Embrapa- Meio ambiente. Junho 2013 Jaguariúna

Transcrição

1 Embrapa- Meio ambiente Junho 2013 Jaguariúna

2 Procedimentos em anestesia e eutanásia Dr. Marcelo Asprea Jefe de Bioterio y Cirugía Experimental Hospital de Pediatría Prof Dr. Juan P. Garrahan masprea@hotmail.com

3 Aplicável a qualquer animal sujeito a qualquer procedimento cirúrgico ou experimental que causa dor, a menos que seu use está contraindicado por razões científicas, informados na forma escrita, pelo pesquisador no protocolo científico

4 Considerações Estado de saúde Fêmeas grávidas ou com ninhadas Peso de animais Duração da anestesia: Variável Controle de hipotermia

5 Avaliação pré-anestésica Estado de saúde Doenças respiratória crônica Insuficiência Renal Crônica / Cetoacidose Exame Analise de sangue (vol: 0,6%-0, 8% do peso)

6 Jejum Normalmente desnecessárias Roedores e coelhos não vomitar Se indicado: máximas 6 horas Devem ser evitada a hipoglicemia

7 Jejum (hs) Coelho 0-4 Cobaia 0-1 * Pequenos roedores 0 * tendem a reter alimentos em orofaringe e regurgitar

8 Hipoglicemia Anestesia de > 30 Glicose e cristalóides Via IV. Como alternativa a IP, IO

9 Estabilização Antes da indução anestésica Homeostase: TC, hidratação, VS, Meio interno ml/kg NaCl 0,18 % + Glicose 4% Aquecimento de fluidos

10 Proteção para os olhos Abrir as pálpebras/ Cetamina Secura da córnea e abrasão Lágrimas artificiais (hidroximetilcelulosa)

11 Manejo Métodos estressante Tônus simpático elevado limita o tranqüilizante Prevenir esfola da cauda (rato) Mantenha o quarto sossego

12 Aquecimento / métodos Filme plástico de bolha de ar (sistema airpack) Saco de água quente Lâmpada Manta térmica Soprador de ar quente

13 Preparação cirúrgica Pouca tricotomia Anti-séptico temperado / não-alcoólica Pano de campo Técnica asséptica

14 Complicações Evite exageros: pesagem! Manter a temperatura corporal Depressão respiratória: O2, Doxapram Perda de sangue: técnica cirúrgica Compressão suave de tórax

15 Vias de administração Roedores / comum: IP e SC Via IV é difícil para os seus tamanho Volumes via IM limitado no rato/camundongo: Considere via IO Coelhos :IV, IM, SC, IP, IO

16 Pontos de acesso / injeção parenteral Coelho: SC, IP, IM IV: VMO, safena lat, cefálica, jugular Cobaia: SC, IP, IM IV: VMO, safena lat, pênis dorsal, jugular Rato / Camundongo: SC, IP, IM IV: jugular, lat cauda

17 Pontos de acesso / injeção parenteral Hámster: SC, IP, IM IV: lat Tarso, cefálica, língua, pênis dorsal Chinchila: SC, IP, IM IV: femoral, cefálica, safena lat., veia marginal da orelha, pênis dorsal, lat abdômen, cauda

18 Acesso IV em coelhos Artérias Veias veia marginal da orelha

19 Cateterização de veia lateral da cauda do rato

20 Pré-medicação Útil para reduzir o estresse e facilitar a manipulação

21 Analgesia / sedação Analgesia poderosa Fentanilo* + Droperidol Analgesia moderada Dexmedetomidina**, Xilacina**, Cetamina Nenhuma analgesia Diazepam*, Midazolam*, Acepromacina * Algumas drogas são reversíveis * xilazina e dexmedetomidina podem causar glucosuria e poliúria

22 Pré-medicação em coelho Tranqüilizantes * (mg/kg) Benzodiazepínicos: Diacepan (0,5-5)*, Midazolan (0,2-3)* Fenotiazinas: Acepromazina (0,2-0,75)* Agonistas Alfa-2: Xilazina(1-5)*, Dexmedetomidina (0,001-0,005) * Dissociativa: Cetamina (10-15)*, Tiletamina Pode produzir nefrotoxicidade a doses > 30 mg/kg

