Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes na Aqüicultura Brasileira

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1 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes na Aqüicultura Brasileira Maurício Laterça Martins Resumo A aqüicultura no Brasil tem apresentado rápido desenvolvimento, especialmente com relação ao cultivo intensivo. Com isto, deficiências nutricionais, baixa qualidade da água, doenças infecciosas e parasitárias podem desequilibrar o sistema hospedeiro/parasito/ambiente, culminando em perdas econômicas. Os peixes mais cultivados atualmente são Piaractus mesopotamicus Holmberg, 1887; Colossoma macropomum Cuvier, 1818; híbrido tambacu (P. mesopotamicus macho x C. macropomum fêmea); Leporinus macrocephalus Garavello e Britski, 1988; Brycon cephalus Günther, 1869; Cyprinus carpio Linnaeus, 1758; e Oreochromis niloticus Trewavas, Os principais parasitos causadores de mortalidades são Anacanthorus penilabiatus, ancirocefalídeos e girodactilídeos (Monogenoidea), seguidos pelo dinoflagelado Piscinoodinium pillulare, pelos protozoários ciliados tricodinídeos e por Ichthyophthirius multifiliis, pelos crustáceos Lernaea cyprinacea e Lamproglena sp., e pelo mixosporídeo Henneguya piaractus. No Brasil os químicos mais utilizados em pisciculturas são formalina, organofosforado, diflubenzuron e sulfato de cobre, embora mebendazol, praziquantel e levamizol tenham sido utilizados experimentalmente. Seu uso depende da qualidade da água e das características de cultivo, tais como viveiros ou tanques-rede. Como sempre, produtos alternativos são eficazes no controle e prevenção da reprodução de parasitos. Em vista disso, cloreto de sódio dissolvido na água, alho, vitaminas C e E quando incorporados à ração aumentam a resistência dos peixes e evitam a proliferação de parasitos. Estas práticas devem ser acompanhadas por profissional habilitado. Abstract Aquaculture in Brazil has presented a rapid development, especially with the intensive fish farming. However, nutritional deficiency, bad water quality, infectious and parasitic diseases may cause unbalance in the host/parasite/environment system, culminating in economic losses. The most cultivated species in Brazil are Piaractus mesopotamicus Holmberg, 1887; Colossoma macropomum Cuvier, 1818; hybrid tambacu (P. mesopotamicus male x C. macropomum female); Ranzani-Paiva, M.J.T., Takemoto, R.M., Lizama, M. de los A.P. (Eds) Sanidade de Organismos Aquáticos. Editora Varela, p

2 356 Martins, M. L. Leporinus macrocephalus Garavello and Britski, 1988; Brycon cephalus Günther, 1869; Cyprinus carpio Linnaeus, 1758; and Oreochromis niloticus Trewavas, The main group of parasites identified causing mortalities are Anacanthorus penilabiatus, ancyrocephalids and gyrodactylid (Monogenoidea), followed by the dinoflagellate Piscinoodinium pillulare, trichodinid, Ichthyophthirius multifiliis, crustaceans Lernaea cyprinacea and Lamproglena sp., and myxosporean Henneguya piaractus. In Brazil the chemicals most utilized in fish farms are formalin, organophosphate, diflubenzuron and cooper sulphate, although mebendazole, praziquantel and levamisole have been utilized experimentally. The used of them depends on water quality and characteristics of rearing, such as ponds or cages. However, alternative products have shown efficacy in the control and prevention of the parasite reproduction. On this view, sodium chloride dissolved in water, garlic, vitamins C and E when incorporated to diet have improved fish resistance and avoided parasite proliferation. These practices must be done by a qualified professional. Introdução Com a intensificação dos sistemas de cultivo vem-se evidenciando a importância de cuidados no manejo de organismos aquáticos cultivados, no manejo alimentar e naquele do ambiente de cultivo. Atualmente observa-se significativo desenvolvimento do sistema de cultivo intensivo de peixes. Com ele, começam a surgir problemas nutricionais e de alterações na qualidade da água. Espécie de peixe inadequada ao sistema de cultivo; alta densidade de animais estocados em viveiros; excesso de alimentação; falta de limpeza das telas dos tanques-rede; alimentação inadequada para a espécie ou deficiente em nutrientes essenciais; alimento com muita proteína para um peixe adulto mantido em sistema de pesquepague, no qual necessita do alimento somente para sua manutenção; saída da água pela superfície e não pelo fundo do viveiro; comunicação entre viveiros; falta de monitoramento dos parâmetros aquáticos e de acompanhamento regular por profissional capacitado, são fatores que podem provocar proliferação de parasitos, normalmente encontrados no peixe e no ambiente, sendo também chamados de oportunistas. A Tabela 1 mostra a porcentagem de peixes afetados por doenças parasitárias entre 1999 e 2001, diagnosticadas pelo CAUNESP, bem como a incidência dos principais parasitos. As maiores incidências de doenças ocorreram entre maio e setembro de 1999 e entre maio e julho de 2000, correspondendo ao período de menores temperaturas. Embora casos isolados de mortalidade tenham ocorrido em fevereiro e março de 2000, causados por Monogenoidea e tricodinídeos, observa-se que o tipo de parasito de maior incidência acompanhou, de certa forma, o tipo de peixe cultivado. Neste caso, com o desenvolvimento do cultivo de tilápia, a presença de tricodinídeos foi maior em 2001, quando comparada à dos anos anteriores (MARTINS et al., 2002 b). Antes de se falar em tratamento de enfermidades, deve-se levar em conta uma série de fatores que, direta ou indiretamente podem comprometer a eficácia do produto, seja ele natural ou sintético. O ideal seria que o produto químico a ser utilizado na aqüicultura tivesse as seguintes características: não causar dano ao tecido do animal tratado, degradação rápida; não deixar resíduo na água, no substrato ou no tecido do animal tratado; não influenciar a qualidade da água; não oferecer perigo a humanos e animais; baixo custo e fácil aplicação.

3 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 357 Tabela 1. Valores porcentuais de peixes mais afetados por enfermidades e incidência de parasitos entre 1999 e 2001 no Estado de São Paulo Peixes mais afetados por doenças Pacu 24% Pacu 19% Tilápia 40% Tambacu 22% Piauçu 18% Tambacu 31% Piauçu 22% Tambacu 15% Pacu 8% Tilápia 14% Tilápia 15% Matrinxã6% Matrinxã4% Matrinxã 2% Piauçu 3% Tambaqui 4% Tambaqui 2% Pintado 3% Carpa 3% Pintado 1% Piraputanga 3% Pintado 2% Bagre 2% Bagre 3% Surubim 1% Piracanjuba 3% Incidência de parasitos Monogenea 37% Monogenea 35% P. pillulare 21% P. pillulare 22% Tricodinídeos 23% Tricodinídeos 20% Tricodinídeos 17% P. pillulare 16% Monogenea 20% I. multifiliis 12% I. multifiliis 13% I. multifiliis 8% Lernaea 9% Lernaea 9% Epystilis 7% H. piaractus 3% H. piaractus 4% Lernaea 7% Lamproglena 6% Glochidia 3% Outras causas 8% Segundo COSTELLO et al. (2001), há produtos na aqüicultura que possuem algumas características importantes. Esses são apresentados em anexos, segundo as características residuais no organismo, como segue: Anexo I: tem limite máximo de resíduo (amoxicilina, oxitetracicilina, sulfonamida, emamectina Slice ). Anexo II: não tem limite máximo de resíduo (anestésicos, formol, iodóforos, peróxido de hidrogênio). Anexo III: limite máximo de resíduo temporário (florfenicol, cipermetrina, teflubenzuron). Anexo IV: banido para uso em aqüicultura. O primeiro ponto a ser analisado na propriedade é o tipo de atividade comercial, se de produção ou pesque-pague. No caso de produção, deve-se estar atento ao tamanho dos animais, pois alevinos são mais sensíveis às substâncias químicas. Como exemplo, pode ser citada a baixa resistência de alevinos de pintado a tratamentos que contenham verde malaquita, embora não seja recomendado para peixes de consumo. No caso de pesque-pague, o principal cuidado a ser tomado é o prazo de carência do produto químico, ou seja, após o tratamento em quanto tempo o peixe pode ser consumido. Dependendo da substância escolhida no tratamento da enfermidade, efeitos distintos podem ser observados em diferentes espécies de organismo cultivado. O bagre e a

4 358 Martins, M. L. carpa têm baixa tolerância ao sulfato de cobre. O matrinxã e o piauçu, dependendo da situação, também apresentam baixa tolerância ao produto, demonstrando agitação quando observados no viveiro. Por outro lado, o pacu, o tambaqui, o híbrido tambacu e a tilápia não têm demonstrado restrição ao produto. A resistência do peixe ao tratamento depende da espécie cultivada, assim como do tamanho do organismo. Animais mais jovens, como alevinos e larvas, podem apresentar mortalidade relacionada ao produto utilizado. Antes de aplicar qualquer tipo de medicamento, o profissional responsável deve escolher a forma mais adequada para administrá-lo e, se é viável economicamente, tratar os animais da seguinte maneira: imersão: utiliza-se concentração elevada do produto, em banho de aproximadamente 5 minutos; banho de curta duração: utiliza-se baixa concentração do produto, por período de 30 a 60 minutos; banho indefinido ou prolongado: produto utilizado em baixa concentração, permanecendo no ambiente por aproximadamente 8 a 12 horas. Tratamento por meio de alimentação medicada seria recomendado para prevenir a proliferação de determinado parasito, já que o animal doente não se alimenta. No entanto, se a doença já se instalou, o gasto com medicamento e ração e o comprometimento da qualidade da água tornam este procedimento inviável, se a doença já se instalou. Para o tratamento com ração medicada, os animais devem estar sendo observados por um profissional capacitado. O profissional, verificando o aumento do número de parasitos, pode recomendar a adição de alguma substância na ração por tempo determinado e, com isto, acompanhar o estado de saúde dos animais. Durante um transporte rápido ou logo após o transporte, pode-se optar pelo método de banho de curta duração ou de imersão. Porém, particularmente, não se recomenda tal prática com produtos que agridam o epitélio branquial, como é o caso do formol e do organofosforado. Isto, porque os animais já estão sob estresse e a utilização de elevada concentração do produto na água, mesmo que por pouco tempo, pode ser prejudicial para a integridade do epitélio branquial. O tratamento que normalmente tem sido utilizado é o banho prolongado, pela facilidade de manejo e também por evitar a manipulação de animais, que já se encontram debilitados. Por sua vez, especial atenção deve ser dada ao ambiente de cultivo. Durante um banho prolongado, diversos fatores devem ser levados em consideração. O primeiro está relacionado às instalações. Assim, deve-se verificar se a vazão de água é suficiente para sua renovação; disposição da saída da água; disponibilidade de aerador artificial. Ainda hoje se observam viveiros em que a saída da água é feita pela superfície ou cujo fluxo de água passa de um viveiro para outro. Para minimizar esta situação indesejável, basta, com auxílio de uma curva de PVC, direcionar um tubo para o fundo do viveiro, retirando-se, com isto, a água do fundo, rica em substâncias tóxicas e mais pobre em oxigênio dissolvido. A aplicação do produto deve ser feita geralmente pela manhã, em que a temperatura da água é relativamente baixa. A maioria dos produtos tem seu efeito tóxico aumentado em condições de altas temperaturas. Sempre, antes de realizar a aplicação do produto em todo grupo de animais, fazer um teste em alguns animais isoladamente.

5 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 359 A característica biológica do ambiente aquático pode ser dividida em três classes: ambiente oligotrófico (baixa produtividade), mesotrófico (média produtividade) e eutrófico (alta produtividade). Este grau de trofia depende da entrada de nutrientes, principalmente fósforo. Quanto maior a entrada de nutrientes, que, no caso da aqüicultura, depende do número de animais no viveiro e da quantidade de alimento que é ministrada aos mesmos para seu crescimento ou manutenção, maior será a produtividade primária do viveiro. Estas definições são importantes para entender o próximo ponto, a ser analisado antes de um tratamento. Águas muito turvas (com baixa transparência e excessivamente verdes) são características de ambientes eutróficos. Antes da adição de algum produto, a transparência da água e a quantidade de algas presentes no meio devem ser sempre consideradas. Isto, pelo fato de que, durante o dia, as algas produzem oxigênio e, durante a noite, elas, juntamente com os outros organismos e microrganismos presentes no viveiro o consomem. Se algum produto, como o sulfato de cobre ou o óxido de cálcio é aplicado nestas condições, provocam mortalidade das algas. Estas algas e também zooplâncton mortos acumulam-se no fundo do viveiro, aumentando a concentração de matéria orgânica dissolvida na água. Esta matéria orgânica é responsável por rápida diminuição da concentração de oxigênio dissolvido na água, que, conseqüentemente diminui a resistência natural do animal cultivado, favorecendo a proliferação de parasitos oportunistas. Independente disso, a maioria dos produtos utilizados no tratamento são responsáveis por diminuição da concentração de oxigênio dissolvido na água do viveiro. Se a densidade de estocagem for alta, a saúde dos animais pode ser comprometida. Comentou-se anteriormente sobre a saída da água pelo fundo do viveiro. Com esta prática podese diminuir a possibilidade de se formar substrato para crescimento de organismos indesejáveis e proliferação de parasitos oportunistas. Muitos acham que aplicações de óxido de cálcio favorecem a diminuição do número de parasitos. Isto pode ser verdade para alguns parasitos, fungos ou bactérias. Porém, a utilização do óxido de cálcio deve também ser cuidadosa, pois, se o viveiro tiver grande quantidade de animais e matéria orgânica, a concentração de amônia também será elevada. Aplicando-se o óxido de cálcio nestas condições, eleva-se bruscamente o ph da água, disponibilizando a amônia não ionizada (tóxica), que passa ativamente para os tecidos do animal cultivado, resultando em hiperexcitabilidade, perda de equilíbrio, convulsões e morte. O cloreto de sódio, se adicionado à água, diminui os efeitos tóxicos da amônia. Em vista disso, antes da aplicação de algum produto ou mesmo de óxido de cálcio, cloreto de sódio pode ser adicionado à água. A concentração de cloreto de sódio que tem sido preconizada é de 100 g/m 3 de água, para tilápias, e de 40 a 60 g/m 3 de água, para os demais peixes cultivados. Essa concentração de cloreto de sódio parece baixa, mas, se aplicada estrategicamente, tem mostrado eficácia no tratamento de Piscinoodinium pillulare, de monogenea, de tricodinídeos e prevenindo a proliferação de Ichthyophthirius multifiliis. Estes resultados positivos têm sido obtidos, sempre que aliados a acompanhamento parasitológico e das características aquáticas da criação.

6 360 Martins, M. L. A diluição de qualquer produto químico deve ser feita em recipiente plástico, para evitar eventual reação do produto com metal. Deve-se salientar que, quanto mais dissolvido o produto antes da aplicação, melhor será distribuído sobre a água do viveiro. No caso da aplicação de cloreto de sódio (sal comum não iodado), o mesmo também deve ser diluído e depois distribuído sobre a água, caso contrário ficará acumulado no fundo, diminuindo sua eficácia. Durante o tratamento e sempre que possível, realizar aeração artificial, visando aumentar os níveis de oxigênio dissolvido. Recomenda-se não alimentar os animais, pois alguns produtos inibem o apetite, podendo ocorrer aumento da concentração de matéria orgânica, prejudicando a eficácia do produto. Além disso, a observação constante dos animais se faz necessária. Ao menor sinal de mudança de comportamento, a água do viveiro deve ser substituída e o fluxo de água aumentado. Algumas substâncias podem diminuir os efeitos tóxicos de alguns produtos. O cloreto de sódio e o permanganato de potássio diminuem a toxicidade respectivamente do sulfato de cobre e de organofosforados. A prática, que alguns proprietários ou criadores de organismos aquáticos têm, de seguir recomendações de terceiros e não de profissionais capacitados, pode resultar em risco grave de mortalidade. Isto, porque o viveiro de quem está recomendando o uso de determinado produto pode ser maior e ter outras características. O volume e a vazão da água, o ph, o oxigênio dissolvido e a alcalinidade total devem ser verificados antes de qualquer tratamento. Segundo o Laboratório de Patologia de Organismos Aquáticos do Centro de Aqüicultura da UNESP, Jaboticabal, São Paulo, a análise residual de organofosforados em peixes cultivados mostra que após 8 dias o produto já não se encontra na musculatura, mas que após 15 dias ainda está presente nas vísceras dos animais, após o tratamento. O sulfato de cobre, por sua vez, começou a retornar aos valores normais na musculatura de peixes somente após 15 a 20 dias. Estes dois produtos devem ser utilizados com cuidado, pois têm alto grau de toxicidade. Um erro de alguns mililitros ou gramas pode comprometer o estoque de peixes, não devendo, de maneira alguma, ser seguida a mesma recomendação utilizada em outra propriedade, pois o viveiro e o volume de água podem ser menores. XU e ROGERS (1993) demonstraram que, quando o formol foi aplicado na concentração de 250 ppm (=250 ml/m 3 ) em Morone saxatilis, após o quarto dia não foi detectada sua presença na musculatura dos peixes. Vale lembrar que doses normalmente utilizadas em países de clima temperado devem ser cuidadosamente consideradas no Brasil. Atualmente, no Estado de São Paulo não se recomenda a utilização de mais de 15 ml de formol/m 3 de água. Isto, porque a temperatura da água é variável e mais elevada. Especial atenção deve ser dada ao formol, tendo em vista que, dependendo da região, a temperatura da água pode variar de 17 a 20 o C, aproximadamente, no inverno. O principal problema, no entanto, ocorre durante a primavera e o verão. A elevação na temperatura da água possibilita o aumento da toxicidade do formol. Além disso, com o aumento na temperatura da água, a matéria orgânica que estava acumulada no fundo do viveiro começa a se decompor, precisando para isto de oxigênio. Continuando sob este ponto de vista, num viveiro com alta densidade de peixes, alimento (ração) em abundância e gran-

7 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 361 de quantidade de zooplâncton e fitoplâncton, se um tratamento à base de formol é ministrado, pode promover a diminuição da concentração de oxigênio dissolvido na água, causando mortalidade dos peixes. Alterações dos valores de parâmetros aquáticos podem ser favoráveis ou não à eficácia de um tratamento. A elevação da temperatura da água aumenta a toxicidade do formol e do organofosforado; elevação do ph aumenta a toxicidade do organofosforado e diminui a eficácia do sulfato de cobre, por favorecer sua oxidação; por outro lado, a diminuição do ph aumenta a toxicidade do sulfato de cobre; elevada concentração de matéria orgânica na água aumenta a toxicidade do organofosforado e diminui a do sulfato de cobre e do permanganato de potássio. É importante lembrar que a adição de formol ou cloreto de sódio à água do viveiro acidificam ligeiramente o ambiente e a de cal ou calcáreo torna o ph mais alcalino (elevado). Mais uma vez, em meio com ph elevado, a concentração de amônia não ionizada atinge níveis tóxicos para os animais, prejudicando a eficácia do tratamento. A observação da qualidade da água do viveiro de cultivo deve ser cuidadosa, pois a maioria dos produtos químicos utilizados provocam diminuição da concentração de oxigênio dissolvido. Como o peixe pode ter parasitos nas brânquias, a ineficiência da troca de oxigênio com o meio será responsável por mortalidades. Estudos recentes têm demonstrado a viabilidade da utilização de produtos alternativos no tratamento de parasitoses, como o mebendazol e o extrato de alho (MARTINS et al., 2001; 2002a), e a do cloreto de sódio diretamente na água do viveiro ou durante o transporte. Para demonstrar mais uma vez que alguns produtos com grande eficácia em outros países podem não apresentar o mesmo resultado no Brasil, foram feitos testes com anti-helmínticos e os resultados comparados aos encontrado na literatura. BUCHMANN e BJERREGAARD (1990) observaram que 1 mg de mebendazol/l de água, durante 24 h, teve 100% de eficácia contra Pseudodactylogyrus spp. em enguias, ao passo que TOJO et al. (1992) observaram que 25 mg de mebendazol/ L, durante 12 h teve 95% de eficácia contra Gyrodactylus sp. em trutas. Em Piaractus mesopotamicus no Brasil, MARTINS et al. (2001) verificaram que banhos de mebendazol, nas concentrações de 100 mg/l (10 minutos) e 10 mg/l (24 h), apresentaram eficácia de 79,6 e 81,4%, respectivamente. Esta diferença nos resultados pode ser atribuída ao tipo de molécula utilizada, às características ambientais em que o teste foi realizado e à espécie de parasito. Como resultado do tratamento com duração de 24 h os autores observaram aumento do número de eritrócitos, leucócitos, hematócrito e da taxa de hemoglobina dos animais. Estudo recente com P. mesopotamicus mostra que banhos de longa duração (24 h) com 10 mg de levamisol + 5 mg de mebendazol e de 10 mg de levamisol + 10 mg de mebendazol/l de água apresentaram eficácia de 90 a 100% contra Anacanthorus penilabiatus, monogenético de brânquias de pacu (ONAKA, 2001). Embora banhos de longa duração com este produto sejam difíceis de realizar em peixes cultivados, a prática poderia ser utilizada durante um período de quarentena ou mesmo durante um transporte, visando à redução no número de parasitos. Alterações dos parâmetros aquáticos não foram observadas durante o tratamento.

8 362 Martins, M. L. Em 1974, o organofosforado (Neguvon) foi introduzido para tratamento do crustáceo parasito de salmão, Lepeophtheirus salmonis, e sugerido em 1980 pelo Compêndio Nurueguês de Medicina Veterinária (TORISEN, 1980). Devido a mortalidades causadas por doses inadequadas do produto, uma reformulação da recomendação do tratamento mostrou-se necessária. Foi então que surgiu, em 1986 o produto diclorvos (Nuvan), que substituiria o anterior (HORSBERG et al., 1986), porém sem ainda, uso aprovado oficialmente. Segundo GRAVE et al. (1991a; b), é preciso que o profissional responsável por ministrar o tratamento esteja bem informado em relação à dosagem a ser utilizada, tendo em vista o efeito agudo e a alta toxicidade do produto. TAVARES-DIAS et al. (1999) verificaram que duas aplicações de 0,4 mg de triclorfon/l de água em condições laboratoriais provocaram a diminuição do número de eritrócitos e do hematócrito de pacus cultivados. No Brasil, a dosagem recomendada é de 0,15 a 0,20 ml/m 3 de água com intervalo de 7 dias entre cada aplicação, enquanto RANZANI-PAIVA et al. (1987) verificaram alterações do número de leucócitos, da contagem diferencial de leucócitos, do volume corpuscular médio e da concentração de hemoglobina corpuscular média em carpas submetidas ao tratamento com organofosforado em forma de banho de curta duração. Seu uso tem apresentado eficácia parcial no controle de Lernaea cyprinacea e de branquiúros, como Dolops e Argulus. É provável que com o uso indiscriminado e sem acompanhamento, os parasitos tenham desenvolvido alguma resistência. Eficácia de até 80% tem sido observada no combate de Monogenoidea parasitos de brânquias de peixes, dependendo das características da criação. Experiências recentes demonstram que Dipterex e Triclorfon 500 são altamente tóxicos para peixes cultivados. Por estes motivos, tem-se preconizado o uso, quando necessário, de outros produtos organofosforados, inclusive o paration metílico. Neste caso, 0,15 mg de paration metílico/l de água tem apresentado eficácia de 67% contra o crustáceo Lamproglena sp., não sendo observadas alterações das características hematológicas em tilápias, 5 dias após a segunda aplicação. Significativa diferença tem sido observada entre as eficácias do organofosforado nos tratamentos de L. cyprinacea e Lamproglena sp. Este último tem mostrado maior resistência aos organofosforados. O inseticida, que tem como principio ativo o diflubenzuron, é normalmente utilizado na agricultura como inibidor do crescimento de insetos, tendo seu uso sido aprovado contra pragas do algodão e soja, pela Agência de Proteção Ambiental (EPA) em No sedimento de viveiros, o produto pode permanecer por 3 a 5 dias. Em peixes, resíduos no tecido não foram detectados 4 a 7 dias após o tratamento (FISCHER e HALL, 1992). Em trutas, testes com CL h foram realizados com concentrações de mais de 50 mg/l de água. As doses utilizadas para verificar a toxicidade do produto são maiores que as normalmente utilizadas na aqüicultura. Enquanto se recomenda o equivalente a 100 a 200 g/1000 m 3 (=0,1 a 0,2 mg/l) de água num viveiro, os testes utilizam doses de g/1000 m 3 (mais do que 50 mg/l) de água. O interesse por este produto é a baixa toxicidade para organismos aquáticos, exceto o zooplâncton. Segundo AHMED e EID (1991), o produto apresentou baixa bioacumulação quando testado em Oreochromis niloticus.

9 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 363 Os autores observaram que, possivelmente, o peixe tenha capacidade de converter o diflubenzuron em outros metabólitos. Quando se fala em inibição de crescimento em artrópodes, deve-se levar em consideração a ação do diflubenzuron sobre o zooplâncton presente no ecossistema aquático. LUDWIG (1993) utilizou a concentração de 0,03 mg de diflubenzuron/l de água em viveiros e observou a comunidade zooplanctônica. O autor verificou que dentro de dois dias a população de copépodes, cladóceros e náuplios de copépodes diminuiu, enquanto que a de rotíferos aumentou. Segundo informações de TANNER e MOFFETT (1995), o tratamento com diflubenzuron afetou o sucesso reprodutivo de Lepomis macrochirus, indiretamente eliminando o zooplâncton de sua preferência, como os cladóceros e os copépodes. Em conseqüência, houve menor crescimento de peixes com menos de um ano de idade. Portanto, segundo os dados de efeitos residuais em peixes e no ambiente, possivelmente o diflubenzuron seja mais rapidamente degradado, se aplicado em doses menores que as decritas acima. Em meados de 1999, o diflubenzuron passou a ser utilizado no Brasil para controlar infestações por crustáceos ectoparasitos. Até então, o uso de organofosforados era mais comum para esse controle, porém, depois de certo tempo, havia a reincidência da doença. Não somente para o diflubenzuron, mas para qualquer produto químico, somente uma aplicação compromete a eficácia do produto. São necessárias três aplicações para que se tenha efetivo controle sobre o ciclo de vida dos parasitos. Nos últimos anos tem-se observado suas vantagens sobre os organofosforados, tais como baixa toxicidade e eficácia de 100% no controle de L. cyprinacea, se aplicado corretamente. Em peixes, entre os efeitos do tratamento com diflubenzuron pode ser citado o aumento do porcentual de trombócitos no sangue, embora a diminuição do porcentual de leucócitos não tenha sido significativa. Estes dados demonstram que, possivelmente, o produto não tem efeito significativo sobre as variáveis hematológicas e o sistema de defesa do organismo, desde que respeitados os limites e concentrações recomendadas e que os animais não sejam submetidos a fatores estressantes. A desvantagem do produto é o elevado custo, que muitas vezes faz com que o produtor escolha o organofosforado de custo mais reduzido. Salienta-se a menor eficácia do diflubenzuron no controle de branquiúros como Dolops e Argulus. Normalmente são observados vários tipos de parasitos nas brânquias de peixes enfermos, tais como Monogenoidea e protozoários. Dados experimentais não publicados mostraram que duas aplicações de 300 g de diflubenzuron/1000 m 3 de água foram responsáveis por 100% de eficácia contra formas adultas e copepoditos de L. cyprinacea e 90% contra helmintos Monogenoidea de Leporinus macrocephalus. A eficácia contra Monogenoidea não pôde ser explicada, mas pode depender de fatores como matéria orgânica, temperatura e ph da água. Em 1993, diversas discussões foram mantidas quanto ao uso de sulfato de cobre na aqüicultura. Normalmente utilizado como algicida e contra moluscos, passou a fazer parte dos produtos com perspectivas de aprovação para uso em piscicultura (GRIFFIN, 1994). Ao lado de organofosforados, considera-se o sulfato de cobre um dos produtos de maior toxicidade aguda para peixes. Além de estar relacionado à alcalinidade total, ou dureza da água, sua toxicidade pode ser maior ou menor, dependendo da espécie de peixe

10 364 Martins, M. L. cultivado. Por exemplo, ciprinídeos, bagres, matrinxãs (Brycon cephalus) e piauçus (L. macrocephalus) são mais sensíveis ao tratamento. Quando a concentração utilizada está acima de valores recomendados, observam-se peixes letárgicos, movimentos erráticos, aglomeração na superfície da água e morte. O sulfato de cobre está registrado na Agência de Proteção Ambiental (EPA) como algicida que pode ser utilizado em peixes de consumo segundo FJSA (1994), citado por GREENLEES (1997), mas não recebeu aprovação do órgão que administra o uso de drogas e alimentos (USFDA). Seu uso tem sido efetivo no controle de enfermidades causadas por protozoários (SCHLENCK et al., 1998), fungos e Flavobacterim columnare, bactéria responsável pela colunariose. Quando utilizado como algicida, ou para diminuir a quantidade de fitoplâncton, deve-se observar aqueles cuidados comentados no início do capítulo, quanto às conseqüências da morte de fitoplâncton para o ambiente e para o peixe. A concentração de cobre nos tecidos e no esqueleto de peixes varia de acordo com a espécie estudada (KASHULIN e RESHETNIKOV, 1995). Se esta quantidade excede os níveis normais no organismo, o cobre pode acumula-se, chegando a causar problemas crônicos de intoxicação. A principal discussão a respeito da utilização de sulfato de cobre está relacionada a sua bioacumulação. Normalmente, a concentração utilizada para tratamento é equivalente a 1 mg de sulfato de cobre por litro de água, para cada 100 mg de alcalinidade total por litro de água. Portanto, se a alcalinidade total da água de um viveiro é de 50 mg/l, o tratamento deve ser de 0,50 mg de sulfato de cobre/l de água (GRIFFIN et al., 1997). Ainda segundo estes autores, o bagre do canal, Ictalurus punctatus não apresentou acúmulo de cobre durante o tratamento, não havendo restrições de consumo pelos humanos. A análise quantitativa da concentração de cobre em P. mesopotamicus cultivado em viveiros no Estado de São Paulo mostrou que após 15 dias tal concentração retornou aos valores basais, ou seja, próximos do controle. Recomendase que o intervalo entre as aplicações sejam de 48 horas e que o tratamento seja acompanhado por profissional capacitado. Cuidado deve-se ter em relação ao ph e à salinidade. Se o cobre é aplicado em água com ph alcalino, sua precipitação é maior, podendo diminuir sua eficácia. Por outro lado, a salinidade diminui a toxicidade do sulfato de cobre. Em águas consideradas duras ( mg CaCO 3 /L) bagres do canal, expostos a 2,5 mg de cobre/l de água, apresentaram alterações da osmolaridade plasmática, que duraram 2 dias e depois voltaram ao normal. Além disso, a concentração de cortisol aumentou pelo período de um dia após a exposição de Oncorhynchus nerka a 6 µg de cobre/l em água de baixa dureza. (ALLABASTER e LLOYD, 1982). O formol, que veio substituir o verde malaquita no tratamento contra parasitos e fungos, tem merecido destaque pela eficácia, se aplicado corretamente. A forma de formol comercial em solução aquosa de 37 a 40% tem sido aprovada pelo USFDA (NOGA, 1996). É um produto volátil, que deve ser cuidadosamente manuseado, sempre em ambientes arejados. Sua utilização tem sido como anti-fúngico e contra parasitos, especialmente protozoários e Monogenoidea de brânquias e corpo de peixes e girinos de anfíbios. É eficaz no controle de fungo em ovos de peixes, quando utilizado na dosagem de 1000 ppm (=1000 ml/m 3 ), durante 15 minutos diariamente (WATERSTRAT e MARKING, 1995). Para

11 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 365 peixes cultivados, pode ser utilizado na forma de banho de curta duração (até 60 minutos), na concentração de 150 a 250 ml/m 3, de água dependendo da espécie e tamanho do peixe. Banhos indefinidos, ou seja, quando o produto é adicionado à água e eliminado naturalmente com a renovação de água, ou de longa duração, devem ser utilizados em 2 a 3 aplicações na concentração de 10 a 15 ml/m 3 de água, com intervalo de 48 horas entre cada uma. Mais uma vez, na prática, o banho de curta duração ou de imersão rápida seria mais estressante para os peixes, já que os estes estão sendo submetidos também a outro tipo de estresse, que é o de transporte. Além disso, o formol agride o epitélio branquial dos animais e diminui a concentração de oxigênio dissolvido na água. XU e ROGERS (1993) demonstraram que Morone saxatilis, submetidos ao tratamento com banho de uma hora em solução contendo 250 mg de formol/l não acumularam o produto na musculatura. Por outro lado, nos animais submetidos ao tratamento com 25 mg de formol/ L, durante 24 horas, os valores retornaram ao nível normal após 96 horas (4 dias). Outros produtos, como o praziquantel (até 1 mg/l, durante 30 a 180 minutos), que normalmente apresentam eficácia no controle de Monogenoidea em outros países (SCHMAHL e MELHORN, 1985) pode não ser aplicável em peixes brasileiros. Experimentos demonstraram que o praziquantel foi altamente tóxico para P. mesopotamicus na concentração de 500 mg/l por dois minutos e que concentrações inferiores a 50 mg/l, por 30 minutos, não foram eficazes contra Monogenoidea. Embora difícil de se adquirir em grande quantidade, o permanganato de potássio tem-se mostrado eficaz no controle e diminuição do número de Monogenoidea nas brânquias de peixes brasileiros cultivados. O tratamento em forma de banho de longa duração ou indefinido recomendado é de duas a três aplicações de 2 a 3 mg/l de água em intervalos de 48 horas entre cada uma ou de 5 a 10 mg/l de água, durante 15 a 30 minutos, dependendo da espécie de peixe. O inconveniente do tratamento em viveiros é que sua eficácia está diretamente relacionada à concentração de matéria orgânica na água, pois esta provoca a oxidação rápida do permanganato, em viveiros com alta densidade de peixes e eutrofizado. Atualmente, existe a preocupação tanto dos profissionais que atuam na área quanto do consumidor em adquirir um produto, no caso, o peixe, isento de contaminações. É por este motivo que se deve reservar especial atenção ao prazo de carência de cada produto. Em razão disso, MARTINS et al. (2002a) utilizaram extrato de alho (dissulfeto de alila) na alimentação de P. mesopotamicus cultivado no Estado de São Paulo e observaram que a adição de 1,0 g de alho/kg de ração, durante 30 dias, apresentou eficácia de 82% contra Anacanthorus penilabiatus, monogenético normalmente presente no pacu e responsável por significativas perdas econômicas. Por outro lado, a adição de 1,5 e 2,0 g de alho/kg de ração, durante 45 dias, apresentou eficácia de 88 e 95%, respectivamente. Nenhuma anormalidade no apetite dos animais, bem como no sabor da carne, tanto crua como cozida, foi observada durante o experimento. DIREKBUSARAKOM et al. (1997) alimentaram bagres com 1g de extrato de goiaba/kg de ração, durante 7 dias, e avaliaram o resultado após injeção de Aeromonas hydrophila. Ao longo de 14 dias de observação

12 366 Martins, M. L. após a injeção, não se observou nenhuma mortalidade de peixes alimentados com extrato de goiaba, em comparação com mortalidade de 80% da dos alimentados com dieta sem o extrato. Avaliando a eficácia de agentes naturais e sintéticos no controle de Monogenoidea em peixes, HIRAZAWA et al. (2000) comprovaram a eficácia do ácido caprílico no controle de parasitose induzida experimentalmente. Mais tarde, esse mesmo produto também revelou eficácia no controle do protozoário Cryptocarion irritans (HIRAZAWA et al., 2001). Isto demonstra que alternativas naturais podem ser utilizadas no controle de parasitoses em peixes. A adição de 300 a 500 mg de vitamina C/kg de ração tem sido responsável pelo aumento da resistência de peixes cultivados, especialmente aqueles mantidos em tanques-rede e sujeitos a maior estresse. Além disso, a vitamina C favorece o aumento da migração de células para lamínulas implantadas subcutaneamente em P. mesopotamicus (PETRIC, 2000) e significativa cicatrização de feridas (FREITAS, 2001). No Brasil, pouco ainda se sabe com relação aos imuno-estimulantes. A vitamina E, por exemplo, quando adicionada em concentração de 450 mg/kg de ração (BELO, 2002), favorece a formação de células gigantes e a diminuição da taxa de hemólise no sangue de P. mesopotamicus. O acompanhamento periódico, mensal ou bimestral, do estado sanitário dos animais tem apresentado resultados que se refletem diretamente nos lucros do proprietário e na confiabilidade na venda do produto. Esse acompanhamento deve ser não somente da saúde dos animais, mas também das condições da criação, principalmente quantidade de peixes, de alimento fornecido e monitoramento dos parâmetros aquáticos. Com isto, é possível saber se o número de parasitos nos animais está aumentando e, então, necessitando de aplicações estratégicas de cloreto de sódio. É importante salientar que, com o acompanhamento da criação, pode ser detectada a presença de parasitos indesejáveis, por exemplo Lernaea e Argulus, que prejudicam a imagem do peixe para o consumidor, no caso de pesque-pague. Finalmente, o mais recomendado para se evitar a proliferação de patógenos no ambiente ou no animal cultivado é o acompanhamento de um profissional capacitado, tentando-se assim, eliminar ou diminuir a entrada de parasitos, o foco de contaminação ou de animal considerado reservatório assintomático de alguma doença. Portanto, evitando o aumento ou mesmo a presença de patógenos em animais cultivados e, ao mesmo tempo, mantendo o bom estado de saúde dos animais pode-se aumentar sua resistência ao manejo, conseguindo maior produtividade aqüícola. Referências AHMED, M.T. e EID, A.H Accumulation of diflubenzuron in bolti fish - Orechromis niloticus. Die Nahrung, 35: ALLABASTER, J.S. e LLOYD, R Water quality criteria for freshwater fish. Cambridge, Butterworth Scientific, pp: BELO, M.A.A Efeito do estresse por superpopulação e da suplementação alimentar com vitamina E sobre a formação de gigantócitos em lamínulas de vidro implantadas no tecido

13 17. Cuidados Básicos e Alternativas no Tratamento de Enfermidades de Peixes 367 subcutâneo de Piaractus mesopotamicus Holmberg, Jaboticabal, SP. 76 p. (Dissertação de Mestrado, Medicina Veterinária, FCAV, UNESP). BUCHMANN, K. e BJERREGAARD, J Comparative efficacies of commercially available benzimidazoles against Pseudodactylogyrus infestations in eels. Diseases of Aquatic Organismos, 9: COSTELLO, M.J.; GRANT, A.; DAVIES, I.M.; CECCHINI, S.; PAPOUTSOGLOU, S.; QUIGLEY, D.; SAROGLIA, M The control of chemicals used in aquaculture in Europe. Journal of Applied Ichyology, 17: DIREKBUSARAKOM, S.; HERUNSALEE, A.; YOSHIMIZU, M.; EZURA, Y.; KIMURA, T Efficacy of guava (Psidium guajava) extract against some fish and shrimp pathogenic agents. In: DISEASES IN ASIAN AQUACULTURE III, PROCEEDINGS OF THE THIRD SYMPOSIUM ON DISEASES IN ASIAN AQUACULTURE, 29 Jan to 2 Feb, Bangcoc. Proceedings Asian Fisheries Society, pp: FISCHER, S.A. e HALL Jr.L.W Environmental concentrations and aquatic toxicity data on Diflubenzuron (Dimilim). Critical and Reviews in Toxicology, 22 (1): FREITAS, J.B Cinética do processo inflamatório e reparação tecidual em pacus Piaractus mesopotamicus HOLMBERG, 1887 alimentados com ração suplementada com diferentes concentrações de vitamina C. Jaboticabal, SP. 45 p. (Dissertação de Mestrado, Medicina Veterinária, FCAV, UNESP). GRAVE, K.; ENGELSTAD, M.; SOLI, N.E. 1991a Utilization of Dichlorvos and Trichlorfon in salmonid faring in Norway during Acta Veterinaria Scandinavica, 32: 1-7. GRAVE, K.; ENGELSTAD, M.; SOLI, N.E.; TOVERUD, E.L. 1991b Clinical use of Dichlorvos (Nuvanâ) and Trichlorfon (Neguvonâ) in the treatment of salmon louse, Lepeophtheirus salmonis. compliance with the recommended treatment procedures. Acta Veterinaria Scandinavica, 32: GREENLEES, K.J Laboratory studies for the approval of aquaculture drugs. Progressive Fish Culturist, 59: GRIFFIN, B.R : A good year for copper sulfate. Aquaculture Magazine, 20: GRIFFIN, B.R.; HOBBS, M.S.; GOLLON, J.L.; SCHLENK, D.; KADLUBAR, F.F.; BRAND, C. D Effect of waterborne copper sulfate exposure on copper content in liver and axial muscle of channel catfish. Journal of Aquatic Animal Health, 9: HIRAZAWA, N.; OHTAKA, T.; HATA, K Challenge trials on the anthelmintic effect of drugs and natural agents against the monogeneans Heterobothrium okamotoi in the tiger puffer Takifugu rubripes. Aquaculture, 188: HIRAZAWA, N.; OSHIMA, S.; HARA, T.; MITSUBOSHI, T.; HATA, K Antiparasitic effect of mediumchain fatty acids against the ciliate Cryptocarion irritans infestation in the red sea bream Pagrus major. Aquaculture, 198: HORSBERG, T.E.; BERGE, G.N.; HOY, T Avlusning av fisk med et nytt ektoparasitmiddel. Norwegyan Veterinary Tidsskr, 98: 333. KASHULIN, N.A. e RESHETNIKOV, Y.S Accumulation and distribution of nickel, copper, and zinc in the organs and tissues of fishes in subarctic waters. Journal of Ichthyology, 35 (9): LUDWIG, G.M Effects of trichlorfon, fenthion, and diflubenzuron on the zooplankton community and on production of reciprocal-cross hybrid striped bass fry in culture ponds. Aquaculture, 110: MARTINS, M.L.; ONAKA, E.M.; MORAES, F.R.; FUJIMOTO, R.Y Mebendazole treatment against Anacanthorus penilabiatus (Monogenea, Dactylogyridae) gill parasite of cultivated Piaractus mesopotamicus (Osteichthyes, Characidae) in Brazil. Efficacy and hematology. Acta Parasitologica, 46 (4):

14 368 Martins, M. L. MARTINS, M.L.; MORAES, F.R.; MIYAZAKI, D.M.Y.; BRUM, C.D.; ONAKA, E.M.; FENERICK JR, J.; BOZZO, F.R. 2002a Alternative treatment for Anacanthorus penilabiatus (Monogenea: Dactylogyridae) infection in cultivated pacu, Piaractus mesopotamicus (Osteichthyes: Characidae) in Brazil and its haematological effects. Parasite, 9: MARTINS, M.L.; ONAKA, E.M.; MORAES, F.R.; BOZZO, F.R.; PAIVA, A.M.F.C.; GONÇALVES, A. 2002b Recent studies on parasitic infections of freshwater cultivated fish in the stadte of São Paulo, Brazil. Acta Scientiarum, 24 (4): NOGA, E.J Fish Disease. Diagnosis and treatment. Mosby-Year Book, Inc., 367 p. ONAKA, E.M Eficácia do mebendazol e do levamisol no controle de parasitos monogenóides e eventuais alterações no hemograma de pacu, Piaractus mesopotamicus Holmberg, 1887 (Osteichthyes: Characidae). Jaboticabal, SP. 104 p. (Dissertação de Mestrado, Centro de Aquicultura, UNESP). PETRIC, M.C Efeito da suplementação alimentar com vitamina C sobre a formação de gigantócitos em lamínulas de vidro implantadas no tecido subcutâneo de pacus (Piaractus mesopotamicus Holmberg, 1887). Jaboticabal, SP. 86 p. (Dissertação de Mestrado, Medicina Veterinária, FCAV, UNESP). RANZANI-PAIVA, M.J.T.; ISHIKAWA, C.M.; PORTELLA, M.C.; CELIBERTO, R.J Hematologia da carpa Cyprinus carpio infestada por Argulus sp. e após um tratamento com fosfonato de 0,0- dimetil-oxi-2,2,2-tricloroetilo (Neguvon). Boletim do Instituto de Pesca, 14: SCHLENK, D.; GOLLON, J.L.; GRIFFIN, B.R Efficacy of cooper sulfate for the treatment of ichthyophthiriasis in channel catfish, Journal of Aquatic Animal Health, 10: SCHMAHL, G. e MEHLHORN, H Treatment of fish parasites. Zoologicsne Parasitenkunde, 71 (1): TANNER, D.K. e MOFFETT, M.F Effects of diflubenzuron on the reproductive success of the bluegill sunfish, Lepomis macrochirus. Environmental Toxicology and Chemistry, 14 (8): TAVARES-DIAS, M.; MARTINS, M.L.; KRONKA, S.N Evaluation of the haematological parameters in Piaractus mesopotamicus Holmberg (Osteichthyes, Characidae) with Argulus sp. (Crustacea, Branchiura) infestation and treatment with organophosphate. Revista Brasileira de Zoologia, 16 (2): TOJO, J.; SANTAMARINA, M.T.; UBEIRA, F.M.; ESTEVEZ, J.; SANMARTIN, M.L Anthelmintic activity of benzimidazoles against Gyrodactylus sp. infecting rainbow trout Oncorhynchus mykiss. Diseases of Aquatic Organisms, 12: TORISEN, H.M The Norwegian Compedium of Veterinary Medicines th ed. LS Farmainformation. Oslo, 151 p. WATERSTRAT, P.R. e MARKING, L.L Clinical evaluation of formalin, hydrogen peroxide, and sodium chloride for the treatment of Saprolegnia parasitica on fall chinook salmon Eggs. Progressive Fish Culurist, 57: XU, D. e ROGERS, W.A Formaldehyde residue in striped bass muscle. Journal of Aquatic Animal Health, 5: