ADAPTAÇÕES DIGESTIVAS PÓS-ECLOSÃO

Transcrição

1 ADAPTAÇÕES DIGESTIVAS PÓS-ECLOSÃO Marcos Macari Departamento de Morfologia e Fisiologia Animal Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias Unesp-Campus de Jaboticabal macari@fcav.unesp.br Introdução As técnicas de manejo, para melhoria do desempenho, estão na dependência do entendimento do funcionamento dos sistemas orgânicos, pois através da manutenção da homestase, o custo energético de mantença pode ser reduzido, e como conseqüência, aumentar a produtividade do frango. É difícil priorizar um sistema orgânico, pois os mesmos trabalham de forma harmônica e integrada, no sentido de promover o crescimento da ave. Grande parte dos sistemas têm seu desenvolvimento determinado na vida embrionária, em especial, no que se refere ao processo de hiperplasia (aumento do número de células); outros apresentam apenas processos hipertróficos na vida pós-natal. Assim, o aumento do número ou tamanho de células nos tecidos são os fatores determinantes do crescimento na vida pós-eclosão do frango. Dentre os tecidos que apresentam desenvolvimento pós-eclosão encontra-se o trato digestivo, pois os mecanismos indutores do desenvolvimento da mucosa no trato gastrointestinal (TGI) estão na dependência de fatores intrínsecos e extrínsecos. A mucosa intestinal tem crescimento contínuo, sendo afetada tanto pelos nutrientes da dieta (características físicas e químicas), como pelos níveis de hormônios circulantes (insulina, tiroxina, triiodotironina, IGF-I, CCK, entre outros). Os fatores reguladores endógenos que atuam no desenvolvimento da mucosa intestinal são especialmente os hormônios e peptídeos, os quais atuam de forma parácrina (de célula para célula) ou autócrina (na própria célula). Os hormônios gastrointestinais foram descobertos devido as suas ações sobre a atividade motriz e secretora, sendo que na década de 60, com a purificação dos hormônios, seguido do isolamento de um grande número de peptídeos chegou-se à conclusão que o TGI é um órgão endócrino muito complexo. Johnson et al. (1969) foram os primeiros pesquisadores a sugerir que os hormônios tinham função de regular o desenvolvimento celular no TGI, sendo que o pâncreas exócrino também mostrou-se dependente deste mecanismo. Atualmente, a ciência tem mostrado que o desenvolvimento de funções secretoras e absortivas no TGI estão na dependência da interação entre nutrientes e expressão de genes. Assim, todo mecanismo de secreção de enzimas (que são proteínas), transportadores de membrana, estão na dependência de estímulos que ativam a transcrição de genes, os quais pelo processo de tradução sintetizam as proteínas que terão funções relevantes na digestão e absorção de nutrientes. Por outro lado, a maturação do enterócito também está na dependência da síntese de proteínas estruturais, as quais são codificadas pelo genoma das células intestinais. 96

2 Estas informações são altamente relevantes, pois através do entendimento da regulação do crescimento, e funcionamento da mucosa intestinal que as técnicas de manejo serão adotadas, tanto para crescimento, manutenção e reparo da mucosa, frente a diferentes dietas, ou lesões induzidas por agentes mecânicos ou patógenos. Organização estrutural do trato gastrointestinal A organização morfo-funcional do trato digestivo do frango tem recebido pouca atenção dos pesquisadores, talvez devido ao fato de que o frango seja abatido precocemente. No entanto, considerando que o acelerado crescimento do frango e as necessidades de digerir e absorver nutrientes, bem como a manutenção de estado sanitário para estes fins, melhor atenção deve ser dada a este sistema funcional da ave. O trato digestório sofre um processo de maturação na fase pós-eclosão, à semelhança do que ocorre com os sistemas termorregulador e imunológico. Sendo o pinto submetido à dieta sólida na fase pós-eclosão, há necessidade de um bom entendimento dos processos de desenvolvimento morfo-funcional durante as duas primeiras semanas de vida da ave período este que representa nada menos do que 30% do tempo de vida do frango. Assim, Nitsan et al (1991) mostraram que o crescimento alométrico do pâncreas e intestino delgado era 04 vezes maior do que o da carcaça total da ave, durante os 23 primeiros dias de idade. Já, o crescimento alométrico do fígado era ao redor de 02 vezes. Os mesmos autores mostraram que a atividade de enzimas digestivas, no pâncreas como conteúdo intestinal, aumentavam com a idade do frango, com níveis máximos ao redor de 10 dias de idade. O intestino delgado (duodeno, jejuno e íleo) tem função primordial nos processo de digestão, e principalmente na absorção de nutrientes. Grande parte da função digestiva é devida a ação das enzimas (proteínas) pancreáticas: tripsina, quimiotripsina, amilase, lipase. Neste sentido, nos primeiros dias de vida do frango, a atividade pancreática parece ser determinante em digerir substratos no lúmen intestinal. Recentemente, Noy & Skalan (1998) relataram existir pequeno desenvolvimento alométrico do pâncreas nos 12 primeiros dias de idade dos pintos, quando comparado com o desenvolvimento dos segmentos intestinais (duodeno, jejuno e íleo), os quais atingiram pico de crescimento entre 6 a 8 dias de idade. Os processos de absorção são totalmente dependentes dos mecanismos que ocorrem na mucosa intestinal. É sabido que os carboidratos são aborvidos sob a forma de monômeros, glicose, cujo processo é sódio dependente e ocorre através de transportadores de membrana. Já, os lipideos absorvidos sob a forma de ácidos graxos livres, também depende da atividade de transportadores de membrana. O mesmo ocorre com relação aos aminoácidos. Assim, a integridade das células que compõem a mucosa intestinal é de fundamental importância para a absorção dos nutrientes. A mucosa intestinal é constituída por células denominadas de enterócitos, as quais desenvolvem a capacidade de transportar monômeros para o interior da célula e daí para a corrente sangüinea, através da membrana basolateral. A maturação dos enterócitos ocorre durante o processo de migração - da cripta para a ponta do vilo, e é dependente de estímulos para a sua diferenciação. 97

3 O número e tamanho dos vilos depende do número de células que o compõem. Assim, quando maior o número de células, maior o tamanho do vilo, e pôr consequência, maior a área de absorção de nutrientes. Dessa forma, a absorção somente se efetivará quando houver integridade funcional das células dos vilos, tanto na membrana luminal quanto na membrana basolateral. Outro fator muito relevante para a absorção dos nutrientes na membrana luminal é a quantidade de microvilos existentes nos enterócitos. O número de microvilos atua como uma amplificador de área para a absorção dos nutrientes. Yamauchi & Isshiki (1991) mostraram que a densidade de vilos/área era reduzida com o aumento da idade dos frangos; contudo, este resultado somente evidencia que com o aumento da idade do frango ocorre aumento do tamanho do vilo (Tabela 1). Os dados de Ferrer et al (1991) mostram o fator de amplificação de área devido a presença dos microvilos (Tabela 2). Tabela 1 Número de vilos/segmento no intestino delgado de frangos (valores aproximados). Cada resultado representa valores obtidos em 830 micrometros quadrados. (Dados de Yamauchi & Isshiki, 1991). Idade (dias) Duodeno Jejuno Íleo Tabela 2 Fator de amplificação de área de diferentes segmentos do intestino delgado e ceco, em função da densidade de microvilos nos enterócitos (Ferrer et al. 1991). Localização Ceco Jejuno Proximal Médio Distal Ponta do vilo Meio do vilo Cripta Sell (1996) compilaram de diferentes autores, o perfil de desenvolvimento de diferentes segmentos no TGI dos frangos (Tabela 3). O pico de desenvolvimento do intestino delgado mostrou ser entre 5 a 7 dias pós-eclosão. Este achado, fortalece a premissa de que a adequada alimentação na primeira semana de idade do pinto tem papel relevante no desempenho do frango. 98

4 Tabela 3 Peso relativo dos segmentos do TGI de frangos (Sell, 1996). Segmento TGI % do Peso corporal Pico pós-eclosão Referências Na eclosão No pico cresc Dias Proventrículo 0,5-0,9 1,4-1,7 3 a 5 1,2,3 Moela 3,1-4,0 5,8-6,1 3 a 4 1,2,3 Int. delgado 1,2-2,6 6,2-6,6 5 a 7 2,3,4 Pâncreas 0,1-0,2 0,5-0,8 8 a 9 2,3,4 Fígado 2,5-2,8 3,8-4,8 6 a 8 2,3,4 Referências: 1. Murakami et al, 1991; 2. Dror et al., 1977; 3. Nitsan et al., 1991; 4. Nir et al., Glicocalix (Fimbria) Existe ainda um prolongamento polissacarídeo do enterócito que penetra no lúmen intestinal constituindo no chamado glicocalix ou fimbria. Esta estrutura tem funções importantes, sendo uma delas a manutenção da camada aguosa próxima à mucosa intestinal, em ph neutro, que permite a ação de enzimas de membrana. Outra função do glicocalix está associada à presença de receptores que são capazes de ligar-se à bactérias patogênicas e não patogênicas(que expressam fimbria ou glicocalix), e neste sentido manter a sanidade da mucosa intestinal. Porquê manter a mucosa intestinal íntegra? A resposta a esta questão parece-nos óbvia. Contudo, a maioria dos técnicos não dão a devida relevância no sentido de manter a integridade deste tecido, pois consideram que mecanismos de digestão e absorção de nutrientes são inerentes aos mecanismos fisiológicos do TGI do frango. Assim, ainda não estão devidamente conscientizados que o monitoramento de lotes não pode se restringir a peso e conversão alimentar em função da idade das aves. Do ponto de vista da produção de frango, a manutenção da sanidade do lote, em especial, às doenças ou agentes que atual no TGI é fundamental, pois esta é a via de entrada dos nutrientes para o melhor desenvolvimento da ave. Considerando que a ração representa entre 70 a 80% do custo de produção, a integridade dos mecanismos fisiológicos de digestão e absorção dos nutrientes, isto é, a integridade das células epiteliais da mucosa, assegura o bom desempenho e produção. Outro fator relevante neste processo relaciona-se ao tempo de "turnover" celular, isto é, o tempo necessário para que uma célula originada no processo mitótico entre cripta-vilo, demora para migrar para a ponta do vilo e descamar para o lúmen intestinal. É sabido que este tempo oscila entre 90 a 96 horas, ou seja, aproximadamente 4 dias. Este período de tempo parece curto; contudo, considerando o tempo de criação do frango representa nada menos do que 10% do tempo de vida da ave. Assim, se considerarmos uma perda de 10% em nosso sistema de produção devido a distúrbios 99

