação da variabilidade dos resultados, ainda que as próprias

7 8 variações biológicas e ambientais não devam ser subestimadas. Jejum: habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames laboratoriais. Em situações pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferir em algumas metodologias. Devem ser evitadas coletas de sangue após períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de jejum habitual para a coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dos exames e, em situações especiais, sempre devendo consultar o médico para possíveis exceções, como pacientes diabéticos, crianças, pacientes debilitados entre outros. Aplicação do torniquete: ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre aumento da pressão intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais como glicólise anaeróbica elevem a concentração de lactato, com redução do ph. Procedimentos Diagnósticos e/ou Terapêuticos: como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser lembrados alguns procedimentos diagnósticos (a administração de contrastes para exames de imagem) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diálise peritoneal, cirurgias, transfusão sanguínea e infusão de fármacos. Infusão de Fármacos: é importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre em local distante da instalação do cateter. Mesmo realizando a

8 9 coleta em outro local, se possível, deve-se aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta. Gel Separador: algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro, após a centrifugação. Este gel pode eventualmente, liberar partículas que interferem com eletrodos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no volume da amostra e interferir em determinadas dosagens. Hemólise: hemólise discreta tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de intensidade significante pode causar aumento na atividade plasmática de algumas enzimas. (SOCIEDADE, 2005) Lipemia: também pode interferir na realização de exames que usam metodologias colorimétricas ou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides pode ocorrer apenas no período pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes portadores de algumas dislipidemias e faz com que o aspecto do soro ou do plasma se altere de límpido para algum grau variado de turbidez, podendo chegar a ser leitoso. Uma vez que amostras normais colhidas dentro das especificações de jejum apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância clínica e deve ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de hipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDLcolesterol), ou de ambos. (SOCIEDADE, 2005)

9 10 Figura 1 Amostras normais e diferentes graus de icterícia da esquerda para a direita. (LOPES, 2010) Figura 2 Diferentes graus de hemólise e lipemia da esquerda para a direita respectivamente. (LOPES, 2010)

10 11 2 PROCEDIMENTOS PARA A COLETA DE SANGUE O material coletado deve ser identificado na hora ou o mais breve possível. Nos sistemas manuais, isto pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de etiquetas com o nome do paciente, a data e horário da coleta e o número sequencial de atendimento. Este número deve constar em todos os documentos, amostras, mapas de trabalho, relatórios e laudo final. (SOCIEDADE, 2005) Existem processos informatizados simples que geram um número prédeterminado de etiquetas, de acordo com a quantidade e tipo de exame a serem realizados. Figura 3 Modelo informatizado de identificação de amostra com código de barras, podendo ser levado diretamente em equipamentos que suportam tubos primários e possuem leitoras de código de barras. (LOPES, 2009) É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta, especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. Para a maioria dos exames de sangue, é necessário apenas um curto período de tempo em jejum, de 3 a 4 horas. Outros requerem cuidados específicos quanto a dietas especiais, condições peculiares, como o jejum de 08 a 12 horas para a coleta de glicemia, triglicérides, colesterol e seus derivados. (SOCIEDADE, 2005) A contenção adequada do paciente é de importante para que se possa obter uma punção venosa bem sucedida, mantendo-o sempre confortável. A área da veia

11 12 deve ser contida sem movimento, a pele firmemente distendida para manter a veia fixa, e a pressão exercida na parte proximal do local da punção para ocluir o fluxo sanguíneo, seja pelo uso de um torniquete ou uma pressão manual. É necessário que a pele seja limpa e a aplicação de um antiséptico eficaz com uma gaze contendo solução de álcool isopropílico ou etílico a 70%. Permitir a secagem da área por 30 segundos, para evitar hemólise da amostra, e também a sensação de ardência quando for puncionado. Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. Não tocar novamente na região após a antisepsia. Recomenda-se a indicação de dois métodos para a punção venosa: o sistema a vácuo ou utilizando uma seringa e agulha. 2.1 Coleta de sangue pelo sistema a vácuo Para o sistema a vácuo é utilizado uma agulha e um acoplador para o tubo, e tem como vantagens e desvantagens: a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo tem, em seu interior, o espaço calibrado proporcional ao volume de sangue em sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir para dentro do tubo, o operador terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A quantidade de anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume de sangue a ser coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de qualidade para ser processada ou analisada. o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, rapidamente, colher vários tubos, e a quantidade obtida ser o adequado para a realização de todos os exames solicitados pelo médico.

