GUIA DE ANESTESIA E ANALGESIA PARA RATOS E CAMUNDONGOS.

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1 GUIA DE ANESTESIA E ANALGESIA PARA RATOS E CAMUNDONGOS. 2016

2 SUMÁRIO INTRODUÇÃO Considerações Pré-anestésicas Anestesia Anestesia injetável Anestesia Inalatória Anestesia Local Analgesia Recuperação Anestésica REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

3 INTRODUÇÃO O objetivo deste guia é promover por meio de literatura especializada na área da Ciência de Animais de Laboratório, informações que promovam o bem-estar animal e a qualidade da pesquisa por meio de orientações gerais sobre o uso de anestésicos e analgésicos que atendam os protocolos de pesquisa e assegurem conforto aos animais. Conforme a Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais em Atividades de Ensino ou Pesquisa Científica - DBCA (2), pesquisadores e professores são responsáveis por todas as questões relacionadas ao bem-estar dos animais utilizados em ensino e pesquisa e devem agir de acordo com as exigências desta diretriz. Essa responsabilidade se inicia quando os animais são alocados em um biotério de experimentação para uso em um projeto e se finaliza com o término do mesmo. O papel do médicoveterinário é orientar, promover e assegurar conforto e saúde aos animais em todos os seus aspectos éticos e legais. Procedimentos cirúrgicos ou que induzam dor devem ser realizados por meio de protocolos anestésicos adequados e de correto planejamento cirúrgico (pré, trans e pós-operatório). Pesquisadores que realizam cirurgias devem possuir treinamento específico para que as técnicas propostas sejam executadas corretamente, garantindo menor tempo cirúrgico e menos complicações trans e pós-operatórias. A seleção do protocolo anestésico e analgésico é de grande interesse tanto para o animal, quanto para o pesquisador e dependerá de muitos fatores, tais como: espécie, idade, linhagem, tipo e nível de dor, efeitos prováveis de um agente em particular em órgãos específicos ou sistemas, natureza e duração da cirurgia ou procedimento que induza dor, etc. (8). Lembre-se que a dor e o desconforto (distress) não são avaliados facilmente em pequenos roedores e, portanto, todos os pesquisadores devem considerar que animais sentem dor de forma similar a humanos, a não ser que haja evidência científica do contrário (1,2,8). Segundo a DBCA, o período pós-operatório deve obrigatoriamente proporcionar conforto e analgesia para o animal sempre que a dor não for o escopo do protocolo experimental. Deve-se dar atenção à hidratação, alimentação, higiene, temperatura e ao controle de infecções. Se um animal apresentar sinais clínicos compatíveis com dor intensa e resistente a tratamento analgésico prescrito pelo médico veterinário ele deverá ser submetido à eutanásia. Para as cirurgias em que não houver recuperação, o animal deve permanecer anestesiado até a eutanásia (ponto final experimental). 3

4 1. Considerações Pré-anestésicas O planejamento geral de um protocolo anestésico baseia-se nos recursos disponíveis, no treinamento das pessoas envolvidas, no monitoramento constante dos animais durante todo o procedimento e, principalmente, na condição clínica dos animais. Para reduzir o risco anestésico e prevenir complicações na recuperação é fundamental que os animais sejam previamente avaliados clinicamente para averiguar seu estado de saúde. O acompanhamento regular dos roedores no projeto de pesquisa permite a familiarização com os padrões normais da espécie. Isso torna a avaliação clínica mais eficiente e permite detectar de forma precoce alterações nos animais. Na tabela 1 estão sumarizados os principais parâmetros fisiológicos de ratos e camundongos. Tabela 1 Parâmetros fisiológicos do rato e do camundongo 9. Parâmetro Rato Camundongo Peso corporal (adulto) (g) Temperatura corporal ( C) 35,9-37,5 36,5 38 Frequência respiratória (mov.min -1 ) Frequência cardíaca (bat.min -1 ) Consumo alimentar 5-6g/100g de peso vivo/dia* 12-18g/100g de peso vivo/dia Necessidade hídrica ml/100g de peso vivo/dia 15 ml/100g de peso vivo/dia *O consumo alimentar em ratos varia drasticamente entre as linhagens e colônias. Fonte: HANKENSON (2013). Aqueles animais que são transportados entre biotérios devem aclimatar no novo alojamento por um período mínimo de 72h a fim de reduzir o estresse do transporte e do novo ambiente (4). Outros cuidados pré-anestésicos importantes incluem a não realização de jejum sólido e hídrico (roedores não vomitam) e o cálculo adequado da dose e do volume dos fármacos a serem administrados em relação ao peso corporal de cada animal (4,5). É importante fornecer uma fonte de aquecimento desde a indução anestésica até a recuperação, pois os roedores possuem grande superfície corporal em relação à sua massa, perdendo calor rapidamente (4). Bolsas e/ou colchões térmicos, bem como lâmpadas incandescentes a uma distância segura podem ser utilizados como fontes de calor, mas tenha atenção para evitar queimaduras no animal. 4

5 2. Anestesia A anestesia consiste na perda parcial ou total dos reflexos sensoriais e motores. A dose e a duração do efeito esperado dos anestésicos variam conforme a linhagem dos roedores, a via de administração, a idade, o sexo, o peso, o temperamento, a associação entre fármacos, as características de cada substância empregada e o estado de saúde dos animais (4). Os pesquisadores devem estar aptos a verificar o plano anestésico de cada animal para evitar sub ou sobredosagem anestésica (4). A medicação pré-anestésica (MPA), embora amplamente utilizada em outras espécies, em pequenos roedores é pouco frequente. Ela consiste na administração de analgésicos, sedativos, anestésicos, etc. antes da indução anestésica e seus objetivos principais são: facilitar o manuseio do animal, promover indução e recuperação anestésica suave, reduzir a dose do anestésico geral e fornecer analgesia no trans-operatório (Tabela 9). Na tabela 2 estão listados alguns fármacos sedativos e anestésicos utilizados como MPA, bem como as doses para cada espécie. Após a aplicação da MPA o animal deve ser mantido em ambiente silencioso, calmo, com baixa luminosidade, controle de temperatura e mínima circulação de pessoas. Tenha em mente que ruídos, movimentações e odores retardam os efeitos da MPA. Por isso, mantenha, preferencialmente, o animal sozinho, aquecido e em gaiola limpa - mas com uma pequena quantidade da maravalha da gaiola de origem. Tais recomendações em relação ao ambiente e à circulação de pessoas se aplicam aqueles animais que não receberem MPA e forem anestesiados diretamente. Tabela 2 Dose de medicações pré-anestésicas para ratos e camundongos 5. Fármaco Rato Camundongo Acepromazina 4,5,6 2,5mg/kg IP/IM 2,5mg/kg IP/IM Atropina 4,5 0,05 mg/kg IP/SC 0,04 mg/kg IP/SC Cetamina 4,5,9,10, mg/kg IP mg/kg IP Diazepam 4,5,6 2,5-5mg/kg IP 2,5-5mg/kg IP Midazolam 4,5,6 5mg/kg IP 5mg/kg IP Medetomidina 4, µg/kg SC, IP µg/kg SC, IP Xilazina 4,5,9,10,11 1-5mg/kg IP/IM 5-10mg/kg IP/IM IM: intramuscular, IP: intraperitoneal, SC: subcutâneo. NOTA: Dentre os fármacos ou medidas de suporte utilizadas durante a manutenção da anestesia cirúrgica (fluidoterapia, oxigenoterapia, etc.) estão o uso de bloqueadores neuromusculares (Pancurônio, Vencurônio, Atracúrio). Os bloqueadores neuromusculares em animais são utilizados SOMENTE sob anestesia geral e por profissional habilitado, pois é indispensável a intubação orotraqueal, a respiração assistida e o monitoramento contínuo do roedor por meio de monitor multiparamétrico (4). A imobilização de um animal apenas com agente bloqueador neuromuscular é INACEITÁVEL, pois o bloqueador não possui efeito sedativo ou analgésico (4). O uso de agentes bloqueadores neuromusculares não permite que critérios de monitoramento usuais, como padrão respiratório, reflexo flexor e corneal sejam utilizados. 5

6 2.1 Anestesia injetável Anestésicos injetáveis são amplamente utilizados em animais de laboratório, por uma série de razões, como a facilidade na administração, menos riscos ocupacionais aos pesquisadores, facilidade na manutenção de vários animais anestesiados ao mesmo tempo e quando não há equipamento específico e/ou operador treinado em anestesia inalatória (4,5). Eles também são indicados em pequenos roedores quando o fornecimento da anestesia inalatória por meio de máscara e/ou tubo endotraqueal interfira no campo operatório (ex.: cirurgia oral). Dentre as limitações associadas ao uso de anestésicos injetáveis está a menor capacidade de ajuste do plano anestésico, a necessidade de pesagem de cada animal para cálculo do anestésico e ao fato de aplicações sucessivas de anestésicos injetáveis usualmente estarem associadas a um período de recuperação mais prolongado (4,5). As vias de administração utilizadas nos procedimentos de anestesia injetável em pequenos roedores são: intraperitoneal (IP), intramuscular (IM), intravenosa (IV) e subcutânea (SC). NOTA: É crucial pesar os animais para calcular o volume a ser administrado, evitando sub ou sobredosagem. A via de administração intraperitoneal é a mais comumente utilizada, devido à fácil execução e a algumas substâncias serem irritativas pelas vias intramuscular e subcutânea. Por exemplo, a Cetamina, um anestésico dissociativo, pode causar necrose tecidual quando aplicada pela via intramuscular, mas é utilizada corriqueiramente pela via intraperitoneal sem maiores complicações. As agulhas recomendadas para os ratos e os camundongos são as de calibre 22-26G e o local indicado para a aplicação é o quadrante abdominal inferior direito do animal É importante conferir que a agulha tenha o comprimento necessário para atravessar toda espessura da parede abdominal e penetrar, efetivamente, na cavidade abdominal (11). A via intramuscular sempre que possível deve ser evitada devido à massa muscular de ratos e camundongos ser pequena e, portanto, propiciar o desenvolvimento de lesões nervosas e atrofia muscular após injeções (5,11). Os locais comumente utilizados para aplicação intramuscular são os músculos posteriores da coxa e a musculatura paravertebral. Agulhas de pequeno calibre 26 a 30G são recomendadas. Substâncias irritantes devem ser diluídas em solução fisiológica 0,9% na proporção 1:1 ou 1:10 (11). A via intravenosa não é utilizada usualmente em pequenos roedores devido à dificuldade de acesso venoso e ao número e tamanho limitado de veias periféricas. A veia de mais fácil acesso é a veia lateral da cauda. Devido à necessidade de contenção, essa via não deve ser utilizada para indução 6

7 anestésica, entretanto após a anestesia do animal, esse acesso pode ser realizado para administração de outras substâncias durante o procedimento (6). A via subcutânea é normalmente empregada para administração de analgésicos, anti-inflamatórios e para reposição de fluidos de forma lenta. Em pequenos roedores é de fácil execução, desde que o animal esteja contido corretamente. O dorso do animal é o local de eleição para essa via devido ao excesso de pele. Naturalmente ao conter o animal pelo método da prega cutânea dorsal ocorrerá a formação de pregas na nuca e na região lombossacra. As agulhas recomendadas variam de 26G a 30G para camundongos e 23G a 26G para ratos. Na Tabela 3 estão descritas as vias e os volumes máximos administrados em ratos e camundongos de acordo com o peso. Atente-se para o fato de que os volumes estão demonstrados por quilo de peso animal, logo você deve realizar uma regra de três para ajustar o volume à massa corporal do roedor. Por exemplo, um rato com massa corporal de 300 gramas, deverá receber por via intraperitoneal no máximo 3 ml. Na Tabela 4 estão sumarizados os principais fármacos utilizados na rotina anestésica de animais de laboratório, bem como a dose e o tempo médio de duração da associação proposta. Tabela 3 Volume máximo a ser administrado em ratos e camundongos de acordo com o peso do animal e a via utilizada. Via Volume Nota Intraperitoneal (IP) 10 ml / Kg Aplicação no quadrante abdominal inferior direito do Subcutânea (SC) 5 ml / Kg / sítio de aplicação - Intramuscular (IM) Intravenosa (IV) 0,05 ml/kg / sítio de aplicação 5 ml/kg (bolus) animal. - Soluções aquecidas ou a temperatura ambiente. O volume deve sempre ser aplicado lentamente ( 3 min.) e não exceder 10% do volume de sangue circulante. Fonte: Adaptado de HANKENSON (2013). 7

8 Tabela 4 Doses de fármacos anestésicos injetáveis para ratos e camundongos 4,5. Fármaco Dose RATO Dose CAMUNDONGO Tempo de Duração Indicação /Comentários Recomendada para anestesia cirúrgica em pequenos Cetamina + Xilazina* mg/kg (C) mg/kg (X) IP mg/kg (C) mg/kg (X) IP minutos duração. Suplementação com 1/3 da dose de Cetamina. roedores. Essa associação gera hiperglicemia decorrente do aumento da produção hepática e da redução dos níveis de insulina. Promove aumento da pressão intraocular e redução da motilidade gastrointestinal. Recomendada para pequenos procedimentos que requeiram anestesia leve ou imobilização (ex. coleta de sangue). Cetamina + Diazepam* 75mg/kg (C) + 5mg/kg (D) IP 100mg/kg (C) + 5mg/kg (D) IP minutos de anestesia leve. Mínima depressão respiratória e cardiovascular. Hiperacusia (sensibilidade exacerbada a estímulo sonoro) pode ocorrer com baixa dose de quetamina (40mg/Kg) associada a diazepam (5mg/Kg). Antagonista do diazepam: Flumazenil. Recomendada para pequenos procedimentos que requeiram Cetamina + 75mg/kg (C) + 5mg/kg 75mg/kg (C) + 5 mg/kg minutos de anestesia anestesia leve ou imobilização. Mínima depressão Midazolam* (M) IP (M) IP leve. respiratória e cardiovascular. Antagonista do midazolam: Flumazenil. Cetamina + Xilazina+ Acepromazina* 40mg/kg (C) + 2,5mg/kg (X) + 0,75mg/kg (A) IP mg/kg (C) mg/kg (X) + 1-3mg/kg (A) IP 25 minutos de anestesia. Anestesia cirúrgica 5. Adicionar analgésico ao protocolo Cetamina+ Xilazina + Midazolam 75mg/kg (C) + 3mg/kg(X) 3mg/kg (M) 75mg/kg (C) + 3mg/kg(X) 3mg/kg (M) de anestesia cirúrgica. Imobilização / anestesia leve 8

9 Fármaco Dose RATO Dose CAMUNDONGO Tempo de Duração Anestésica (min) Indicação /Comentários Potente indutor do sistema enzimático microssomal Pentobarbital* 20-40mg/kg IV 40-60/kg IP 20-40mg/kg IV 40-60/kg IP 45 minutos de anestesia cirúrgica. hepático. Hiperexcitabilidade e hiperalgesia na indução e recuperação anestésica. Não disponível comercialmente no Brasil. Propofol 10 mg/kg IV 26mg/kg IV 5 minutos Anestesia cirúrgica. Pode ser usada em infusão contínua. Tiopental* 20-40mg/kg IV 20-40mg/kg IV 5 10 minutos de anestesia. Recomendável administrar em associação com anestésico local pela via IP em cirurgias terminais. Produz aumento da frequência cardíaca (depressão vagal) e depressão respiratória; pobre ação miorrelaxante, ausência de analgesia e é irritante pela via IP. Fármaco amplamente utilizado para realização de eutanásia em associação à Lidocaína pela via IP. Tiletamina + Zolazepam 8 * 20-40mg/kg IP minutos de anestesia leve. Observar que a dose é referente à mistura vendida. O uso isolado da associação não é recomendada para camundongos. Indicada para contenção química de ratos. *Idealmente adicionar um analgésico a esse protocolo 9

10 2.2 Anestesia Inalatória Nesta modalidade de anestesia o agente anestésico é inalado pelo animal, normalmente, por meio de uma câmara de inalação ou máscara facial. Entre as vantagens da anestesia inalatória quando comparada aos anestésicos injetáveis estão: o maior controle do plano anestésico, o mínimo metabolismo hepático e renal e um despertar rápido e tranquilo da anestesia (5). Como desvantagens há a necessidade de equipamento específico, de monitoramento do plano anestésico constantemente, de exaustão adequada da sala de anestesia e de pessoal habilitado (4). Como citado existem dois métodos de indução anestésica com agentes inalatórios para roedores. O primeiro é através do uso de algodão embebido de anestésico dentro de uma câmara de inalação transparente. Neste método a concentração de anestésico oferecida ao animal não é conhecida e nem controlada, desse modo o plano anestésico do animal é baseado na inspeção do animal através da câmara de inalação. A outra opção é a utilização de máscara facial ou câmara de indução conectada a um vaporizador calibrado onde a quantidade do anestésico administrado é conhecida. Em ambos os métodos é importante haver um sistema de exaustão adequado na sala para minimizar a exposição do pesquisador aos anestésicos e riscos ocupacionais que esta exposição acarreta (4,5). Uma vez o animal induzido e/ou anestesiado ele deve ser retirado da caixa e mantido anestesiado obrigatoriamente mediante o uso de máscara e/ou tubo traqueal conectado ao aparelho de anestesia inalatória (4). A intubação orotraqueal não é rotineiramente empregada em procedimentos cirúrgicos envolvendo pequenos roedores, somente em casos específicos como em cirurgias intratorácicas. Na Tabela 5 estão citados os principais agentes inalatórios utilizados em animais de laboratório. Tabela 5 Anestésicos inalatórios utilizados em pequenos roedores 3,4,5,7,10,12. Fármaco Dose RATO Dose CAMUNDONGO Tempo de Duração Indicação /Comentários Isoflurano* 3-4% indução 1-2% manutenção 7 3-4% indução 1-2% manutenção 7 Recuperação rápida após o término do fornecimento. Mantém funções cardiovasculares melhor que outros agentes inalatórios 4 Ideal para experimentos toxicológicos, devido à baixa metabolização hepática e renal 4. Halotano* 3-4% indução 1-2% manutenção 7 3-4% indução 1-2% manutenção 7 Recuperação rápida após o término do fornecimento. Produz mais efeitos cardiopulmonares quando comparado a outros agentes inalatórios 4. *Adicionar um analgésico conforme o nível de dor esperado 10

11 2.3 Anestesia Local Os fármacos com ação anestésica local (Tabela 6) reduzem a percepção dolorosa no sítio (bloqueio local) ou na região (bloqueio regional) da intervenção cirúrgica. Em pequenos roedores sua utilização é associada aos fármacos que promovam anestesia geral ou sedação intensa (4). O uso de anestésico local reduz a dose do anestésico geral diminuindo o risco de óbito cirúrgico e melhorando o controle da dor no trans e pós-operatório. Tabela 6- Anestésicos locais mais utilizados em pequenos roedores 3,4,5,7,10,12. Fármaco Dosagem ROEDORES Tempo de Duração Indicação /Comentários Apresentam boa penetração tecidual. Cloridrato de lidocaína 1-3 mg/kg (não exceder 7mg/Kg), diluir a 0,5% Rápido início de ação, porém curta duração (< 60 minutos) Também é utilizado em mucosas e a solução é estável à temperatura ambiente. A utilização de lidocaína com vasoconstritor em pequenos roedores não é recomendada. Cloridrato de bupivacaína 1-2 mg/kg (não exceder 5mg/Kg) Início de ação lento (> 30 minutos), mas longa duração (até 6 horas) Estável a temperatura ambiente e é cerca de 4 vezes mais potente que a lidocaína. 11

12 3. Analgesia Melhorar o controle da dor é um importante objetivo no uso de animais de laboratório (4). Segundo o item da Diretriz Brasileira para o Cuidado e a Utilização de Animais para Fins Científicos e Didáticos, pesquisadores e professores devem considerar que animais sentem dor de forma similar a humanos. Decisões relacionadas ao bem-estar dos animais devem ser baseadas nessa premissa. Pesquisadores, professores, alunos e técnicos devem prever, avaliar e tomar todas as medidas possíveis para evitar ou minimizar a dor e o desconforto (distress) dos animais durante o curso do projeto. O processo doloroso não tratado aumenta a secreção de catecolaminas, provoca baixa de imunidade e estresse, os quais adicionam uma nova variável ao experimento (9,11), podendo alterar os parâmetros fisiológicos e influenciar na coleta de dados. Por isso, o alívio da dor é de grande interesse tanto do animal quanto do pesquisador (4,5,6). Para promover uma analgesia efetiva, é essencial identificar a dor, saber quando ela ocorre, qual sua duração e como ela responde à terapia analgésica, bem como as vantagens e desvantagens dos diferentes métodos de controle da dor (5). O protocolo anestésico pode incluir um ou mais fármacos analgésicos (analgesia multimodal), de acordo com o procedimento que será realizado. Esta escolha é baseada no grau de severidade do procedimento. A analgesia multimodal é o tratamento da dor através de diferentes analgésicos, objetivando uma analgesia mais efetiva. A dor pós-operatória surge da ativação de múltiplas vias, mecanismos e sistemas de transmissão, por isso a administração de uma única classe de analgésico pode falhar na supressão e no controle de todos os mecanismos envolvidos na condição dolorosa, ainda que altas doses sejam utilizadas. A analgesia preemptiva, por sua vez visa bloquear ou reduzir a dor subsequente a estímulos dolorosos, pois evita o estabelecimento da sensibilização central pela incisão cirúrgica e pelo processo inflamatório pós-operatório. Os diferentes fármacos com ação analgésica, como opióides (morfina, buprenorfina, tramadol, etc.), inibidores NMDA (cetamina, dextrometorfano, etc.), anti-inflamatórios nãoesteroidais (meloxicam, cetoprofeno, flunixin, etc.) e anestésicos locais (lidocaína, bupivacaína, etc.), são administrados no período pré-operatório, para auxiliar no controle da dor pós-operatória de forma mais eficaz (3,5,11,12). O controle da dor no pós-operatório continua sendo importante e será mais fácil de ser manejado naqueles animais que receberam analgesia preemptiva. (5). 12

13 A Tabela 7 lista os procedimentos conforme a intensidade do estímulo doloroso e sugere protocolos analgésicos para cada nível de dor esperada. Além disso, está disponível no site da Comissão de Ética para Uso de Animais desta Universidade o grau de severidade de procedimentos envolvendo animais em pesquisa ( Tabela 7- Exemplos de procedimentos realizados em roedores, classificação conforme o estimulo doloroso causado e sugestão de protocolo analgésico a ser adotado associado à anestesia geral. Em caso de dúvida fazer analogia a escala de dor humana (3). Dor leve a moderada Dor Moderada Dor moderada a severa Colocação de cateter vascular Colocação de brinco Implantação superficial de tumor Procedimentos Oculares Injeções múltiplas Anestesia local associada à AINEs (carprofeno ou meloxicam) ou a buprenorfina. Laparotomia Tireoidectomia Cesariana Transferência de embrião Hipofisectomia Timectomia Acesso à veia porta Colocação de bomba osmótica Colocação de implante intracerebral Modelos com indução de tumores Anestesia local associada à AINEs (carprofeno ou meloxicam) e a buprenorfina / tramadol. Laparatomia exploratória Toracotomia Transplante de Órgãos Procedimentos na coluna vertebral Procedimentos de Queimadura Modelos de trauma Procedimentos Ortopédicos Ligação do ceco e punção Modelos com indução de tumores invasivos. Transplante de órgão com rejeição. Anestesia local associada à AINEs (carprofeno ou meloxicam) e a opióides (morfina / tramadol / buprenorfina). A analgesia é necessária por no mínimo três dias consecutivos. Algumas vezes mesmo adotando os protocolos de dor para o grau de severidade do procedimento experimental, alguns animais podem apresentar alterações sugestivas de dor nos dias seguintes após a cirurgia. Na tabela 8 estão sumarizados alguns sinais clínicos que podem indicar dor em roedores. No site está disponibilizada uma 13

14 escala de reconhecimento facial para avaliação da dor que pode ser utilizada como subsídio para o reconhecimento da dor em ratos. Tabela 8- Sinais clínicos que podem indicar dor em roedores SINAL DESCRIÇÃO APARÊNCIA ANORMAL ALTERAÇÃO COMPORTAMENTAL PROTEÇÃO AUTO-MUTILAÇÃO VOCALIZAÇÃO MUDANÇAS NO COMPORTAMENTO DA ESPÉCIE Pelo bagunçado, piloereção (pelos arrepiados), cifose vertebral (postura arqueada ), cromodacriorreia (secreção avermelhada ao redor dos olhos e narinas). Diminuição do comportamento exploratório (padrão motor) e do consumo de alimento e ingestão de água (padrão alimentar). Alteração postural para evitar que a região do corpo que dói seja manipulada ou toque a caixa de alojamento. Cuidado excessivo com alguma região do corpo (lambedura, mordidas, coceiras, etc.) Quando a área de algia (dolorosa) é manipulada / palpada. Caminhar com a cauda ereta (camundongos), cifose vertebral, espasmos e/ou contrações musculares, agressividade, letargia, ansiedade. Fonte: PATRICK & VILLANO (2013). A frequência de observação dos animais normalmente será determinada pelo grau de invasividade da manipulação e deve ser realizada de tal forma que a dor e/ou desconforto dos animais possam ser detectados precocemente. Cinco minutos de observação para cada animal, parece ser o tempo mínimo para a identificação de comportamentos dolorosos (8). Uma vez identificados sinais condizentes com dor e/ou desconforto o pesquisador deve agir imediatamente. Os anti-inflamatórios não esteroidais (AINEs) e os opióides são os principais grupos de fármacos utilizados de forma rotineira para controle da dor. Os AINEs são efetivos para o tratamento de dor leve a moderada. Estas substâncias agem inibindo a produção enzimática de prostaglandinas, mediadores celulares liberados em reposta à lesão tecidual, que afetam os nociceptores. A metabolização desses fármacos é hepática e renal (5). Entre os efeitos adversos do uso estão: aumento do tempo de coagulação (9), distúrbio gastrointestinal e nefrotoxicidade. Esses efeitos são mais comuns quando a medicação é utilizada por mais de três dias consecutivos (5). Opióides como a morfina, meperidina, butorfanol, buprenorfina, pentazocina e fentanil agem ligando-se aos receptores do córtex e da medula espinhal. São imprescindíveis para o tratamento de dor 14

15 moderada a severa sendo associados a AINEs. Como efeitos adversos dos opióides podemos citar sonolência, redução da motilidade gastrointestinal, náusea, depressão respiratória (1). Cabe ressaltar que esses efeitos são raros em pacientes que estão em processo doloroso. Nas Tabelas 9 e 10 estão listados, respectivamente, os principais AINES e opióides utilizados em ratos e camundongos, bem como a dose, a via e os intervalos de administração. Tabela 9 Dose de fármacos anti-inflamatórios para ratos e camundongos 3,4,5,7,10,12. Fármaco Dose /Via de administração RATO Dose/ Via de administração CAMUNDONGO Intervalo de administração Aspirina 100 mg/kg VO 120 mg/kg VO 04/04 horas. Não alivia dor visceral ou dor aguda. Cetoprofeno 5 mg/kg SC, VO 5mg/kg SC, VO horas de analgesia. Período máximo de uso 3 dias consecutivos. Carprofeno (Rymadil ) 5 mg/kg SC 5 mg/kg SC 24 horas de analgesia Indicação dor aguda. Período máximo de uso 3 dias consecutivos. Dipirona mg/kg SC/IV/IP - 12/12 horas Flunixin meglumine (Banamine ) 2,5 mg/kg SC 2,5 mg/kg SC 12/12 horas ou 24/24 horas Ibuprofeno 30mg/kg VO 40mg/kg VO 24/24 horas. Meloxicam (Maxican 0,2% ) 1 mg/kg SC/VO 5 mg/kg SC / VO 24/24 horas. Período máximo de uso 3 dias consecutivos. Paracetamol (Tylenol ) mg/kg VO mg/kg VO 4/4 horas. 15

16 Tabela 10 Dose de fármacos opióides para pequenos roedores 3,4,5,7,10,12. Fármaco Dose /Via de administração RATO Dose/ Via de administração CAMUNDONGO Intervalo de administração Buprenorfina* 0,01-0,05 mg/kg SC / IV 0,1-0,25mg/kg VO 0,05-0,1mg/kg SC 8-12 horas de analgesia Butorfanol 1-2mg/kg SC 1-2mg/kg SC 4/4 horas Codeína 20 mg/kg SC 50 mg/kg SC 4 /4 horas Fentanil 0,16 mg/kg SC 0, mg/kg IP Utilização transoperatória. Em ratos produz até 2 horas de analgesia pós-operatória. Morfina 2,5-10 mg/kg SC 2,5-10 mg/kg SC Até 3-4 horas de analgesia Meperidina 10-20mg/kg SC / IM 10-20mg/kg SC / IM Até 3 horas de analgesia Metadona 0,5-3mg/kg SC - Intervalo não estabelecido. Reaplicar conforme a necessidade do animal. Oximorfona 0,2-0,3mg/kg/ SC 0,15 mg/kg/ SC 6-12 horas de analgesia Tramadol 5-12,5mg/kg SC/IP 12,5mg/kg SC/IP 8/8 horas *Não disponível no Brasil 16

17 4. Recuperação Anestésica A recuperação anestésica é um momento crítico do procedimento experimental, por isso o grupo de pesquisa deve padronizar a conduta e o tempo destinado a esse período. É fundamental que a(s) pessoa(s) envolvida(s) nessa fase do protocolo experimental tenha(m) treinamento e autonomia para decidir (em) em nome do grupo de pesquisa. Abaixo seguem alguns requisitos básicos para monitorização dos animais durante a recuperação anestésica: A sala de recuperação anestésica deve ser silenciosa, aquecida (>25ºC), com baixa luminosidade e mínimo trânsito de pessoas. As gaiolas devem abrigar os animais de forma individual, para impedir que os animais retornem em tempos diferentes da anestesia e se machuquem, bem como promover conforto (materiais macios, cama limpa e em abundância). Monitoração em intervalos regulares dos parâmetros fisiológicos (respiratórios, cardiovasculares, excreção, temperatura, etc.) dos animais. Aquecimento corporal até o retorno da capacidade de termorregulação (Tabela 1). Fluido aquecido (37ºC) e oxigenoterapia sempre que necessário, bem como fármacos descritos no protocolo experimental e/ou a critério do médico veterinário. Inspeção e limpeza da ferida cirúrgica. Assegurar que o animal alcance o alimento e o bebedouro após retorno da anestesia (podese colocar 1-2 pellets no chão da gaiola e bicos de bebedouros mais longos) O retorno do animal ao biotério de alojamento deve ocorrer SOMENTE após o roedor estar ativo, alerta e, preferencialmente, se alimentando. Nos dias subseguintes ao procedimento cirúrgico e/ou anestésico inspecione diariamente seus animais e comunique imediatamente o médico veterinário sobre alterações e/ou intercorrências. Mantenha a administração dos fármacos nos intervalos corretos e antes de aplicá-los sempre confira: NOME DO MEDICAMENTO, IDENTIFICAÇÃO DO ANIMAL, HORÁRIO, VIA e DOSE para não ocorrerem equívocos. 17

18 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 1. CARBONE, L. Pain in Laboratory Animals: The Ethical and Regulatory Imperatives. Plos One, v. 6, n. 9, p.1-6, DIRETRIZ BRASILEIRA PARA O CUIDADO E A UTILIZAÇÃO DE ANIMAIS EM ATIVIDADES DE ENSINO OU DE PESQUISA CIENTÍFICA DBCA. Disponível em: Acesso em 5 de Fevereiro de DUKE UNIVERSITY & MEDICAL CENTER. Guidelines for Rodent Analgesia. Disponível em: Acesso em 15 de Setembro de FISH, E.R., BROWN, M.J., DANNEMAN, P.J, KARAS, A.Z. Anaestesia and Analgesia for Laboratory Animals, 2 nd ed. Elsevier:Oxford, FLECKNELL, P. Laboratory Animal Anaesthesia. 3ed HANKENSON, F. CLAIRE. Critical care management for laboratory mice and rats. CRC:Boca Raton, Flórida, HEDRICK, H. The Laboratory Mouse. 2 nd ed. Elsevier:Oxford, INSTITUTE OF LABORATORY ANIMAL RESEARCH. Guide for the care and use of laboratory animals, 8 ª ed.- Porto Alegre: EDIPUCRS, LEE-PARRITZ, D. Analgesia for rodent experimental surgery. Israel Journal of Veterinary Medicine, v. 62, n.3-4, PATRICK, S. & VILLANO, J. The Laboratory Rat. 2 nd ed., CRC:Boca Raton, Flórida, MURRAY, K.A.; PEKOW, C.,BORKOWSKI, G.L. Laboratory animals: rodent anesthesia & analgesia. In: Laboratory Animal Medicine and Science Series II., Health Sciences for Educational Resources University of Washington, RODENT ANESTHESIA AND ANALGESIA. Disponível em: Acesso em 15 de setembro de