Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado

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2 Ciência Veterinária nos Trópicos, Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril, 2015 Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado Rafael LIMONGI de Souza¹, Robespierre Augusto Joaquim ARAÚJO SILVA², André Mariano BATISTA², Maria Madalena Pessoa GUERRA², Sildivane Valcácia SILVA¹ RESUMO 1 Laboratório de Biotecnologia em Reprodução Animal (LABRA), Centro de Biotecnologia (CBiotec), UFPB, João Pessoa/PB. ² Laboratório de Andrologia (ANDROLAB), Departamento de Medicina Veterinária, UFRPE, Recife/PE. * sildivane@cbiotec.ufpb.br. Objetivou-se avaliar o efeito da adição de diferentes concentrações de taurina ao sêmen caprino pós-descongelação. Utilizou-se sêmen criopreservado de caprinos Boer (n=3), onde foram descongeladas duas palhetas de cada reprodutor (37 ºC/30 s) e as amostras foram homogeneizadas. Quatro grupos experimentais foram formados: GC= grupo controle (sêmen com adição de meio essencial mínimo); G1= sêmen + 5 mm de taurina; G2= sêmen + 25 mm de taurina; G3= sêmen + 50 mm de taurina; submetidos à avaliação de cinética espermática e integridade de membrana plasmática, acrossoma e função mitocondrial nos momentos após formação dos grupos amostrais (T0), uma (T1) e três (T3) horas pós-descongelação. Foram realizadas seis repetições. Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA, One way) e teste de Tukey, com nível de significância de 5%. O GC apresentou redução (p<0,05) para os valores de motilidade total, motilidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e frequência de batimento cruzado no T3, resultado não observado para os grupos tratados com taurina. Não foram observadas diferenças (p>0,05) para os demais parâmetros cinéticos e de integridade das membranas espermáticas entre os grupos tratados e o grupo controle. Mediante o exposto, conclui-se que a taurina, nas concentrações de 5, 25 e 50 mm mantem a motilidade total, motilidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e frequência de batimento cruzado de espermatozoide caprino após três horas pós-descongelação. PALAVRAS-CHAVE Aminoácido; espermatozoide; motilidade Effect on supplementation of three taurine s concentration in cryopreserved goat sperm ABSTRACT This study aimed to evaluate the effect of different concentrations of taurine to post-thaw goat semen. It was used goat cryopreserved semen Boer (n=3); two pallets of each breeding animal were thawed (37 C/30 s) and samples were homogenized. Four experimental groups were formed: CG= control group (semen with minimal essential medium); G1= semen + 5 mm taurine; G2= semen + 25 mm taurine; G3= semen + 50 mm taurine; assessed for sperm kinetics, plasma membrane and acrosome integrity, and mitochondrial function after the sample groups formation: at thawing moment (T0), one (T1) and three (T3) hours post-thaw. Six replicates were performed. Data were subjected to variance analysis (ANOVA, One way) and Tukey s test at 5% significance level. The CG decreased (p<0.05) values for total motility, progressive motility, rapid sperm and beat cross frequency after T3, which was not observed in the groups treated with taurine. No observed differences (p>0.05) to other kinematic parameters and integrity of sperm membranes among the treated groups and the CG. Thus, in conclusion, the taurine at concentrations 5, 25 and 50 mm preserves total motility, progressive motility, rapid sperm and beat cross frequency of goat sperm after three hours post-thaw. KEYWORDS amino acid; sperm; motility 32

3 Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado INTRODUÇÃO 2. MATERIAL E MÉTODOS A criopreservação é uma biotécnica que permite preservar tecidos biológicos ou células, como os espermatozoides, por tempo indeterminado através da congelação a temperatura de -196 ºC. Esta biotécnica pode induzir danos letais ou subletais à célula espermática devido à mudança de temperatura (WAT- SON, 2000) e ao estresse osmótico provocado durante a congelação e descongelação do sêmen (PARKS e GRAHAM, 1992). As lesões causadas pelo processo de criopreservação às estruturas que conferem motilidade e viabilidade espermática também podem ser induzidas pela formação de radicais livres, entre eles estão as espécies reativas de oxigênio (ROS). O aumento de ROS no meio celular pode exceder a capacidade protetora do sistema antioxidante, provocar lesões nas estruturas celulares e desencadear o processo de estresse oxidativo (SIKKA et al., 1995). O sistema antioxidante participa no bloqueio da ação dos radicais livres antes que causem a lesão, ou como reparador da lesão ocorrida. Estes agentes estão presentes no plasma seminal e nos espermatozoides (BILODEAU et al., 2002), entretanto, os espermatozoides criopreservados de caprino são desprovidos de antioxidantes extracelulares, devido à retirada do plasma seminal (NUNES, 1982), o que justifica a necessidade da adição de antioxidantes antes da congelação ou pós-descongelação. A taurina é um aminoácido que não participa da síntese proteica, mas tem função na excreção de colesterol, atuando como neurotransmissor, osmorregulador e como potente antioxidante (HUXTABLE, 1992; BOUCKENOOGHE et al., 2006). O uso da taurina como forma de melhorar a qualidade do sêmen tem o objetivo de minimizar danos causados pela geração excessiva de radicais livres, diminuindo o ataque de ROS à membrana da célula. Em estudos com búfalos da raça Murrah e de gado da raça Karan Fries, Kumar et al. (2013) notaram que a incorporação de taurina (50 mm) ao diluente preservou significativamente a motilidade, viabilidade e integridade das membranas espermáticas. Perumal et al. (2013) observaram em seus estudos, com bovinos da raça Mithun, que a inclusão de taurina (25, 50 e 100 mm) ao diluente reduziu os percentuais de espermatozoides mortos, com alterações de cauda e anormalidades acrossômicas, atribuindo essas melhorias à atividade antioxidante da taurina que impediu a geração excessiva de ROS. Alvarez e Storey (1983) utilizaram à taurina (0,5 mm) na criopreservação de sêmen de coelhos e observaram a redução dos índices de peroxidação lipídica com melhora na taxa de motilidade espermática, e Bucak et al. (2007) observaram que a adição de taurina (25 e 50 mm) ao sêmen ovino promoveu o aumento dos níveis de vitamina E, antioxidante responsável pela preservação da membrana plasmática. Diante do exposto, o objetivo deste estudo foi avaliar o efeito da adição de taurina ao sêmen caprino pós-descongelação. Exceto os especificados, todos os químicos utilizados neste estudo foram adquiridos da Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA. Neste trabalho foram utilizadas amostras congeladas de sêmen de reprodutores caprinos da raça Boer (n=3), obtidas em central de reprodução. Foram descongeladas duas palhetas de cada reprodutor (37 ºC/30 s) e as amostras foram homogeneizadas para evitar variabilidade individual (BUCAK et al., 2008). Após avaliação inicial da motilidade total e progressiva por análise computadorizada de espermatozoides (CASA), o pool foi destinado à formação dos quatro grupos experimentais: GC= grupo controle, adição de solução salina fisiológica, sem adição de taurina [90 µl de sêmen µl de meio essencial mínimo (DMEM)]; G1= sêmen com 5 mm de taurina (900 µl de sêmen + 10 µl de taurina 500 mm + 90 µl de DMEM); G2= sêmen com 25 mm de taurina (900 µl de sêmen + 50 µl de taurina 500 mm + 50 µl de DMEM); G3= sêmen + 50 mm de taurina (900 µl de sêmen µl de taurina 500 mm). A solução mãe de taurina (500 mm) foi preparada em DMEM. 2.1 ANÁLISES ESPERMÁTICAS As análises foram realizadas em três momentos: após a formação dos grupos amostrais (T0), uma (T1) e três (T3) horas pós-descongelação. Durante esse período as amostras ficaram incubadas na bancada com temperatura aproximada de 28 C. Em cada momento, previamente à realização das análises, para cada um dos grupos foi realizada uma diluição (1:10 v/v) em DMEM de forma a se obter uma concentração de 20-30x10 6 espermatozoides/ml. Cada avaliação foi realizada em triplicata e este experimento foi realizado seis vezes CINÉTICA ESPERMÁTICA A cinética espermática foi analisada através do sistema computadorizado de análise espermática (CASA; Sperm Class Analyzer - SCA TM software, Microptics, v. 5.1, S.L., Barcelona, Espanha). Uma alíquota (5 µl) de cada amostra foi depositada sobre lâmina previamente aquecida (37 ºC), coberta com lamínula e analisada por microscópio de contraste de fase (aumento de 100x; Nikon TM H5505, Eclipse 50i, Tóquio, Japão) e as imagens foram capturadas utilizando uma câmera de vídeo (Basler Vision Technologies TM A312FC, Ahrensburg, Alemanha). Para cada amostra foram analisados cinco campos não consecutivos, selecionados aleatoriamente, com registro de, no mínimo, 2000 espermatozoides. Foram avaliados os seguintes parâmetros: motilidade total (MT), motilidade progressiva (MP), linearidade (LIN), retilinearidade (STR), índice de oscilação (WOB) e percentual de espermatozoides rápidos (RAP), sendo estes expressos em porcentagem; velocidade curvilinear (VCL), velocidade em linha reta (VSL), velocidade média do percurso (VAP), expressos em micrômetros por segundos; amplitude do deslocamento lateral da cabeça espermática (ALH), expresso em micrômetros e a frequência do batimento flagelar cruzado (BCF), expressa em Hertz. Os pontos finais da cinética Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril,

4 Rafael Limongi de Souza et al. foram mensurados com as seguintes configurações: temperatura de 37 ºC, taxa de frame de 25 s, contraste mínimo de 75, 25 frames adquiridos por campo, velocidade analisada entre 0 a 180 µm/s e limiar de 75% de STR INTEGRIDADE DE MEMBRANA PLASMÁTICA Para avaliação da integridade de membrana plasmática (imp) utilizou-se o método de coloração dupla com Diacetato de Carboxifluoresceína (DCF) e Iodeto de Propídeo (IP), segundo Silva et al. (2011). Alíquotas de 5,0 µl de DCF (0,46 mg/ml em DMSO) e 5,0 µl de IP (0,5 mg/ml em PBS) foram adicionadas a 30 µl de cada amostra e incubados por 10 minutos a 37 ºC. Um total de 200 espermatozoides foi avaliado em microscópio de epifluorescência (Carl Zeiss, Gottingen, Alemanha), com aumento de 400x, usando filtro de emissão DBP nm e excitação DBP nm. Os espermatozoides foram classificados com a membrana plasmática intacta quando fluoresceram em verde, e com membrana danificada quando fluorescidos em vermelho INTEGRIDADE DO ACROSSOMA Para determinar a integridade acrossomal (iac), foram confeccionados estiraços os quais foram posteriormente corados com Isotiocíanato de Fluoresceína conjugado a Peanut agglutinin (FITC-PNA), de acordo com a técnica descrita por Câmara et al. (2011). Uma alíquota de 20 µl da solução estoque FITC-PNA (1 mg/ml) foi descongelada e adicionada a 480 µl de PBS para obter concentração final de 100 µg/ml. Alíquotas (20 µl) desta solução foram colocadas sobre lâminas estiradas, as quais foram incubadas por 20 minutos em câmara úmida (4 ºC), na ausência de luz. Após a incubação, as lâminas foram enxaguadas duas vezes em água miliq refrigerada (4 ºC) e colocadas para secagem na ausência de luz. Imediatamente antes da avaliação, 5 µl de meio de montagem (4,5 ml de glicerol, 0,5 ml de PBS e 5 mg de p-phenylediamine) foi colocado sobre a lâmina e coberto com lamínula. Foram avaliados 200 espermatozoides por lâmina, em microscopia de epifluorescência, com aumento de 1000x sob imersão, usando filtro de emissão LP 515 nm e BP nm para excitação. Os gametas foram classificados como portadores de acrossomas intactos, quando apresentavam a região acrossomal com fluorescência verde, ou acrossomas reagidos, quando apresentavam faixa verde fluorescente na região equatorial da cabeça espermática ou não apresentavam fluorescência verde na região acrossomal FUNÇÃO MITOCONDRIAL A função mitocondrial dos espermatozoides foi determinada pela utilização do fluorocromo catiônico lipofílico JC-1 (SILVA et al., 2012). Alíquotas de 5,0 µl de JC-1 (0,15 mm em DMSO) foram adicionadas a 30 µl de cada grupo experimental e incubadas por 10 minutos a 37 ºC. Duzentos espermatozoides foram avaliados em microscopia de epifluorescência, com aumento de 400x, usando filtro de emissão LP 515 nm e BP nm para excitação. As células que apresentavam a peça intermediária fluorescentes em laranja foram classificadas com alto potencial de membrana mitocondrial, enquanto aquelas fluorescentes em verde foram classificadas com baixo potencial de membrana. 2.2 ANÁLISE ESTATÍSTICA Os dados foram avaliados pelo teste de Kolmogorov-Smirnov para testar a normalidade da variância. Para comparações entre os tempos do mesmo tratamento e comparações entre os tratamentos em um mesmo tempo foi utilizado o teste de comparação de médias ANOVA, seguida do pós-teste de Tukey (p 0,05) pelo software da IBM, SPSS Statistics (versão 18.0 para Windows). 3. RESULTADOS Os resultados dos parâmetros cinéticos foram expressos na forma de média e desvio padrão e estão apresentados em gráficos na figura 1, e nas tabelas 1 e 2. A motilidade espermática total (MT) e a motilidade progressiva (MP) foram superiores a 30% em todos os grupos estudados (Figura 1) sendo estas amostras aprovadas segundo o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) para comercialização em programas de inseminação artificial (CBRA, 2013). A análise dos parâmetros cinéticos de espermatozoides caprinos pós-descongelação constatou que a MT, MP e RAP (Figura 1) foram inferiores (p<0,05) para o grupo controle após 3h de descongelação/incubação, fato não observado para os grupos tratados com a taurina. Apesar dos grupos GC e G3 apresentarem redução (p<0,05) para o BCF (Figura 1) no T3 em relação ao T0, o G3 não diferiu dos demais grupos tratados neste momento. O tratamento com taurina não influenciou (p>0,05) os resultados de VCL, VSL, VAP (Tabela 1), WOB (Tabela 2) e ALH (Figura 1). Entretanto, para a LIN e STR (Tabela 2), foi observado que no T1 houve redução destes valores para o G3, e ao avaliar o T3 foi visto que esses valores foram restabelecidos. Não houve efeito (p>0,05) do tempo de descongelação/incubação ou tratamento para as variáveis imp, iac e apmm (Tabela 3). 4. DISCUSSÃO A cinética espermática obtida pela análise computadorizada dos espermatozoides descongelados demonstrou que os parâmetros de velocidade deste experimento encontram-se na média, ou são superiores a alguns estudos com utilização de sêmen caprino criopreservado (DORADO et al., 2007; SOA- RES et al., 2011). O comportamento pós-descongelação do sêmen sem a adição do aminoácido mostrou-se como o esperado, uma vez que espermatozoides expostos à redução de temperatura sofrem o efeito do choque térmico, causado pelo desequilíbrio iônico, com aumento dos íons cálcio, sódio e zinco e dimi- 34 Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril, 2015

5 Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado Figura 01: Parâmetros (média ± desvio padrão) de motilidade total (A), motilidade progressiva (B), percentual de espermatozoides rápidos (C), batimento flagelar cruzado (D) e amplitude lateral da cabeça (E) de espermatozoides caprinos da raça Boer pós-descongelação, suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação. GC=Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mm de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mm de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mm de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação. Diferentes letras minúsculas representam diferença (p<0,05) entre os tempos em um mesmo grupo. Diferentes letras maiúsculas representam diferença (p<0,05) entre os grupos em um mesmo tempo. Tabela 1 - Valores médios (± desvio padrão) para velocidade curvilínea (VCL), velocidade linear progressiva (VSL) e velocidade média da trajetória (VAP) de espermatozoides de caprino Boer pós-descongelação e suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação VCL (µm/s) VSL (µm/s) VAP (µm/s) T0 120,57±19,04 89,95±22,84 107,13±21,66 GC T1 124,80±8,76 84,43±15,86 108,43±12,23 T3 134,83±12,76 92,37±20,22 118,78±17,61 T0 126,75±10,21 92,08±15,76 112,05±12,78 G1 T1 127,23±6,43 82,38±5,91 108,23±7,56 T3 132,10±7,03 87,63±19,93 114,30±13,63 T0 133,88±16,85 99,62±21,43 119,60±19,67 G2 T1 128,13±16,78 87,50±27,36 110,36±24,13 T3 125,60±17,96 86,63±23,22 108,61±22,15 T0 121,92±12,60 89,75±15,76 107,36±15,71 G3 T1 112,03±17,81 69,65±19,68 90,56±20,99 T3 133,50±16,68 92,40±17,92 117,95±19,30 GC=Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mm de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mm de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mm de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação. Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril,

6 Rafael Limongi de Souza et al. Tabela 2: Percentual (média ± desvio padrão) de linearidade (LIN), retilinearidade (STR) e índice de oscilação (WOB) de espermatozoide de caprinos Boer pós-descongelação e suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação LIN (%) STR (%) WOB (%) T0 73,86±7,95 a 83,43±4,98 a 88,38±4,37 GC T1 67,35±9,04 a 77,43±6,72 a 86,58±4,44 T3 67,88±9,17 a 77,11±6,91 a 87,71±5,11 T0 72,25±7,20 a 81,76±5,44 a 88,22±3,30 G1 T1 64,75±3,15 a 76,15±1,85 a 85,01±2,86 T3 65,88±10,76 a 75,95±7,77 a 86,25±6,42 T0 73,70±8,10 a 82,66±5,53 a 88,96±4,14 G2 T1 66,95±12,12 a 78,13±7,71 a 85,15±7,53 T3 66,55±8,77 a 77,16±5,78 a 85,93±5,30 T0 73,30±6,44 a 83,35±3,00 a 87,83±5,00 G3 T1 61,35±9,11 b 76,25±4,37 b 80,37±8,07 T3 69,70±5,66 ab 79,08±3,7 ab 88,03±3,60 GC= Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mm de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mm de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mm de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação. Diferentes letras representam diferença (p<0,05) entre os tempos em um mesmo grupo. Tabela 3: Percentual (média ± desvio padrão) de integridade do acrossoma (iac), integridade da membrana plasmática (imp) e alto potencial de membrana mitocondrial (apmm) de espermatozoides caprinos Boer pós-descongelação, suplementados ou não com taurina, sob períodos de incubação iac (%) imp (%) apmm (%) T0 65,58±7,27 44,00±7,11 62,32±6,21 GC T1 62,25±6,46 34,67±8,70 54,84±6,62 T3 55,00±11,40 48,33±11,26 53,17±11,39 T0 52,58±14,79 38,67±5,35 60,67±10,08 G1 T1 55,92±9,76 31,83±6,31 58,75±11,00 T3 49,33±7,63 38,42±10,42 51,25±12,31 T0 58,91±8,17 40,92±4,42 58,35±5,52 G2 T1 56,00±7,35 34,08±8,22 58,58±6,88 T3 51,25±12,55 38,58±8,56 49,92±11,73 T0 56,58±8,15 38,92±6,41 51,58±16,44 G3 T1 60,25±10,10 35,73±8,80 58,83±6,18 T3 48,42±14,62 42,90±6,90 54,18±13,09 