5 da mucosa intestinal, em um lote de 20 mil aves, teríamos uma quebra de nada menos do que 5 toneladas de peso/lote. Agentes tróficos sobre a mucosa intestinal Agente trófico é aquele que estimula o desenvolvimento da mucosa intestinal, ou seja, estimula o processo mitótico na região cripta-vilo, e como consequência aumenta o número de células e tamanho do vilo. Dessa forma, um agente trófico determina um aumento na quantidade de DNA, pois aumenta o número de células. Hormônios e peptídeos têm ação trófica na mucosa intestinal, e o mesmo ocorre com os nutrientes presentes no lúmen intestinal. Entre os mais clássicos peptídeos que atuam no desenvolvimento da mucosa intestinal encontram-se o TGF-α e TGF-β, sendo o primeiro um estimulante da proliferação celular, e o segundo um potente inibidor da proliferação. Vários agentes parecem ter ação trófica sobre a mucosa intestinal, dentre eles encontram-se: aminas biogênicas, amino ácidos (como glutamina), MOS (mananoligossacarides) e FOS (frutoligossacarideos), prebióticos, probióticos. Muitos destes agentes são indutores de mecanismos de transcrição gênica pela ativação de enzimas importantes no processo mitótico na região cripta-vilo. Por exemplo, a indução da enzima ODC (ornitina-descarboxilase) que é uma enzima importante no processo de proliferação celular parece ocorrer quando da presença de glutamina. Outros têm ação indireta, ou seja, favorecem os mecanismos de proliferação por permitir maior sanidade na mucosa intestinal através de processos denominados de exclusão competitiva. Muco O muco é uma glicoproteína insolúvel em água, secretada pelas células caliciformes. Quando a mucosa sofre processo de agressão ocorre aumento do número de células caliciformes na vilosidade intestinal. A espessura da camada de muco é variável de espécie para espécie, mas tem sido relatado espessura entre 160 a 650 micrometros. Sua função protetora está relacionada, basicamente, contra a ação mecânica, pois devido a grande aderência à superfície, o muco nunca é totalmente removido, mesmo durante a ação de forças mecânicas vigorosas que ocorrem durante a digestão. Por outro lado, a viscosidade é extremamente importante para impedir fraturas na camada de muco, e propiciar o desencadeamento de processos lesivos na mucosa. Tem sido aceito que o muco protege o epitélio quando da passagem de alimento, e tem poder lubrificante sobre alimentos sólidos. A camada de muco, tem papel importante, também, na proteção contra infecções, pois funciona como barreira protetora que impede o contato de microorganismos com as células epiteliais. O muco do intestino delgado, ceco e colon/reto contém uma rica população de bactérias e protozoários, as quais ligam-se às glicoproteínas e não sofrem aderência à mucosa. Os componentes da mucina, funcionam como falsos receptores para os microorganismos, fazendo com que os mesmos sejam envoltos pela camada de muco e não expressando sua capacidade patogênica. 100

6 É importante salientar que as células caliciformes, produtoras de muco, aumentam suas descargas e depletam-se de secreção durante um processo infeccioso no intestino delgado. Esta atividade aumentada parece ser devido a ação de enterotoxinas que estimulam a atividade secretória das células caliciformes. Este mecanismo parece estar associado à tentativa das células epiteliais em proteger a mucosa dos agentes patogênicos. Situações em que a camada de muco é reduzida, como jejum, alterações de dieta ou uso de antibióticos, podem ocasionar redução da camada protetora de muco e, propiciar a ação de bactérias e protozoários patogênicos que causam lesões nas células, destruindo a mucosa. Microflora intestinal O número e composição dos microorganismos da microflora intestinal das aves varia consideravelmente ao longo do TGI. No inglúvio existe a predominância de lactobacilos, que produzindo ácido lático e acético reduzem o ph, impedindo o crescimento de bactérias. O ph no proventrículo e moela é extremamente baixo, e poucas bactérias são capazes de tolerar este ambiente. No duodeno, o ph é neutro e os microorganismos colonizam este segmento do intestino delgado, bem como o jejuno e íleo. O ceco é reconhecido como o segmento de maior colonização de microorganismos, sendo que grande número de bactérias Gram positivas e negativas estão presentes neste local. As bactérias no TGI podem encontrar-se, tanto associadas intimamente com o epitélio, ou livres na luz intestinal. As bactérias livres devem multiplicar-se rapidamente para compensar a eliminação pelo peristaltismo intestinal ou ainda agregar-se às demais bactérias que encontram-se aderidas na mucosa intestinal. Esta variada composição da microflora intestinal pode ser tanto benéfica quanto maléfica para o hospedeiro, dependendo da natureza e da quantidade de microorganismos. Os efeitos maléficos seriam: diarréia, infecções, distúrbios hepáticos, carcinogênese, putrefação intestinal, redução da digestão e absorção de nutrientes. Já, os benefícios estariam vinculados à inibição do crescimento de bactérias patogênicas, estímulos ao sistema imune, síntese de vitaminas, redução da produção de gases e melhor digestão e absorção dos nutrientes. A concepção de que o desenvolvimento de microflora poderia levar a prejuízos em lotes de frangos, seja pela concorrência pelo alimento ou devido a lesões provocadas diretamente na mucosa intestinal pelas bactérias patogênicas, levou a utilização de aditivos - os antibióticos, os quais foram erroneamente denominados de promotores de crescimento. Entretanto, com a preocupação de que estes aditivos possam induzir resistência a patógenos importantes para os seres humanos, muitos países estão proibindo, ou em fase de proibição, da utilização dos mesmos em ração para frangos. Assim, algumas alternativas têm sido buscadas para promover o equilíbrio na microbiota intestinal dos frangos, a fim de obter um bom desempenho produtivo, sem riscos para a saúde humana. Trabalhos têm mostrado que é possível estabelecer um sistema de proteção da mucosa intestinal, com proteção contra microorganismos patogênicos, e como conseqüência manutenção a homeostase do 101