12 13 garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial em um laboratório, incluído aqueles exames em que a condição de anaerobiose é importante, a exemplo da determinação da fração ionizada do cálcio. segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue flui diretamente para o tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao operador maior segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. Não pode ser usado em veias de pequeno calibre, pois a parede da veia se colaba e as amostras não são obtidas. Custo mais elevado. Figura 4 Adaptadores, agulhas e escalpes da esquerda para a direita respectivamente, são materiais utilizados para coleta de sangue pelo sistema a vácuo. Figura 5 Sistema acoplado para coleta de sangue a vácuo. (SOCIEDADE, 2005)

13 Coleta de sangue com seringa e agulha O sistema de seringa e agulha tem como vantagens e desvantagens: Pode ser utilizada para qualquer calibre de veia, desde que utilizada uma pressão negativa adequada na seringa Custo mais baixo Materiais facilmente acessíveis em clínicas, hospitais e laboratórios. Na etapa de transferência do sangue para o tubo pode se alterar a proporção sangue/aditivo Maior cuidado e atenção do operador pelo maior contato com material biológico. Na maioria dos casos recomenda-se que a introdução da agulha seja realizada na pele adjacente a veia. A agulha é então avançada para puncionar a veia de lado. Figura 6 Material necessário para coleta de sangue utilizando seringas e agulhas estéril, em cima material para assepsia da pele e torniquete, no meio diversos tipos de tubos e tamanhos diferentes, e abaixo da esquerda para a direita seringa de 1, 3, 5 e 10 ml e agulhas 13x4,5 (marrom), 20x5,5 (roxa), 25x7 (cinza), 25x8 (verde) e 30x7 (cinza) mm que podem ser utilizadas dependendo do calibre veia e da quantidade de sangue a ser coletado, além de luvas e gaze para auxiliá-lo na coleta.

14 15 Um fluxo inadequado na seringa pode ser causado pela sucção em excesso, que colapsa a veia; oclusão parcial da agulha; falha circulatória; formação de hematoma; ou puncionando a parede da veia sem que haja a penetração para o interior do lúmen. Punção Venosa Adequada O ângulo oblíquo de 30 da agulha em relação à pele do paciente foi respeitado, agulha penetrou centralmente na veia e o bisel da agulha foi inserido voltado para cima. Deve-se tomar cuidado quando o sangue não for obtido logo na primeira punção, para evitar complicações. Interrupção do Fluxo Sanguíneo O bisel está encostado na parede superior da veia. O ideal é inclinar um pouco para cima e avançar um pouco com a agulha, permitindo a passagem do fluxo sangüíneo para dentro da agulha. Interrupção do Fluxo Sanguíneo Neste caso a parte posterior da agulha está encostada na parede da veia. Deve-se então retroceder um pouco com a agulha e girar sutilmente o adaptador ou seringa para permitir a retomada do fluxo sanguíneo. A Agulha Transfixou a Veia Neste caso deve-se retroceder um pouco a agulha, observando a retomada do fluxo.