GC= Grupo Controle, sem adição de antioxidante; G1=Grupo 1 (5 mm de Taurina); G2=Grupo 2 (25 mm de Taurina); G3=Grupo 3 (50 mm de Taurina). T0=Momento de avaliação após descongelação; T1=Momento de avaliação 1 hora após descongelação; T3=Momento de avaliação 3 horas após descongelação. nuição dos íons potássio e magnésio, resultando na redução da motilidade do espermatozoide caprino (BEZERRA, 2010). Além do desequilíbrio iônico, o espermatozoide ainda pode sofrer alterações da osmolaridade, levando a célula espermática ao processo de choque osmótico (HOLT, 2000), que pode levar a diminuição de sua motilidade. Os grupos tratados com taurina, independente das concentrações utilizadas, não apresentaram esta diminuição, possivelmente pela sua capacidade osmorreguladora, onde a taurina é transportada por um transportador específico dependente de Na+, ou seja, seu transporte corresponde a alterações iônicas além de ser sensível a outras substâncias orgânicas, como a glicose (HUXTABLE, 1992). Ainda, Tappaz (2004) define a taurina como um osmólito orgânico utilizado pelas células para regulação do volume celular, se readequando ao desbalanceamento osmótico, evitando o desequilíbrio e suas lesões. Verstegen et al. (2002) relataram que o aumento dos valores de VSL, VCL e VAP estão associados a fertilidade, onde observaram que os espermatozoides com valores elevados para estes parâmetros fertilizaram mais de 50% dos oócitos inseminados. O aumento do BCF e ALH, associados ao aumento do padrão do vigor, são indicadores de hiperativação espermática 36 Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril, 2015

7 Efeito da suplementação de três concentrações de taurina ao sêmen caprino criopreservado (MORTIMER e MORTIMER, 1990) e aumento dos índices de fertilidade. Valores elevados de BCF e LIN implicam na melhor migração e penetração do espermatozoide no muco cervical (MORTIMER, 2000). Entretanto, o GC no momento três horas pós-descongelação, apresentou diminuição dos seus valores para o BCF, fator este que implicaria na sua menor eficiência de migração no muco cervical. O G3, mesmo sofrendo redução do BCF no T3 em relação aos demais tratamentos, ainda preservou este parâmetro quando comparado ao GC. As amostras descongeladas apresentam bons níveis de capacidade de penetração cervical quando analisado os valores da LIN, com percentuais superiores a 50% em todos os grupos, entretanto, a ALH que é uma variável importante para determinação da boa capacidade penetrante do espermatozoide, teve seus valores menores que os descritos por Cox et al. (2006) para espécie caprina. Os efeitos protetores da taurina, evidenciados pela preservação da MT, MP, RAP e BCF, também podem estar relacionados ao mecanismo antioxidante deste aminoácido, uma vez que a taurina reage com o ânion superóxido, tendo função scavenger 1, protegendo a célula espermática dos efeitos deletérios de algumas espécies reativas de oxigênio, além de evitar a perda da atividade enzimática da superóxido dismutase (OLI- VEIRA et al., 2010). Os dados de preservação da motilidade espermática com o uso da taurina obtidos neste estudo corroboram com os resultados positivos para motilidade espermática nos experimentos de Bucak et al. (2007) e Kumar et al. (2013), que testaram a taurina na concentração de 50 mm em sêmen de carneiro e sêmen de búfalo, respectivamente. Ainda, Perumal et al. (2013) e Atessahin et al. (2008), utilizando sêmen bovino com 25 e 50 mm, e sêmen caprino com 25 mm de taurina, respectivamente, atribuíram a boa qualidade dos parâmetros cinéticos do sêmen devido ao aumento da atividade de enzimas antioxidantes nas células espermáticas, como a glutationa peroxidase (GSH-PX) e Vitamina A, impedindo a geração excessiva dos radicais livres e minimizando injúrias provocadas por estes, concordando com o descrito por Bucak et al. (2007), onde relatam que a taurina mantém a integridade e normalidade do acrossoma, estabilizando a membrana plasmática e melhora a motilidade espermática devido a atividade antioxidante da taurina. Além do seu potencial osmorregulador e função antioxidante, a taurina pode ter preservado as características móveis do espermatozoide neste experimento devido a sua função estimuladora da glicólise e moduladora da atividade Na+/K+-A- TPase (HUXTABLE, 1992; IJAZ e DUCHARME, 1995), onde a combinação desses efeitos faz com que a célula espermática preserve a sua motilidade modulando seu aporte energético. Entretanto, não foi observado aumento do apmm dos espermatozoides. Neste experimento, foi observado que todos os grupos preservaram seus padrões de integridade da membrana plasmática e acrossomal, entretanto, por mais que a integridade 1 Uma molécula scavenger é toda substância química capaz de atenuar ou dissipar os efeitos tóxicos de outra molécula. Referida como uma substância capaz de eliminar as impurezas de uma mistura. dessas membranas sejam atributos essenciais para fertilidade do espermatozoide, a motilidade espermática, que é um parâmetro relacionado à capacidade fertilizante, pode diminuir mesmo que não ocorra lesões nessas estruturas (BAUMBER et al., 2000), como o observado no grupo controle deste estudo. 5. CONCLUSÃO A adição da taurina ao sêmen caprino pós-descongelação, nas concentrações de 5, 25 e 50 mm preserva a motilidade total, motilidade progressiva, percentual de espermatozoides rápidos e o batimento flagelar cruzado de espermatozoide caprino após três horas de incubação. AGRADECIMENTOS À Pró-Reitoria de Pós-Graduação e Pesquisa (PRPG) da Universidade Federal da Paraíba (UFPB) pelo fornecimento de bolsa ao discente e por fomentar parte da pesquisa com o programa Pró-PIBIC; ao Laboratório de Andrologia (AN- DROLAB) da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), por fornecer o espaço e equipamentos necessários para o desenvolvimento deste trabalho. REFERÊNCIAS WATSON, P.F. The causes of reduced fertility with cryopreserved semen. Animal Reproduction Science, v.61, p , PARKS, J.E.; GRAHAM, J.K. Effects of cryopreservation procedures on sperm membranes. Theriogenology, v.38, p , SIKKA, S.C.; RAJASEKARAN, M.; HELLSTROM, J.G. Role of oxidative stress and antioxidants in male infertility. Journal of Andrology, v.16, n.6, p , BILODEAU, J.F.; BLANCHETTE, S.; CORMIER, N.; SIRARD, M.A. Reactive oxygen species-mediated loss of bovine sperm motility in egg yolk tris extender: protection by pyruvate, metal chelators and bovine liver or oviductal fluid catalase. Theriogenology, v.57, p , NUNES, J.F. Étude des effets du plasma seminal sur la survie in vitro des espermatozoïdes de bouc. [Tese] Paris: Université Paris VI, HUXTABLE, R.J. Physiological actions of taurine. Physiological Review, p , BOUCKENOOGHE, T.; REMACLE, C.; BRIGITT, R. Is taurine a functional nutrient? Current Opinion in Clinical Nutrition and Metabolic Care, v.9, p , KUMAR, R.; SINGH, V.K.; CHHILLAR S.; ATREJA, S.K. Effect of Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril,

8 Rafael Limongi de Souza et al. supplementation of taurine or trehalose in extender on immunolocalization of tyrosine phosphoproteins in buffalo and cattle (Karan fries) cryopreserved spermatozoa. Reproduction in Domestic Animals, v.48, p , PERUMAL, P.; VUPRU, K.; RAJKHOWA C. Effect of addition of taurine on the liquid storage (5 C) of Mithun (Bos frontalis) semen. Veterinary Medicine International, v.2013, p.7, ALVAREZ, J.G.; STOREY, B.T. Taurine, hypotaurine, epinephrine and albumin inhibit lipid peroxidation in rabbit spermatozoa and protect against loss of motility. Biology of Reproduction, v.29, p , BUCAK, M.N.; ATESSAHIN, A.; VARISLI, O.; YUCE, A.; TEKIN, N.; AKÇAY, A. The influence of trehalose, taurine, cysteamine and hyluronan on ram semen Microscopic and oxidative stress parameters after freeze-thawing process. Theriogenology, v.67, n.15, p , BUCAK, M.N.; ATESSAHIN, A.; YUCE, A. Effect of anti-oxidants and oxidative stress parameters on ram semen after the freeze-thawing process. Small Ruminant Research, n.75, p , SILVA, S.V., SOARES, A.T., BATISTA, A.M., ALMEIDA, F.C., NUNES, J.F., PEIXOTO, C.A., GUERRA, M.M.P. In vitro and in vivo evaluation of ram sperm frozen in tris egg-yolk and supplemented with superoxide dismutase and reduced glutathione. Reproduction in Domestic Animals, v.46, p , CÂMARA, D.R.; SILVA, S.V.; ALMEIDA, F.C.; NUNES, J.F.; GUER- RA, M.M.P. Effects of antioxidants and duration of pre-freezing equilibration on frozen-thawed ram semen. Theriogenology, v.76, p , SILVA, E.C.B.; CAJUEIRO, J.F.P.; SILVA, S.V.; SOARES, P.C.; GUER- RA, M.M.P. Effect of antioxidants resveratrol and quercetin on in vitro evaluation of frozen ram sperm. Theriogenology, v.77, p , COLÉGIO BRASILEIRO DE REPRODUÇÃO ANIMAL. Manual para Exame Andrológico e Avaliação de Sêmen Animal, 2ª Ed., Belo Horizonte, p. HOLT, W. V. Basic aspects of frozen storage of semen. Animal Reproduction Science, v.62, n.3, p.3-22, TAPPAZ, M.L. Taurine biosynthetic enzymes and taurine transporter. Molecular identification and regulations. Journal of Neurochemistry, v.29, p.83-96, VERSTEGEN, J.; IGUER-OUADA, M.; ONCLIN, K. Computer assisted semen analyzers in andrology research and veterinary practice. Theriogenology, v.57, p , MORTIMER, S.T.; MORTIMER, D. Kinematics of human spermatozoa incubated under capacitating conditions. Journal of Andrology, v.11, p , MORTIMER, S.T. CASA Practical aspects. Journal of Andrology, v.21, n.4, p , COX, J.F.; ALFARO, V.; MONTENEGRO, V.; RODRIGUEZ-MARTI- NEZ H. Computer-assisted analysis of sperm motion in goats and its relationship with sperm migration in cervical mucus. Theriogenology, v.66, p , OLIVEIRA, M.W.S.; MINOTTO, J.B.; de OLIVEIRA, M.R.; ZANOT- TO-FILHO, A.; BEHR, G.A.; ROCHA, R.F.; MOREIRA, J.C.F.; KLAMT, F. Scavenging and antioxidant potential of physiological taurine concentrations against different reactive oxygen/nitrogen species. Pharmacological Reports, v.62, n.1, p , ATESSAHIN, A.; BUCAK, M.N.; TUNCER, P.B.; KIZIL, M. Effects of anti-oxidant additives on microscopic and oxidative parameters of angora goat semen following the freeze-thawing process. Small Ruminant Research, v.77, p.38-44, IJAZ, A.; DUCHARME, R. Effect of various extenders and taurine on survival of stallion sperm cooled to 5 C. Theriogenology, v.44, p , BAUMBER, J.; BALL, B.A.; GRAVANCE, C.G; MEDINA, V.; DAVIES- -MOREL, M.C.G. The effect of reactive oxygen species on equine sperm motility, viability, acrosomal integrity, mitochondrial membrane potential, and membrane lipid peroxidation. Journal of Andrology, v.21, n.6, p , DORADO, J.; RODRÍGUEZ, I.; HIDALGO, M. Cryopreservation of spermatozoa: Comparison of two freezing extenders base on post- -thaw sperm quality and fertility rates after artificial insemination. Theriogenology, v.68, p , SOARES, A.T.; SILVA, S.V.; ALMEIDA, F.C.; LEMOS, P. F. B. A.; NU- NES, J.F.; PEIXOTO, C. A.; GUERRA, M. M. P. Espermatozoides caprinos criopreservados em meio à base de leite desnatado acrescido de glutationa reduzida. Ciência Rural, v.41, n.11, p , BEZERRA, F.S.B. Conservação do sêmen caprino sob refrigeração ou congelação. Acta Veterinaria Brasilica, v.4, Supl., p.20-25, Ciênc. vet. tróp., Recife-PE, v. 18, n. 1 p janeiro/abril, 2015