7 TGI dos frangos. Os mecanismos pode-se reduzir ou excluir o crescimento de patógenos são classificados em quatro categorias: a) criação de um ambiente hostil a outras bactérias; b) eliminação da viabilidade de sítios receptores de outras bactérias; c) produção de secreções que têm ação antimicrobiana; d) competição por nutrientes na luz do intestino. Como as bactérias aderem à mucosa intestinal As bactérias têm capacidade de aderir tenazmente à superfícies mais estranhas, desde o esmalte dos dentes, pulmões, intestino e até a uma rocha submersa em um rio. Este processo de aderência é feito através de polissacarídeos - moléculas de açúcares ramificados, que se estendem da parede externa da bactéria formando uma estrutura - glicocalix ou fimbria, que envolve a célula ou mesmo uma colônia de bactérias. A aderência das bactérias mediadas pelo glicocalix é que determina a localização das mesmas nos diferentes ambientes, e é o maior determinante do início do processo de progressão das doenças bacterianas. É interessante salientar que a demonstração da presença do glicocalix - polissacarideos, nas bactérias somente foi feita em 1969 pelos pesquisadores Ivan L. Roth, na Universidade da Geórgia - USA e Ian W. Sutherland, da Universidade de Edinburgh - Escócia. Desde esta época, estudo têm mostrado a importância dos polissacarídes (glicocalix) na aderência das bactérias aos diferentes sistemas orgânicos e inorgânicos. É interessante salientar, ainda, que a natureza química do glicocalix pode sofrer alterações, em função da composição de açúcares que compõem os polissacarídeos. Pesquisadores mostraram, também, que os microorganismos quando em meio de cultura não produzem o glicocalix, aparentemente utilizando as reservas para multiplicação, e não aderência, a qual não é necessária nestas circunstâncias. Considerando que os enterócitos no intestino delgado também apresentam seu glicocalix, a colonização por bactérias nos diferentes segmentos parece estar na dependência da aderência do glicocalix de uma bactéria com o glicocalix do enterócito. Este mecanismo parece ser aquele que regula todo o processo de colonização das bactérias no intestino delgado e ceco dos frangos, na fase pós-eclosão. Foi mostrado, que o elo de ligação entre estes glicocalixes, em muitos casos, pode ser uma proteína denominada de lectina, a qual se liga especificamente a um polissacarideo com estrutura molecular peculiar. Pesquisas têm sugerido que o posicionamento do glicocalix não apenas atua como um sistema de aderência da bactéria ao enterócito, mas pode armazenar e concentrar as enzimas digestivas produzidas pelas bactérias, enzimas estas que atuam diretamente sobre a mucosa do hospedeiro liberando substratos importantes para a sobrevivência e multiplicação do microorganismo. Neste sentido, a estrutura do glicocalix funciona como um reservatório de nutrientes para as bactérias. Outra função relevante do glicocalix é a de proteção, pois as bactérias estão sendo constantemente 102