15 Punção venosa Habitualmente a punção venosa é realizada na veia cefálica encontrada entre o braço e o antebraço, coloque-o sobre a mesa em decúbito esternal. Para a punção da veia safena lateral, nos casos também de crianças deve ser contido em decúbito lateral. O assistente deve mobilizar o membro torácico que se encontra ventralmente na posição mencionada (pressão para baixo) e, concomitantemente, realizar a contenção da região cervical sobre a mesa ou superfície com o antebraço do operador ou assistente, realizando uma pressão. O membro pélvico que se encontra na posição dorsal deve ser mobilizado. A veia pode não ser facilmente visualizada em alguns pacientes; também a veia pode apresentar mobilidade, o que pode causar dificuldade na introdução da agulha. A veia jugular o posicionamento correto é importante para o sucesso do procedimento desde que a veia seja facilmente visualizada, especialmente para as crianças com corpo e os pés devidamente imobilizadas pelo assistente, que posiciona o seu braço direito debaixo da região esternal e o coloca próximo ao seu lado. A mão direita do assistente os membros torácicos. A mão esquerda do assistente é utilizada para erguer o queixo do paciente para cima e para trás, estendendo-se assim o pescoço. Realizando-se o movimento de rotação discreto, as veias serão visualizadas mais facilmente. A pessoa ou indivíduo encarregado de realizar a punção posiciona o seu polegar da mão esquerda no sulco da jugular na entrada do tórax. A mão direita manipula a seringa para fazer a punção. No caso de adultos são contidos em decúbito lateral sobre a mesa, com o pescoço em extensão dorsal.

16 Outros métodos de coleta Outro método de coleta muito utilizado seria a punção de vasos capilares através de uma pequena perfuração na pele, utilizado em aparelhos bioquímicos portáteis como a dosagem de glicose e lactato. Em um estudo foi avaliado a diferença de resultados dos valores de glicose obtidos entre amostras coletadas de punção venosa pela jugular ou cefálica e comparada com a punção capilar de vasos na pele da orelha de pacientes saudáveis e diabéticos; os resultados indicaram que, para os saudáveis não houve diferenças estatísticas entre os dois métodos de coleta, mas para os diabéticos houve uma diferença estatística, mas sem causar uma diferença clinica importante. Em outra comparação feita os resultados de lactato de amostras obtidas pela punção venosa via jugular com aqueles obtidos de capilares da pele, e os resultados foram diferentes estatisticamente, revelando um coeficiente de variação de 0,58 quando as determinações de lactato eram realizados em amostras oriundas de locais diferentes de coleta. Portanto, para cada tipo de coleta deve-se, obter um valor de referência diferente, independente da técnica laboratorial utilizada.

17 18 3 TUBOS PARA COLETA DE SANGUE Tabela 1 - CÓDIGOS ALFA E CÓDIGOS DE CORES RECOMENDADOS PARA IDENTIFICAÇÃO DOS ADITIVOS (SOCIEDADE, 2005) ADITIVOS CÓDIGO ALFA CÓDIGOS DE CORES EXAMES MAIS COMUNS EDTA Sal dipotássico K2 E Lilás Sal tripotássico K3 E Lilás Sal dissódico N2 E Lilás Hemograma Plaquetas EDTA Sal dipotássico K2 E com gel separador Branca translúcida Biologia molecular Citrato Trissódico 9:1 9NC Azul claro Testes de Coagulação Citrato Trissódico 4:1 4NC Preta Velocidade de Hemossedimentação Fluoreto/Oxalato FX Cinza Glicose Fluoreto/EDTA FE Cinza Glicose Fluoreto/Heparina FH Verde Glicose Exames bioquímicos em Heparina de Lítio LH Verde geral, gasometria (seringa pré heparinizada) Heparina de Sódio NH Verde Exames bioquímicos em geral Citrato Fosfato Dextrose Adenina CPDA Amarela Preservação de células Siliconizado Z Vermelha Exames sorológicos e bioquímicos em geral Exames sorológicos, Ativador de coágulo e Ativador de bioquímicos em geral, Amarela gel separador coágulo drogas terapêuticas e hormônios Figura 14 Tubos para coleta de sangue a vácuo, podendo também ser utilizado para coletas de sangue com seringa.

18 Concentração e volume dos anticoagulantes A norma ISO especifica as concentrações dos anticoagulantes, molaridade e proporção em relação à quantidade de sangue aspirada pelos tubos. Sais ácidos etilenodiaminotetracéticos (EDTA) [CH 2 N(CH 2 COOH 2 )] 2 As concentrações dos sais dipotássico, tripotássico e dissódico devem estar dentro do intervalo de 1,2 mg a 2,0 mg de EDTA anidro por 1,0 ml de sangue. Citrato trissódico (Na 3 C 6 H 5 O 7.2H 2 O) As concentrações de solução de citrato trissódico devem estar dentro do intervalo de 0,1 mol/l a 0,136 mol/l, com uma tolerância permitida de ± 10%. Alguns estudos revelam que o tubo de citrato não deve ter volume de aspiração parcial, para evitar a agregação plaquetária ativada pelo espaço livre no tubo. O tubo de citrato deve ser produzido para que aspire uma solução de 9:1, ou seja, 9 partes de sangue adicionadas a 1 parte de solução de citrato (4:1). O tubo para VHS (Velocidade de Hemossedimentação), pelo método Westergreen, deve aspirar 4 partes de sangue adicionadas a 1 parte de citrato trissódico. Fluoreto/Oxalato As concentrações de oxalato de potássio mono-hidratado devem estar dentro do intervalo de 1,0 mg a 3,0 mg, e de 2,0 mg a 4,0 mg de fluoreto de sódio por ml de sangue. Fluoreto/EDTA As concentrações de EDTA devem estar dentro do intervalo de 1,2 a 2,0 mg de EDTA, e de 2,0 a 4,0 mg de fluoreto de sódio por ml de sangue.

19 20 Fluoreto/Heparina As concentrações de heparina devem estar dentro do intervalo de 12 a 30 UI (Unidade Internacional) de heparina, e de 2,0 a 4,0 mg de fluoreto de sódio por ml de sangue. Heparina de Sódio e Heparina de Lítio As concentrações dos anticoagulantes acima devem estar dentro de um intervalo de 12 a 30 UI (Unidade Internacional) por ml de sangue. Citrato (C) / Fosfatase (P) / Dextrose (D) / Adenosina (A) - (CPDA) A formulação deste aditivo deve ser: Ácido cítrico anidro... Citrato trissódico (dehidratado)... 2,99 g 26,3 g Fosfato de sódio monobásico (mono-hidratado) [NaH 2 PO 4 H 2 O]... 2,22 g Dextrose (mono-hidratada)... 31,9 g Adenina [C 5 H 5 N 5 ]... 0,275 g Água em quantidade suficiente para formar ml Devem ser adicionadas 6 partes de sangue para 1 parte de CPDA, com uma tolerância de ± 10%. Tubo de tampa lilás (roxo, lavanda) O tubo de tampa lilás contém o anticoagulante ácido etilenodiaminotetracético (EDTA). É utilizado para coleta de sangue destinado a exames hematológicos. O anticoagulante EDTA preserva melhor o volume celular e as características morfológicas das células nos esfregaços corados e para se utilizar em analisadores hematológicos automatizados. A preparação líquida de sal

20 21 tripotássico é a forma mais usada de EDTA. As formas em pó não são recomendadas por serem mais difíceis de misturar com o sangue adicionado ao tubo. Tubo de tampa verde O tubo de tampa verde contém heparina. Esse anticoagulante é utilizado para alguns testes bioquímicos especiais, principalmente aqueles que requerem sangue total e podem ser influenciados por outros anticoagulantes químicos. Tubo de tampa azul O tubo de tampa azul contém citrato de sódio. É utilizado para determinação bioquímica de substancias ou fatores relacionados aos mecanismos de coagulação. Para realização de testes de coagulação o plasma deverá ser separado em no máximo 30 minutos e o exame realizado em até 4 horas após a coleta, caso o exame seja realizado em um laboratório de apoio ou realizado em outro dia o plasma deve ser imediatamente congelado, embora existam alguns estudos que a dosagem de TP e TTP em humanos o plasma pode ser estocado por 48 horas em refrigeração ou temperatura ambiente. Tubo de tampa cinza O tubo de tampa cinza contém fluoreto de sódio, que não é um anticoagulante, ele inibe enzimas que participam da via glicolítica, impedindo a metabolização da glicose pelos eritrócitos durante o período de transporte até o laboratório.

21 22 Tubo de tampa amarela ou vermelha Os tubos podem ou não conter ativador de coágulo em sua composição, e são destinados à obtenção de soro na amostra, para análises bioquímicas e sorologias e não contém anticoagulante. Alguns contêm um gel que separa a fração de células compactadas daquela fração do soro quando a amostra é centrifugada. É indicado em situações que se deseja fazer a centrifugação no local de coleta e o transporte para o laboratório sem a transferência do soro para outro tubo, ou em situações de maquinas automatizadas que já utilizam o próprio tubo para a realização dos exames. O gel separa fisicamente as células e o soro, evitando que se ocorra metabolismo entre as células e o soro. Para a obtenção de soro, o sangue é colhido em tubo sem anticoagulante e deixado coagular por um período de 30 a 60 minutos, à temperatura ambiente. Quando o tubo contiver gel separador, e/ou com ativador da coagulação, a espera pode ser de 30 a 45 minutos. Após este tempo, o tubo é centrifugado e a parte líquida, correspondente ao soro, é separada. O plasma é obtido pela centrifugação do sangue total anticoagulado. Quando for necessário o uso de sangue total ou plasma, são utilizados anticoagulantes específicos, dependendo do exame a ser realizado.

22 23 4 RECOMENDAÇÕES PARA OS TEMPOS DE RETRAÇÃO DO COÁGULO Os tempos recomendados baseiam-se em processos normais de coagulação. Pacientes portadores de coagulopatias ou submetidos à terapia com anticoagulantes requerem um tempo maior para esta etapa da fase pré-analítica. Tubos coletados com volume de sangue inferior ao preconizado alteram a relação sangue/ativador de coágulo, resultando na formação de fibrina. O intervalo necessário para a retração do coágulo deve ser respeitado. 5 RECOMENDAÇÃO DA SEQUÊNCIA DOS TUBOS A VÁCUO NA COLETA DE SANGUE VENOSO Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pela NCCLS (National Committee for clinical Laboratory Standards) uma ordem de coleta. Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando: Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador de coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo. Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo na parede do tubo, quando da transferência do sangue dentro do tubo.

23 24 Figura 15 Contaminação do bico da seringa durante a transferência de sangue para o tubo. (SOCIEDADE, 2005) 5.1 Sequência adequada de coleta de sangue em tubos plásticos 1 Frascos para hemocultura. 2 Tubos com citrato (tampa azul claro). 3 Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa vermelha ou amarela). 4 Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde). 5 Tubos com EDTA (tampa roxa). 6 Tubos com fluoreto (tampa cinza). 5.2 Sequência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue 1 Frascos para hemocultura. 2 Tubos para soro vidro siliconizados (tampa vermelha).

24 25 3 Tubos com citrato (tampa azul claro). a. Tubos para soro com Ativador de Coágulo com Gel Separador (tampa amarela). b. Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde). c. Tubos com EDTA (tampa roxa). d. Tubos com fluoreto (tampa cinza).

25 26 6 HOMOGENEIZAÇÃO PARA TUBOS DE COLETA DE SANGUE seguir: A homogeneização deve ser feita por inversão, como mostra a tabela a Tabela 5 - Quadro Representativo do Número de Inversão dos Tubos Após a Coleta GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS NÚMERO DE INVERSÕES Tubos com Gel Separador Tubos com gel e ativador de coágulo 5 a 8 vezes Tubos com gel e heparina 8 a 10 vezes Tubos sem Aditivos Tubos siliconizados Não é necessário homogenizar Tubos com Aditivos para Obtenção de Soro Partículas ativadoras de coágulo tampa vermelha ou amarela 5 a 8 vezes Tubos Sangue Total/Plasma EDTA K2 ou EDTA K3 8 a 10 vezes Citrato (coagulação) 5 a 8 vezes Citrato (VHS) 5 a 8 vezes Fluoreto de Sódio/EDTA Na2 (glicose) 8 a 10 vezes Heparina 8 a 10 vezes Ácido cítrico citrato dextrose (ACD) 8 a 10 vezes Tubos Elementos de Traço EDTA ou heparina 8 a 10 vezes Com ativador de coágulo para obtenção de soro 5 a 8 vezes Figura 9 Uma inversão é contada a partir do momento que o tubo é invertido para baixo e retornado a sua posição original, como exemplificado nesta figura. (SOCIEDADE, 2005) Não se devem homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco

26 27 de ativação plaquetária e interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sangue a vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômeno pode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo espaço morto entre o sangue coletado e a rolha destes tubos. A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a formação de micro coágulos. (SOCIEDADE, 2005) 7 CUIDADOS PARA UMA PUNÇÃO VENOSA BEM SUCEDIDA a. essencial que se realize a punção com o mínimo de trauma possível para prevenir a integridade da veia. Para se obter uma punção de sucesso, vários fatores devem ser observados, antes de iniciar o procedimento. Ao observar o acesso venoso do paciente, escolher materiais compatíveis, por exemplo, paciente com acesso venoso difícil, valer-se do uso de agulhas de menor calibre ou escalpes e tubos de menor volume. Sempre puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Respeitar a angulação de 30 o (ângulo oblíquo), em relação ao contato da pele do paciente. Respeitar a proporção sangue/aditivo no tubo.

27 28 8 COLETA DE SANGUE PARA ALGUNS EXAMES ESPECÍFICOS 8.1 Hemocultura Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascos específicos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microrganismos aeróbios e/ou anaeróbios. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a positividade dos frascos, quanto para a agilidade dos resultados. Ao se coletar na ascensão da temperatura, há chance de se obter maior número de bactérias ou fungos, do que no pico febril. A coleta não deve ser realizada no descendente da curva térmica Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas O número de frascos e o intervalo entre as coletas são fundamentalmente determinados pela clínica do paciente e não pelo laboratório. Em crianças 2 ou 3 amostras de hemocultura, e em crianças, 2 amostras de hemocultura, seria o número ideal, sendo a partir de punções de locais diferentes. De uma maneira geral deve-se colher 20,0 ml de sangue por hemocultura, ou seja, uma hemocultura de um paciente adulto requer 8 a 10 ml/frasco aeróbio e 8 a 10 ml/frasco anaeróbio em crianças recomenda-se coletar 0,5 a 1 ml de sangue por punção venosa e inocular em frasco pediátrico, de acordo com recomendações dos fabricantes, pois o volume de sangue requerido pode variar consideravelmente. O volume coletado é diretamente proporcional à probabilidade de o

28 29 laboratório isolar a bactéria ou o fungo. Cada mililitro de sangue a mais coletado aumenta a positividade em média 3%. Portanto, salvo casos específicos, é importante que se colha o maior volume permitido pelo frasco Antisepsia Não existe antiséptico instantâneo, portanto devemos cumprir alguns passos para obter a amostra de sangue sem contaminar a amostra. Pode-se trabalhar com a seguinte metodologia: realizar a tricotomia total do local da coleta limpar com álcool iodado 1% deixar secar retirar o excesso de iodo com álcool 70% deixar secar executar a punção. Pode-se, também usar PVPi (Solução Tópica de Iodopovidona a 10 %) como antiséptico, em substituição ao álcool iodado. Em pacientes alérgicos ao iodo, pode ser utilizado somente o álcool 70% ou clorexidina. A necessidade de esperar secar o local da punção baseia-se no fato de que as bactérias são mortas por desidratação. Nunca assoprar ou abanar o local da punção para agilizar o processo. A mesma rotina deve ser realizada na tampa do frasco contendo meio de cultura. Atualmente, está contra-indicada a troca de agulha após a punção do paciente, pois se a antisepsia for correta, não há aumento da contaminação dos frascos, mas podendo ser realizada.

29 30 A coleta de hemocultura, usando escalpe e adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna este procedimento seguro e contribui para a redução da contaminação da amostra. A coleta deve também ser realizada em ambiente fechado, sem corrente de ar Passo a passo para a coleta de hemocultura 1 Lavar e secar as mãos cuidadosamente. 2 Colocar o torniquete e selecionar o local da punção. 3 Realizar a tricotomia total com aparelhos para barbear. 4 Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura já identificados com nome do paciente, data e hora da coleta e número da amostra. Fazer uma antisepsia prévia nas tampas, com álcool 70%. 5 Limpar centralmente o local de punção com gaze ou algodão e álcool 70% 6 Depois limpar, com gaze ou algodão (estéreis) em movimento circular, do centro para a periferia, com uma solução 1 a 10% de iodo-povidine, (0,1 a 1% de iodo) ou clorexidina alcoólica (0,5%). 7 Permitir a secagem da área, para que o antiséptico tenha efeito local. 8 Remover o iodo ou clorexidina da pele com gaze ou algodão (estéreis) com álcool 70%. 9 Esperar o local secar. Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. Aguardar de 30 segundos a 2 minutos. 10 Depois de limpar, não mais tocar o local. 11 Calçar luvas estéreis. 12 Puncionar a veia do paciente.

30 31 13 Em caso de coleta com escalpe para coleta de sangue a vácuo, observar a quantidade de sangue que está fluindo para dentro do frasco de hemocultura, deixando sempre o frasco na posição vertical e abaixo do local da punção, permitindo assim uma coleta fechada, sem necessidade de manuseio e minimizando os riscos de contaminação da amostra. 14 Em caso de coleta com seringa e agulha, transferir o sangue imediatamente para o frasco de hemocultura. 15 Exercer pressão no local até cessar o sangramento. 16 Após a coleta, o frasco deve ser encaminhado imediatamente para o laboratório, ou mantido a 37 C. Em caso de dificuldade de punção venosa, em que não se consiga acessar veia, e tenha que fazer nova punção, recomenda-se que todo o procedimento de antisepsia seja refeito. (SOCIEDADE, 2005)

31 32 9 GASOMETRIA A coleta de sangue arterial ou venoso para análise dos gases sanguíneos requer cuidados na escolha do material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte imediato ao laboratório. A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada na parede, com balanceamento de cálcio. Este tipo de material é facilmente obtido no mercado e apresenta uma relação custo/eficiência satisfatória. O uso de seringa, de preparação caseira, utilizando heparina de sódio líquida também é aceitável, porém aumenta a possibilidade de interferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. Figura 10 Seringa para gasometria vendida comercialmente vedada após a coleta, com níveis controlados de cálcio. (SOCIEDADE, 2005). A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis com a situação clínica do paciente.

32 33 10 CONCLUSÃO Podemos concluir que para se obter uma correta amostra de sangue para análise, é preciso seguir algumas diretrizes para que não ocorra uma imprecisão na análise, ou até mesmo danificar o equipamento. As orientações têm que ser seguidas por todos, com o intuito de se definir um padrão de qualidade e uma correta interpretação dos resultados. Também foram apresentadas algumas alterações que podem ocorrer em decorrência de uma coleta realizada de forma inadequada, possibilitando ao clínico suspeitar, suscitar ou questionar se realmente aquele valor apresentado é oriundo ou pertencente ao seu paciente, ou trata-se apenas de uma alteração pré-analitica.

33 34 REFERÊNCIAS DANGELO J. G. e FATTINI C. A. Anatomia Básica dos Sistemas Orgânicos. 4 Ed, Minas Gerais, Atheneu, BR. LIMA A. O. et all. Métodos de Laboratório Aplicados à Clínica. 4 Ed, Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1980 GIOVANINNI Lh, RECHE JÚNIOR A. Comparação sérica e sangüínea do cálcio ionizado, sódio, potássio e cloreto pelo método eletrodo íon seletivo. Arquivo Brasileiro de Medicina e Zootecnia, v. 59, n. 3, p , MOURA R. A. A. et all. Técnicas de Laboratório. 2 Ed, São Paulo, Atheneu, SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA CLÍNICA. Coleta de Sangue Venoso. São Paulo, p. STOKOL, T.; ERB, H. N. A comparison of platelet parameters in EDTA- and citrateanticoagulated blood in dogs. Vet Clin Pathol, v. 36, n. 2, p , THRALL, M. A. Hematologia e Bioquímica. São Paulo: Editora Roca, p. (Coleta e Processamento de Amostras e Análise das Opções de Serviços Laboratoriais)

34 35 ANEXOS PDF to Word