23 Pré-medicação em coelho Opióides *(mg/kg) Butorfanol (0,1-0,5) * Buprenorfina (0,01-0,05) * Morfina (1-2.5) * Fentanil (0,002-0,004) *

24 Pré-medicação em coelho Atropina (0,8-1,2 mg/kg) Até 50% de coelhos têm a enzima atropinesterasa

25 Pré-medicação na cobaia (* mg/kg) Secreções densas e abundante : Atropina (0,05)* Tranqüilizantes Benzodiazepínicos: Diacepan, Midazolan (2-5)* Fenotiacinas: Acepromacina (0,5)* Agonistas Alfa-2: Xilacina (5-10)*, Dxmedetomidina (0,005)*

26 Métodos de anestesia Parenteral / TIVA Inalação Loco-regional

27 Anestesia de pequenos roedores Semelhante a outras espécies Anestesia de inalação é a preferida Injeção: IP usual, IM pode ser imprópria

28 Anestesia de injeção (TIVA ) Pequenos roedores Con Cetamina + Dexmedetomidina o Xilacina Con Propofol i.v.

29 Cetamina Não é um bom analgésico em roedores Combinado com bzdps, opioides, agonistas alfa-2

30 Anestesia parenteral em coelho Dose/kg) Anes quirúr(min) Ketamina + Dxmdtmidina IM (25 + 0,005) Ketamina + Xilacina IM (35 + 5) 30 Ketamina + Diacepam IV (10 + 1) 20 Anestesia parenteral na cobaia Dose (mg/k Anestesia(min) Ketamina + Dxmdtmidina IP (40 + 0,005) superficial Ketamina + Xilacina IP ( quirúrgica Ketamina + Diacepam IM ( ) 30 inmediata Fentanilo + Dxmdtmidina IV (0,08 + 0, Propofol IV (hasta 10) 8 (Fentanilo + Droperidol) Pode produzir a auto-mutilação Tiopental ( Não recomendado) IV (hasta 12) 40 Anestésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg) Via Camundongo Rato Cobaia Coelho Fentanilo / Dxmtomidina I - 0,3/0, Ketamina / Diacepam IP 100/5 80/10 100/5 25/5 Ketamina / Xilacina IP 100/10 80/10 40/5 35/5 IM Ketamina / Dxmtomidina IP 75/0,01 75/0,005 40/0,005 25/0,005 IM Tiletamina + Zolazepam IP 80* ** * Imobilização ** Toxicidade renal Analgésicos usados em roedores e coelhos (dose em mg/kg) Duración Via Camundongo Rato Cobaia Coelho Buprenorfina 6-12 SC 0,05-0,1 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05 Butorfanol 2-4 SC ,5-0,8 0,1-0,5 IV Fentanilo min IP 0,01-0,05 0,01-0,03-0,01-0,05 Morfina 4-6 SC Aspirina 6-8 PO Flunixín 12 SC/ IM 2,5 2,5-1 Ibuprofeno 6 PO IM 10 IV Carprofeno SC Meloxicán 24 PO

31 Duração da combinações anestésicas no camundongo (minuto) Analgesia Hipnose Fentanilo + Dxmdtomidina Cetamina + Diacepan Cetamina + Dxmdtomidina Cetamina + Xilacina

32 Reversão anestésica Agonista Antagonista Dose (mg/kg) Benzodiacepinas Flumazenil 1 Buprenorfina Nalbufina 0,01-0,1 Fentanilo Naloxona 0,01-0,1 Agonistas α2 Atipamezol 0,1-1 Yohimbina Anestésico Fentanilo / Dxmedetomidina Antagonista Naloxona / Atipamezol

33 Anestésicos inalatórios Técnica de escolha Isoflurano, Halotano, Sevofluorane Aparelhos de anestesia Controle rápido do plano anestésico Ser suplementado com anestesia injetável

34 Manutenção de anestesia inalação Indução Manutenção Halotano 3%-4% 1%-2% Isoflurano 3%-4% 1,5%-3% Sevofluorane 2,5%-3% 1,5-2% Fluxo de oxigênio 1-3 L/min < 1 L/min dep. tamanho da câmara 250 ml/100 g (sistema T )

35 Câmara de indução para roedores

36 Anestesia de inalação CAM CAM CAM Halotano Isoflurano Sevoflurano Camundongo Rato Coelho Usado depois de anestésicos injetáveis IM o IV o CAM é 20% maior O óxido nitroso pode causar distensão abdominal

37 Indução de inalação em coelhos Apnéia de até 2 minutos Risco de lesão devido a hipóxia e hipercapnia Sedativo aumenta seu efeito Suspender o gás anestésico durante a apnéia, manter a máscara com O2 apenas, colocar novamente quando ele exalar espontaneamente

38 Intubação em roedores Difícil em comparação com espécies maiores Geralmente somente com máscara Ventilação com ventiladores especiais

39 Intubação em coelhos Dificuldade anatômica Pequena abertura oral Língua proeminente Cego (estetoscópio) Utilize gel ou spray de lidocaína

40 Intubação em cobaias Dificuldade anatômica Pequena abertura oral Palatal ostium Secreção profusa Tendência a regurgitação Otoscópio e transiluminação Utilização de mandril Tamanho do tubo: 2,5 mm ou menos

41 Intubação em roedores / equipamentos Espécies Ø Interno Gauge (mm) Camundongo 1 19 Rato Cobaia

42 Intubação de cobaia

43 Sequência de intubação em ratos

44 Recuperação anestésica Saber sobre o efeito e a duração da droga Reversão da droga Uso de preanalgesia

45 Analgesia pós-operatória Promove a recuperação da cirurgia Antes que o animal se recupera Cirurgia de grande porte: Buprenorfina sozinha ou em combinação com AINEs (Carprofeno, Meloxicam, Ketoprofeno) Outras cirurgias: AINEs, dose pode ser repetida em hs PO

46 Cuidados pós-operatórios Area de recuperação: calmo, quente, visível Uso de toalha (ou Vetbed, Drybed) Reduzir o manipulação: reduz o stress Drogas de ação prolongada: evitar

47 Cuidados pós-operatórios Temperatura Inicialmente: 30ºC ( hasta 36ºC) Recuperado: 20-25ºC Seque o pêlo molhado

48 Cuidados pós-operatórios Fluidos SC no final da cirurgia em cobaias Recuperação Fornecer água e comida Fornecer a cama Função gastrointestinal Verificar o consumo de água e alimentos Considere as drogas que promovem a motilidade GI (Metoclopramida, Cisapride) Especialmente em cobaias e coelhos

49 Orientações para o uso de zebrafish -NIH Necessidade de minimizar o sofrimento Adultos, experimentar o sofrimento continua a ser controversa O estabelecimento de orientações que assegurem a eutanásia rápida Não há evidência de cognição (OS) em primeira semana do desenvol. Movimentos embrionários são simples reflexos

50 Orientações para o uso de zebrafish -NIH A primeira semana, as larvas podem responder a estímulos simples Semelhante nos estágios iniciais de embrião de camundongo ( nutrição) Critério de alimentação independente 8 dias após (dpf) para eutanásia 7 dpf tem sinais da doença na ausência de alimentação externa Assim, a primeira semana, o peixe permanecem em um estado imaturo

51 Anestesia de peixe. Procedimento usual para intervenção rápida Menos estressante para os animais Indução rápida Perda do equilibrio natatório Perdem os movimentos das branquias Reflexos táteis podem não ser exibidos Se se observar qualquer reação do animal imergir novamente na solução anestésica em poucos segundos Pode manter o animal com a área do opérculo coberta por um pano molhado (a mesma solução anestésica) para saturar o ar de umidade

52 Pre-Anestesia Como calmante antes da anestesia: fenoxietanol ou óleo de cravo. As dosagens variam de acordo com o que você quer fazer. Como idéia geral não usaria mais de 30% da dose de anestésico para evitar a "defesa" de indução. Após anestesiar imediatamente Anestesia Inalado através de brânquias ou também pelo tegumento a droga dissolvida no meio

53 Por imersão no tanque separado Benzocaína transporte de 10 a 30 ppm; anestesia ppm MS-222 (Metanosulfonato de tricaina) transporte 5-30 ppm anestesia ppm Dose. 1g / 10 litros (100 ppm) Precauções. Tóxico, possível cancerígeno. Use sempre luvas Anestesia aparentemente boa. Indução rápida mas recuperação estressante Não use se você pode usar qualquer um dos dois seguintes

54 Fenoxietanol Dose. 0,6-1ml 1 litro (1:1 000 ou 1000 ppm) Precauções. Use com luvas Boa anestesia geral, mas sim ocorrem variações individuais Sensibilidade altamente variável individual a overdose Recuperação boa da anestesia

55 Essência de Cravo da India (eugenol) Dose. 50 a 100 ppm (5-10 ml / 100 litros) Precauções. Se não tratada com cuidado pode ser anestesiada localmente, lábios, pálpebras, etc. Típico odor muito penetrante. Embora inofensivo é aconselhável usar com luvas Observações e laboratório. Anestesia segura, permitindo que alguns erros em doses elevadas, pode ser usada como um pré-anestésico. Muito boa recuperação. Ele permite anestesia de longa duração. Se dissolve com dificuldade na água, então é bom se preparar antecipadamente, agitar com ar ou diluí-la em etanol no momento da utilização Quando usado diretamente no aquário deve, em seguida, esvaziar todo o aquário para remover todos os vestígios do produto porque é um óleo e permanece na superfície

56 Outros métodos de anestesia Em algumas espécies pode ser injetado no músculo vermelho (pentobarbital), vasos sanguíneos ou cavidades ) No alimento (diazepam) Usando gases nos peixes pulmonados (dipnóicos)

57 Recuperação Se o fluxo no aquário é correto e completo, é melhor recuperar no aquário. Se isso não acontecer você deve colocar em um recipiente similar ao da anestesia com fluxo de água boa para remover rapidamente os restos de anestésico e seus metabólitos. Quando o animal parece recuperar a natação voltar ao aquário de manutenção. Evitando outra manipulação estressante para o animal.

58 Para ter em conta A dose de valores de literatura são média Pode variar com a espécie, tamanho, sexo, estado de saúde, fisiológico e também com o ph, temperatura e oxigênio dissolvido A aeração é necessária tanto no tanque de anestesia e recuperação Saber que plano de anestesia deve ser alcançada para as manobras

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60 Tomar de amostra e inoculação Veia caudal Tome a linha lateral (LL) como referência Introduza a agulha a 45 acima do LL a vértebra Ao toque fazem a tomada ou inocular Agulha de calibre menos de vaso sanguíneo

61 Intramuscular Pode ser feito sob a barbatana dorsal ou entre a linha lateral e dorsal Intraperitoneal Evitar perfurar órgãos internos Injetar na linha média, cranial de barbatanas pélvicas

62 Monitoramento Plano de anestesia Função cardio-pulmonar Temperatura corporal

63 Valores fisiológicos em coelhos e roedores Camund Rato Cobaia Coelho Peso (gr) Tº (ºC) F.R F.C

64 Monitoramento do plano anestésico Reflexos são gradualmente perdidos: Estação Pálpebra / córnea Deglutição Aperto de pé Aperto da cauda Aperto da orelha (coelhos, cobaia) Reflexos do pé, a cauda ou a orelha são abolidos em planos cirúrgicos de anestesia (profundidade)

65 Monitorização cardiopulmonar Objectivo Prevenir a bradicardia, hipotensão, hipóxia, hipercapnia Monitoramento de sinais clínicos Espécies maiores Padrão ventilatório ouvir / sentir o peito, mucoso,t.ll.c, qualidade do pulso Temperatura das extremidades Espécies menores Difícil avaliar a qualidade do pulso ou ao ouvir o peito

66 Monitores ECG, P.A., oximetria de pulso, capnografia, ventilação Confirmar o bom funcionamento ECG: Eles devem detectar sinais fracos e altas freqüências (Coelhos 350 bpm, camundongos 600 bpm)

67 Limite máximo de freqüência cardíaca em monitores Uso em medicina humana (maior parte):250 ppm Uso em medicina veterinária: 350 ppm Específico (recente):até 999 ppm Altas freqüências podem ser determinadas em fitas

68 Saturação de O2 Hipoxemia < 90%-92% Colocação de sensor língua, lábio, orelha, dedos, extremidade distal, flanco, base da cauda, reto Não pressione o sensor

69 Oximetria de pulso (Saturação de O2) Sinais melhoradas em tecidos com hipoperfusão Limite máximo de freqüência: 250 bpm

70 Capnografia Fluxo de sucção:150 ml/min, +/- 20 Freqüência respiratória: Rango bpm Fluxo lateral (side port) O fluxo deve ser adaptado ao volume minuto ( normalmente ml/min; camundongo deve ser 5 ml/min: EQUIPAS ESPECIAIS) Em paciente intubados ou não Fluxo principal (main port) A sonda encontra-se no tubo endotraqueal sem ter um excessivo espaço morto. Só em coelhos e cobaias

71 Microcapnografia Em animais com um peso de até 50 g Fluxos de sucção muito baixos (5-20ml/min.) Alto custo CI240 monitor Columbus Instruments

72 Eutanásia

73 Eutanásia pode conceituada como a conduta na qual se busca abreviar a vida de um ser vivo, como o mínimo possível de dor e sofrimento

74 Condições Atender a legislação vigente Aprovado por uma CEUA Normativas reconhecidas ( AVMA/ FELASA Guidelines for the Euthanasia of Animals ) Suporte veterinário Treinamento da equipe Biossegurança Basear-se sempre no princípio dos 3Rs (Russel & Burch, 1959)

75 Considerações Éticas Os animais são seres sencientes, portanto, capazes de sentir, interpretar e responder a estímulos dolorosos e ao sofrimento. Estabelecer diretrizes e normas que garantam o atendimento aos princípios de bem-estar animal e respeito aos parâmetros éticos

76 Indicação da Eutanásia Nos casos em que doenças ou injúrias sejam irreversíveis Fornecimento de sangue ou outras amostras (com um propósito científico) Quando os níveis de dor, estresse e sofrimento excedem os níveis tolerados (endpoint) Ao fim de experimentos

77 Critérios de Escolha do Método Espécie animal utilizada Estado fisiológico Idade Meio de imobilização/contenção disponível Número de animais a serem submetidos à eutanásia Não interferir no método já padronizado das pesquisas Custo

78 Características Desejáveis Método humanitário Indolor Rápido Fármacos que tornem o procedimento de eutanásia tranquilo e isento de excitações

79 Características Indesejáveis Métodos cruentos Causar dor e desconforto ( ATAQUES / ESCAPE / SALIVAÇÃO / DESCARGA DE SACOS ANAIS / TAQUICARDIA ) Que podem causar asfixia Uso isolado de miorrelaxantes de ação central ou periféricos Empregar métodos de eutanásia considerados agressivos para quem está executando ou auxiliando o procedimento

80 Métodos de Eutanásia Agentes Injetáveis Induzem à morte rapidamente Em algumas situações: apenas uma única substância Desvantagem: a maioria dos fármacos são controlados, o que torna sua aquisição mais difícil Administração: Via IV (preferencial) ou IP

81 Métodos de Eutanásia Barbitúricos São amplamente utilizadas e aceitas Método rápido Baixo custo Dose para eutanásia: 3-5x a dose anestésica Recomenda-se o uso de uma MPA (xilazina, diazepam, acepromazina, etc.) antes da eutanásia

82 Métodos de Eutanásia Pentobarbital Sódico (dose mg/kg) Rato 200 Coelho 150 Hamster 250 Cobaia 200 Camundongo 200

83 Tiopental Sódico (dose mg/kg) Rato 150 Coelho 150 Camundongo 200

84 Cloridrato de Cetamina Somente se administrada em associação com MPA (xilazina e benzodiazepínicos) Hidrato de Cloral (Sedativo hipnótico) Não possui efeito analgésico Pode ser utilizado para eutanásia de grandes animais (Administração exclusiva por via IV) Animal deve estar anestesiado

85 Anestésicos Inalatórios Halotano, Enfluorano e Isoflurano, deprimem o sistema respiratório e cardiovascular Indicado para animais de pequeno porte, quando a aplicação da via IV é difícil

86 Anestésicos Inalatórios Coelhos: reagem adversamente (excitação) Répteis, anfíbios: capacidade de entrar em apnéia (maior tempo de indução anestésica) Neonatos: resistente à hipóxia (maior tempo para que venham a óbito)

87 Anestésicos Inalatórios Cuidado com a segurança dos operadores (efeito hepatotóxico dos agentes inalatórios) Exige-se o uso prévio de medicação tranquilizante, para evitar a excitação (estágio II da anestesia)

88 Dióxido de carbono Barato, não inflamável, não explosivo e seguro para o operador Utilizar 70% de CO2 em ar Método rápido pela depressão do SNC Não recomendado em neonatos e pintainhos

89 Dióxido de carbono O uso do CO2 para eutanásia tem suscitado controvérsias quanto ao sofrimento dos animais. A dificuldade de padronização do método limita bastante seu uso. Portanto, sua utilização deve ser restrita a situações controladas e na total impossibilidade de métodos mais seguros

90 Imersão (peixes e anfíbios) Administração de doses elevadas de anestésicos Metanossulfonato de tricaína/ MS222 Benzocaína (baixo custo e segurança) Ethanol 95% Isofluorane, Sevofluorane 2-fenoxietanol mg/l > 250 mg/l ml/l > de 5-20 ml/l 0,3-0,4 mg/l

91 Directrizes eutanásia no Zebra fish No zebrafish 8dpf Imersão em água com gelo em 10 minutos Overdose de tricaína metano sulfonato (MS222, 200 a 300 mg / l) por imersão prolongada 10 minutos, após a cessação do movimento Anestesia con tricaína sulfonato de metano (MS222, 168 mg / l) e congelação rápida nitrogênio liquido Decapitação com uma faca afiada por uma pessoa qualificada (se o seu uso exigido pelo projeto ) En el pez cebra 4-7dpf y embriones 3dpf Imobilização por imersão em água com gelo por 20 minutos para assegurar a morte por hipóxia A adição de uma solução de lixivia (hipoclorito de sódio para o 6,15%) por 5 minutos O método de água de gelo não deve ser extrapolado para outras espécies aquáticas

92 Deslocamento cervical Perda de sensibilidade devido ao rompimento da medula espinhal e morte Somente utilizado quando a adoção de outros método invalidam o resultado final Empregado apenas em roedores < 150g Não utilizar a técnica pra cobaias e hamsters Roedores maiores deverão ser sedados

93 Decapitação Utilizar guilhotina O material coletado geralmente apresenta-se contaminado por secreções salivares e respiratórias NÃO FAÇA EM PRESENÇA DE OUTRO ANIMAIS VIVOS

94 Inserir a agulha na região ventral linha alba ao nível das barbatanas peitorais Exsanguinação Realizada pela punção cardíaca ou de vasos sanguíneos de grande calibre Ideal para obtenção de soro hiperimune de roedores e coelhos Os animais deverão estar obrigatoriamente anestesiados Punción cardíaca

95 Congelamento rápido Congelamento em nitrogênio líquido Somente utilizados para fetos (até 4g)

96 Métodos Inaceitáceis Embolia gasosa Traumatismo craniano Incineração Hidrato de cloral para pequenos animais (dose dependente) Clorofórmio ou éter Descompressão Afogamento Exsanguinação

97 Métodos Inaceitáceis Imersão em formol ou qualquer outra substância fixadora Uso isolado de bloqueadores neuromusculares, cloreto de potássio ou sulfato de magnésio Qualquer tipo de substância tóxica, natural ou sintética, que possa causar sofrimento ao animal e/ou demandar tempo excessivo para morte Atordoamento elétrico sem anestesia prévia

98 Confirmação da Morte/ Parâmetros Ausência de movimentos torácicos e sinais de respiração Perda da coloração das membranas mucosas Ausência de batimentos cardíacos e pulso Perda do brilho e umidade das córneas Perda do reflexo corneal e em geral Rigor mortis

99 O refinamento dos cuidados e do uso de animais de laboratório deve ser um processo contínuo Os procedimentos de eutanásia devem ser revistos quando novas informações estiverem disponíveis É essencial que os usuários mantenham-se atualizados em relação ao progresso científico relativo a este tema

100 Dor, anestesia, analgesia AWIC Animalpain www. vet. ed. ac. uk / animalpain CCAC ILAR Lab animal htpp://

101 Eutanásia Felasa AVMA Anzccart AHC NHI