8 submetidas a estresses, por exemplo, outras bactérias, virus, íons e moléculas deletérias. A aderência à mucosa intestinal parece, portanto, o mecanismo chave da colonização das bactérias patogênicas, e seus efeitos nocivos sobre a saúde intestinal. Assim, processos que possam prevenir a aderência das bactérias são eficazes em reduzir a colonização por patógenos, nos segmentos do TGI. Três procedimentos são propostos para reduzir a aderência bacteriana: a. promover a quebra dos mecanismos que sintetizam o glicocalix, principalmente pela inibição da polimerase bacteriana que estabelece os elos de ligação dos açúcares no polissacaride; b. desenvolver compostos que ocupam e bloqueiam o loco ativo de ação da lectina, que liga os glicocalix da bactéria com o do enterócito; c. estabelecer bloqueio dos receptores nas células hospedeiras, evitando assim a ligação do glicocalix bacteriano com o glicocalix do enterócito. Dentre as propostas acima, o uso de oligossacarideos (frutoligossarides e mananoligossacarides), que fazem parte dos chamados prebióticos parecem ser efetivos em reduzir colonização, pois atuam inibindo a aderência das bactérias ao enterócito, através da ligação com o glicocalix. A exclusão competitiva, assunto que será discutido em outra palestra deste Simpósio, também tem como princípio a aderência de bactérias não patogênicas, a sítios de ligação dos enterócitos (glicocalix) nos diferentes segmentos do TGI. Ação de probióticos, prebióticos e simbióticos sobre o desempenho de frangos Considerando os mecanismos fisiológicos acima descritos, alguns experimentos foram desenvolvidos em nossos laboratórios, objetivando pesquisar a eficácia dos prebióticos, probióticos e simbióticos sobre o desenvolvimento da mucosa, bem como desempenho zootécnico de frangos, tanto em condições experimentais, como de campo. O prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae e o probiótico o B.subtilis. O conceito moderno de probiótico foi definido por Fuller (1989) como sendo um suplemento alimentar constituído de microorganismos vivos capazes de beneficiar o hospedeiro através do equilíbrio da microbiota intestinal. Posteriormente, o mesmo autor considerou que para serem considerados como probióticos, os microorganismos deveriam ser produzidos em larga escala, permanecerem estáveis e viáveis em condições de estocagem, serem capazes de sobreviver no ecossistema intestinal e possibilitar ao organismo os benefícios de sua presença. Os principais gêneros bacterianos utilizados como probióticos são: lactobacilos, bifidobactérias e estreptococos. Os prebióticos são ingredientes alimentares que não são digeridos na porção proximal do TGI de monogástricos, e que proporcionam efeito benéfico ao hospedeiro por estimular seletivamente o crescimento e/ou metabolismo de um limitado grupo de 103

9 bactérias no cólon (Gibson & Roberfroid, 1995). Outro aspecto importante é que, para ser considerado um prebiótico, o ingrediente não pode ser hidrolisado ou absorvido no intestino anterior (intestino delgado), seja um substrato seletivo para um determinado grupo de bactérias comensais benéficas, seja capaz de alterar de forma benéfica a microbiota intestinal e induza efeitos luminais ou sistêmicos que sejam benéficos ao hospedeiro (Gibson & Roberfroid, 1995). Assim, carboidratos não digeríveis como oligossacarídeos, alguns peptídeos e lipídeos não digeríveis podem ser considerados como prebióticos. Recentes estudos em nossos laboratórios mostraram os efeitos da adição de parede celular de S. cerevisiae, a qual é constituida de mananoligossacaríde (MOS) sobre o desenvolvimento da mucosa intestinal de frangos (Tabelas 4 e 5). Os resultados mostram que a adição deste prebiótico na ração de frangos tem efeito sobre o desenvolvimento das vilosidades intestinais, com aumento signficativo (P < 0,05) da altura do vilo, nos 03 segmentos do intestino delgado, sendo este efeito mais acentuado na primeira semana de vida do frango. Contudo, o ganho de peso das aves tratadas com parede celular de S. cerevisiae mostraram-se maior (P < 0,05) aos 42 dias de idade, quando comparada com os frangos não tratados com este prebiótico. Tabela 4 Altura do vilo (AV), profundidade da cripta (PC) e relação vilo/cripta (V/C) no duodeno, jejuno e íleo de frangos tratados e não tratados com prebiótico, aos 07 dias de idade. Tratamentos Controle 0,1% Prebiótico* 0,2% Prebiótico Duodeno AV (µm) 856±41 b 985±49 ab 1040±111 a PC (µm) 55±7 68±9 61±3 V/C(µm/µm) 15±2 15±1 17±2 Jejuno AV (µm) 392±50 b 507±22 a 496±38 a PC (µm) 58±7 b 55±4 b 39±2 a V/C(µm/µm) 7±0,3 c 9±0,6 b 13±0,9 a Íleo AV (µm) 325±52 b 413±47 a 422±29 a PC (µm) 42±4 51±7 53±9 V/C(µm/µm) 8±0,9 8±1,4 8±1,5 *O prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae. Médias seguidas de letras diferentes nas linhas, diferem entre si P<0,05 O uso de simbióticos, ou seja, associação de prebióticos e probióticos também pode ser uma alternativa interessante no sentido de melhorar a sanidade do intestino delgado e ceco dos frangos, através dos mecanismos fisiológicos e microbiológicos acima discutidos. Assim, em um experimento, recentemente utilizado em uma granja comercial foi testada a eficiência de utilização de simbióticos na ração de frangos. Os resultados são mostrados na Tabela 6, e evidenciam uma melhora no ganho de peso e conversão alimentar dos lotes tratados com simbióticos. 104

10 Tabela 5 Consumo de ração (CR), ganho de peso (GP) e conversão alimentar (CA) de frangos tratados ou não com prebiótico na ração até 42 dias de idade. Parâmetros Tratamentos Controle 0,1% Prebiótico* 0,2% Prebiótico Cons. de ração (g) 4.198± ± ±29 Ganho de peso (g) 2450±12 b 2.538±20 ab 2.590±8 a Conv. alimentar 1,712±0,08 1,684±0,06 1,639±0,04 *O prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae. Médias seguidas de letras diferentes nas linhas, diferem entre si P<0,05. Tabela 6 Consumo de ração (CR), peso final (PF), conversão alimentar (CA) e conversão alimentar corrigida (CAC) nos diferentes tratamentos. Parâmetros Tratamentos Controle Prebiótico* Simbiótico** Cons. Ração (g) Peso final (g) Conv. alimentar 1,994 1,989 2,011 Conv. alim. corrigida 2,249 1,878 1,714 * Prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae, sendo adicionado 0,2% do produto na ração ** O probiótico utilizado foi B. subtilis, sendo adicionado 0,2% do produto na ração. 105

11 Agente trófico sobre a mucosa intestinal do frango Outros produtos podem ser utilizados como agentes tróficos para maior desenvolvimento da mucosa intestinal, ou seja, melhorar a capacidade de digestão e absorção de nutrientes na luz intestinal. Assim, temos testado qual o efeito da adição de glutamina (Gln) na ração de frango e seu efeito sobre o desenvolvimento das vilosidades intestinais. A glutamina é o aminoácido em maior quantidade no tecido muscular e no plasma, tendo sido observado importantes efeitos deste aminoácido sobre a reconstituição da mucosa intestinal, pois é o principal substrato para os enterócitos. Por outro lado, a oxidação da glutamina estimula a troca de sódio/hidrogênio (Na+/H+) na membrana luminal do enterócito, levando a maior absorção iônica (Rhoads et al., 1997). Estudos realizados com ratos, mostraram que quando os mesmos eram alimentados cronicamente pela via parenteral, a adição de glutamina prevenia a hipoplasia da mucosa intestinal; contudo, os mecanismos pelos quais a glutamina estimula a proliferação da mucosa intestinal não é bem conhecido, tendo sugerido dois processos: a. aumento da troca iônica e aumento da atividade da enzima ornitina descarboxilase (ODC) (Rhoads et al., 1997). Outro pesquisador tem sugerido que a glutamina possa ativar a transcrição de genes pelo aumento da atividade da proteína quinase, a qual ativa a mitogênese (Blikslager et al., 1997). Estudos em nossos laboratórios mostraram que a adição de 1% de L-glutamina na dieta de frangos, a base de milho e farelo de soja, foi capaz de aumentar o tamanho dos vilos, no duodeno e íleo, quando avaliado nos primeiros 07 dias de vida do pinto (Tabela 7). Outro agente que tem sido utilizado objetivando a sanidade e reparo da mucosa intestinal dos frangos são os ácidos graxos de cadeia curta - acétio, propiônico e butírico. Estes agentes além de atuarem reduzindo o ph, com efeitos fungicida, bacteriostático e bactericida (Smith et al., 1983) têm importante função metabólica, pois têm sido mostrado que os mesmos são metabólitos primários dos colonócitos, ou seja, células que compõem a mucosa do cólon. Talvez em frangos, este efeito seja mais evidente nos cecos. Autores mostraram que ratos tratados com ácidos graxos de cadeia curta, tiveram aumento da quantidade de DNA da mucosa do cólon, sugerindo hiperplasia acentuada neste segmento do TGI. Por outro lado, foi encontrado aumento da proliferação celular na mucosa do jejuno (Blikslager et al., 1997). Adaptação molecular da mucosa intestinal Após a perda de grandes áreas na mucosa intestinal responsáveis pela digestão e absorção de nutrientes, seja ressecção de parte do intestino delgado ou pela ação de agentes patogênicos, o epitélio remanescente torna-se hiperplásico com maior altura de vilo e profundidade de cripta (Dowling, 1992; Porus, 1965). A produção de células na cripta aumento e o mesmo ocorre com o número de células que compõem o vilo, sendo que este processo apresenta velocidade considerável. Assim, devido ao aumento da mucosa intestinal, o intestino como um todo apresenta maior capacidade de absorção de nutrientes e eletrólitos (Dowling, 1992; Dowling & Booth, 1967; Williamson et al., 1978a,b). Apesar do mecanismo proliferativo da mucosa ter sido 106

12 mostrado já faz algum tempo, o status de diferenciação celular das células epiteliais (novos enterócitos) tem sido assunto de muitos estudos, e ainda não se encontra elucidado. A capacidade destes novos enterócitos em responder de forma aguda, ou seja, apresentarem "capacidade absortiva precoce" é assunto sob investigação. Trabalhos têm sugerido que a proliferação celular na cripta determina o aparecimento de enterócitos imaturos que apresentam baixa capacidade absortiva, bem como reduzida atividade das enzimas na bordadura em escova (Buts et al., 1987; Gleeson et al., 1972; Menge & Robinson, 1978). Outros pesquisadores já evidenciaram que a resposta dos novos enterócitos à ressecção ou lesão da mucosa é mais complexa (Albert & Young, 1992; Chaves et al., 1987; Dowling, 1992). Por exemplo, a atividade de certas enzimas de membrana estariam aumentadas nestas células (Dowling, 1992). A forma de elucidar estes mecanismos está sendo possível através de técnicas que envolvam a expressão de genes responsáveis pela síntese de proteínas (enzimas) as quais atuam como enzimas digestivas ou transportadores de membrana. Assim, a análise molecular da resposta enterocítica poderá responder de forma confiável aos processos da diferenciação dos enterócitos nos diferentes segmentos do intestino delgado ou ceco das aves. Estudos recentes sobre os mecanismos moleculares da adaptação dos enterócitos têm sido publicados. Assim, após a ressecção de parte do intestino delgado, Rubin et al. (1996) mostraram que 48 horas após a ressecção, a porção remanescente da mucosa intestinal já apresentava no enterócitos um aumento de até três vezes na expressão de genes responsáveis pelos mecanismos absortivos da mucosa, ou seja, aumento do mrna de FABP (proteina carreadora de ácidos graxos) e apolipoproteina A-I (Apo A-I). Estes achados moleculares evidenciam que os enterócitos são capazes de responder de forma aguda às transformações no intestino delgado, em especial a redução da superfície absortiva, através da expressão de genes que codificam a síntese de proteínas de transporte de nutrientes. Estudos de nosso laboratório têm mostrado que a expressão de ODC (ornitina decarboxilase está reduzida durante o jejum alimentar). O trabalho de Adams et al. (1996) evidencia a adaptação molecular da mucosa intestinal quando da afecção com Eimeria acervulina, no que concerne a atividade enzimática. Estes pesquisadores mostraram que ocorre um aumento da atividade da maltase na bordadura em escova do jejuno e íleo de frangos experimentalmente infectados (Tabela 8). A redução da atividade no duodeno, onde ocorre a lesão foi compensada pelo aumento da atividade da enzima no jejuno e íleo (regiões com ausência de lesão). Este mecanismo compensatório parece ser induzido pela presença do alimento que ativa genes que transcrevem a síntese da enzima. 107

13 Tabela 7 Comprimento de vilo, profundidade de cripta e relação vilo/cripta nos segmentos do intestino delgado, em pintos de 07 dias de idade e suplementados com 1% de L-glutamina na ração. Segmento Inst. Região da Mucosa Tratamentos Controle 1% L-glutamina Duodeno Vilo (µm) Cripta(µm) Vilo/cripta(µm/µm) 5,8 9,5 Jejuno Vilo (µm) Cripta(µm) Vilo/cripta(µm/µm) 6,5 6,8 Íleo Vilo (µm) Cripta(µm) Vilo/cripta(µm/µm) 5,0 5,5 Tabela 8 Efeito da infecção com E. acervulina sobre a atividade da maltase na bordadura em escova da mucosa intestinal de frangos - adaptado de Adams et al. (1996). Atividade da maltase (U/g de proteína) N o de oocistos Duodeno Jejuno Íleo Obs: Oocisto de E. acervulina. Atividade da enzima expressa em (µ/g de proteína, sendo que uma unidade (U) é a quantidade de enzima capaz de quebrar 1 mol de substrato/min a 37 o C. Maltase - EC

14 Custo energético da absorção de nutrientes e reparo da mucosa intestinal A maioria dos trabalhos publicados na literatura mostram a importância do desenvolvimento da mucosa, bem como a manutenção de sua integridade, sobre o desempenho produtivo do frango, e várias são as pesquisas que oferecem alternativas de manejo para a proteção da mucosa, pois distúrbios dos processos de digestão e absorção levam a queda do desempenho. Considerando que a mucosa intestinal tem crescimento contínuo, devido à descamação das células para o lúmen intestinal, fica evidente que a reposição celular se faça às custas de consumo de energia, a qual é proveniente das reservas energéticas do organismo da ave e da ração ingerida. McBride & Kelly (1990) estimaram que, a manutenção do epitélio intestinal (mucosa) e estruturas anexas de suporte, tem custo de 20% da energia bruta consumida pelo animal. Com base nestas informações é importante estar alerta que parte da energia ingerida pelo frango fica destinada para a manutenção da mucosa, e quanto maior a necessidade de reparo da mesma, menor será a energia utilizada para ganho de peso. Bird et al. (1994) analisando a absorção de um derivado da glicose (3-0-metil- D-glicose) em função da quantidade de energia gasta (estimada pelo consumo de oxigênio/unidade de glicose absorvida). Apesar das limitações impostas pelo método de estudo, os autores concluiram que a mucosa consumia entre 80 a 90% de toda a energia utilizada pelo trato gastrointestinal, sendo que os processos sódio-dependentes (bomba de Na+-K+) eram responsáveis por 50 a 90% do consumo energético total da mucosa. Dessa forma a manutenção da mucosa intestinal, em condições fisiológicas normais, tem custo energético elevado para o frango. Quando ocorrem lesões, além da redução da quantidade de substrato digerido e absorvido, há ainda o custo para renovação deste epitélio. A energia conservada pelo reduzido "turnover" de células no epitélio intestinal poderá ser utilizada para desenvolvimento de massa muscular. Assim, o rendimento econômico do lote estará seriamente comprometido quando da existência de afecções na mucosa do TGI. Referências bibliográficas ADAMS, C; VAHL, H. A.; VELDMAN, A. Interaction between nutrition and Eimeria acervulina infection in broiler chickens: development of an experimental infection model. British Poultry Science 1996; 75: ALBERT, V.; YOUNG, G. P. Differentiation status of rat enterocytes after intestinal adaptation to jejunal bypass. Gut 1992; BLIKSLAGER, A. T.; ROBERTS C. Mechanisms of intestinal mucosa repair. Journal American Veterinary Medical Association, 1997; 9:

15 BIRD, A. R.; CROOM, Jr. W. J, FAN, Y. K.; DANIEL, L. R.; BLACK, B. L.; McBRIDE, B. W.; BULL, L. S.; TAYLOR, I. L. Jejunal glucose absorption is enhanced by epidermal growth factor in mice. Journal of Nutrition 1994; 124: BUTS, A. R.; CROOM, Jr. W. J.; FAN, Y. K.; DANIEL, L. R.; BLACK, B. L.; McBRIDGE, B. W.; BULL, L. S.; TAYLOR, I. L. Jejunal glucose absorption is enhanced by epidermal growth factor in mice. Journal of Nutrition 1994; 124: CHAVES, M.; SMITH, M. W.; WILLIAMSON, R. C. Increased activity of digestive enzymes in ileal enterocytes adapting to proximal small bowel resection. Gut 1987; 28: DOWLING, R. H. Cellular and molecular basis of intestinal and pancreatic adaptation. Scandinavian Journal of Gastroenterology, 1992; 27 (Suppl. 193): DOWLING, R. H.; BOOTH, C. C. Structural and functional changes following small intestinal resection in the rat. Clinical Science, London, 1967; 32: DROR, Y.; NIR, I.; NITZAN, Z. The relative growth of internal organs in light and heavy breeds. British Poultry Science, 1977: 18: FERRER, R.; PLANAS, J. M.; DURFORT, M.; MORETO, M. Morphological study of the cecal epithelium of the chicken (Gallus domesticus, Domesticus L.). British Poultry Science, 1991: 32: FULLER, R. Probiotics in man and animals. Journal Applied Bacteriology, 1989; 66: GIBSON, G. R.; ROBERFROID, M. B. Dietary modulation of the human colonic microbiota: Introducing the concept of prebiotics. Journal of Nutrition, 1995; 125: GLEESON, M. D.; DOWLING, R. H.; PETERS, T. S. Biochemical changes in intestinal mucosa after experimental small bowel bypass in the rat. Clinical Science, London, 1972; 43: JOHNSON, L. R.; AURES, D.; YUEN, L. Prostaglandin-induced stimulation of protein synthesis in the gastrointestinal tract. American Journal of Physiology 1969; 217: McBRIDE, B. W.; KELLY, J. M. Energy cost of absorption and metabolism in the ruminant gastrointestinal tract and liver: a review. Journal of Animal Science, 1990; 68: MENGE, H.; ROBINSON, J. W. The relationship between functional and structural alterations in the rat small intestine following proximal resection of varying extent. Research Experimental Medicine, 1978; 173:

16 MURAKAMI, H.; AKIBA, Y.; HORIGUCHI, M. Growth and utilization of nutrients in newly-hatched chicks with or without removal of residual yolk. Growth, Development and Aging 1992; 56: NIR, I.; NITSAN, Z.; MAHAGNA, M. Comparative growth and development of the digestive organs and of some enzymes in broiler and egg type chicks after hatching. British Poultry Science, 1993; 34: NITSAN, Z.; BEN-AURAHAM, G.; ZOREF, Z.; NIR, I. Growth and development of the digestive organs and some enzymes in broiler chicks after hatching. British Poultry Science, 1991; 32: NITSAN, Z.; DUNNUNGTON, E.; SIEGEL, P. Organ growth and digestive enzyme levels to 15 days of age in lines of chickens differing in body weight. Poultry Science, 1991; 70: NOY, Y.; SKLAN, D. Metabolic responses to early nutrution. Journal Applied Poultry Research, 1998; 7: PORUS, R. L. Epithelial hyperplasia following massive small bowel resection in men. Gastroenterology, 1965; 48: RHOADS, J. M.; ARGENZIA, R. A.; CHEN, W. et al. L-glutamine stimulates intestinal cell proliferation and activates mitogen-activated protein kinase. American Journal of Physiology, 1997; 272(Gastrointestinal, Liver Physiology, 35): G RUBIN, D. C.; SWIETLICKI, E. A.; WANG, J. L.; DODSON, B. D.; LEVIN, M. S. Enterocytic gene expression in intestinal adaptation evidence for a specific cellular response. American Journal of Physiology, 1996; 270: G143-G152. SELL, J. L. Physiological limitations and potential for improvement in gastrointestinal tract function of poultry. Journal of Applied Poultry Research, 1996; 5: STEINER, M.; BOUGHES, H. R.; FREEDMAN, L. S.; GRAY, J. J. Effect of starvation on the tissue composition of the small intestine of the rat. American Journal of Physiology, 1968; 215: WILLIAMSON, R. C. N.; BAUER, F. L.; ROSS, J. S.; MALT, R. A. Proximal enterectomy stimulates distal hyperplasia more than by-pass or pancreaticobiliary diversion. Gastroenterology, 1978; 74: WILLIAMSON, R. C. N.; BUCHOLTZ, T. W.; MALT, R. A. Humoral stimulation of cell proliferation in small bowel after transection and resection in rats. Gastroenterology, 1978; 75: YAMAUCHI, K. E.; ISSHIKI, Y. Scanning electron microscopic observations on the intestinal villi in growing White Leghorn and broiler chickens from 1 to 30 days of age. British Poultry Science, 1991; 32: