Dioctophyme renale O VERME GIGANTE DO RIM: REVISÃO DE LITERATURA

Transcrição

1 37 REVISÃO DE LITERATURA CLÍNICA DE PEQUENOS ANIMAIS Dioctophyme renale O VERME GIGANTE DO RIM: REVISÃO DE LITERATURA Dioctophyme renale the giant kidney worm: a review 1 Universidade de Franca (UNIFRAN) Franca SP, Brasil. 2 Universidade Federal de Pelotas (UFPel) Pelotas RS, Brasil. MV. Charles S.De Lima 1, M.V. Vanessa Murakami 1, MV. Ceres C. T. Nakasu 2, MV. Vanessa Milech 2, MV. Luana H. Durante 2, MV. MSc. Soliane C. Perera 2, MV. MSc. Drª Marlete B. Cleff 2, MV. MSc. Drª Josaine C. S. Rappeti 2, MV. MSc. Dr. Leandro Z. Crivellenti 1. * Autor para correspondência: Pós-Graduação em Ciência Animal, Hospital Veterinário, Universidade de Franca (UNIFRAN). Av. Armando Salles de Oliveira, 201, Jd. CEP , charless.lima@yahoo.com.br RESUMO Dioctophyme renale é um nematóide de ocorrencia mundial que parasita os rins do cão e outras espécies de animais domésticos e silvestres, inclusive o homem. Esta revisão aborda informações sobre a morfologia, os hospedeiros, a epidemiologia, patogenia e sinais clínicos, diagnóstico e sua importância em saúde pública. D. renale é o maior parasita nematódeo conhecido. Seu ciclo de vida é complexo e requer uma oligoqueta aquática (Lumbriculus variegatus), como hospedeiro intermediário. No entanto, peixes e rãs geralmente servem como hospedeiros paratênicos, albergando larvas infectantes em sua musculatura, adquiridas pelo consumo das oligoquetas infectadas. Os hospedeiros definitivos, que geralmente são carnívoros, podem ser infectados por ingerir tanto oligoquetas infectadas quanto por consumir os hospedeiros paratênicos. O diagnóstico pode ser conduzido pela detecção de ovos no sedimento urinário e por técnicas de imagem no intuito de localizar os parasitos adultos. Mesmo assim, o diagnóstico post mortem ainda é o método mais frequente de detecção mesmo em animais domésticos. A remoção cirúrgica dos parasitas é o tratamento de escolha, incluindo nefrectomia, enquanto que o método de controle sugerido é evitar o consumo de peixes ou rãs crus ou insuficientemente cozidos em áreas endêmicas para D. renale. ABSTRACT Dioctophyme renale is a worldwide nematode that infects kidneys of dogs and other species, including human and domestic and wild animals. This review provides information of morfology, hosts, epidemilology, pathogenesis and clinical signs, diagnosis and concerns of public health. D. renale is one of largest known parasitic nematodes. Life cycle is complex and requires an aquatic oligochaete (Lumbriculus variegatus), as intermediate host. However, usually fish and frogs may serve as paratenic hosts, harboring infective larvae in their musculature acquired by feeding infected oligochaetes. Definitive hosts, usually carnivores, can become infected by ingesting infected oligochaetes orby feeding infected paratenic hosts. The diagnosis is made with the detection of eggs in urine sediment, and by localizating parasites using imaging techniques. Nevertheless post mortem diagnosis is still the most frequent method of detection of infection in domestc animal. Surgical removal of the parasites is the treatment of choice, including nephrectomy, and the suggested control method is to avoid raw or insufficiently cooked fish or frog s feedingin endemic D. renale areas. Keywords: Dioctophymosis, nephropaty, parasite. Palavras-chave: Dioctofimose, nefropatia, parasito.

2 38 INTRODUÇÃO A dioctofimose é causada pelo parasito Dioctophyme renale pertencente à ordem Enoplida, classe Nematoda e família Dioctophymetidae e foi relatado pela primeira vez por Goeze (1782). Os exemplares machos medem entre 15 e 45 cm de comprimento por 3 a 4 mm de diâmetro, enquanto que as fêmeas medem de 20 a 100 cm de comprimento por 5 a 12 mm de diâmetro, sendo por isso que D. renale é considerado o maior entre os nematódeos (MONTEIRO et al., 2002). Este verme possui coloração a fresco vermelho-sangue que é reportada pelo provável hábito hematofágico que promove ao parasitar o hospedeiro definitivo (COLPO et al., 2007). D. renale é cosmopolita sendo descrito parasitando mamíferos domésticos e silvestres. Os cães são considerados os principais hospedeiros, infectando-se pela ingestão de larvas ou de um hospedeiro paratênico (peixes e rãs) que contenha larvas encistadas na musculatura (BIRCHARD et al., 2003; PEDRASSANI, 2009), ocorrendo a infecção da mesma forma com felinos domésticos (VEROCAI et al., 2009). Nos animais silvestres, a primeira descrição de parasitismo por D. renale foi em 1860 em um lobo-guará (LEITE, 2005). Após, houveram outros relatos em espécies como quati, lontra e preguiça (KOMMERS et al., 1999). Mundialmente, existem relatos em martas americanas, coiotes, raposas, lobos, chacais, doninhas, ratos almiscarados, furões, cachorro-do-mato, ursos, focas, macacos, lobo-guará (OSBORNE, et al.,1969; BARRIGA, 1982; SOULSBY, 1982; LOW, 1995; FOREYT, 2005; RIBEIRO et al., 2009; ISHZAKI et al., 2010; CANSI et al., 2012; PESENTI et al., 2012). Em humanos, são escassos os relatos, porém houveram casos descritos na China, Grécia e Índia (IGNJATOVIC et al., 2003; LI et al., 2010; KATAFIGIOTIS et al., 2013; VENKATRAJAIAH et al., 2014). Não há relatos deste parasito na África e na Oceania (PEDRASSANI e DO NASCIMENTO, 2015). No Brasil diversos relatos já foram relatados em vários estados, como Espírito Santo (PEREIRA et al., 2006), Goiás, Minas Gerais (POPPI et al., 2004), Pará (GALVÃO et al., 1999), Paraná (LEITE, 2005), Rio Grande do Sul (MONTEIRO et al., 2002), Rio de Janeiro (MATTOS JÚNIOR; PINHEIRO, 1994), Santa Catarina (PEDRASSANI; CAMARGO, 2004), São Paulo (AUGUSTO FILHO et al., 1999), Amazonas (ROCHA et al., 1965), Pernambuco e Bahia (KOMMERS et al., 1999). O diagnóstico da dioctofimose no hospedeiro é realizado por meio da pesquisa de ovos dos parasitos no sedimento urinário ou utilizando-se ferramentas de diagnóstico por imagem. Os parasitos adultos localizam-se, em geral, no rim direito de seus hospedeiros definitivos, promovendo destruição progressiva de seu parênquima e reduzindo-o a uma cápsula fibrosa (LEITE, 2005). Porém, podem ser encontrados também livres na cavidade abdominal, tendo sido relatados em tecidos peri e para-renais, ureteres, bexiga, uretra, bolsa escrotal, tecido subcutâneo inguinal, útero, ovários, linfonodos mesentéricos, glândulas mamária, cavidade torácica e pericárdio, cavidade abdominal, estômago, fígado e músculo reto abdominal (MAXIE, 1993; KOMMERS et al., 1999; BOWMAN, 1999; MEASURES, 2001; STAINKI et al., 2011; PEDRASSANI et al., 2014). No entanto, são reduzidos os sinais clínicos, ou apresentam-se inespecíficos, e dessa forma grande parte das vezes o diagnóstico é obtido por achados de necropsia (PEREIRA et al., 2006). O objetivo deste estudo é realizar revisão de literatura acerca da dioctofimose abordando aspectos gerais sobre o nematódeo D. renale, e incluir métodos diagnósticos, conduta terapêutica e manejo paracontrole da parasitose. PARASITO E CICLO BIOLÓGICO Os ovos do parasito são de formato elíptico, coloração castanho-amarelada, com parede espessa, rugosa (pequenas depressões) e tampões bipolares, apresentando de uma a duas células em seu interior. Logo após eliminação na urina, os ovos medem entre 73 a 83 μm de comprimento por 45 a 47 μm de largura (PEDRASSANI et al., 2009). As larvas de terceiro estádio (L3) tem comprimento médio de 10 mm, esôfago com parede espessa e lúmen triangular. Possuem ainda oito cordões longitudinais, sendo o cordão ventral mais evidente (URANO et al., 2001; PEDRASSANI et al., 2009). Os exemplares de D. renale adultos apresentam, morfologicamente, uma boca hexagonal e sem lábios, circundada por seis papilas dispostas em círculo. Sua cutícula é transversalmente estriada e sem espinhos, possuindo esôfago longo, estreito e claviforme e com discreta dilatação posterior (URANO et al., 2001). O macho tem, em sua extremidade posterior, uma bolsa copuladora musculosa com forma de campânula, sem raios bursais e com papilas nas bordas. No centro desta abre-se o orifício cloacal, de onde emerge um espículo com 5 a 6 mm de comprimento. Por outro lado, as fêmeas apresentam cauda obtusa, ânus terminal, vulva distando de 5 a 7 cm da extremidade anterior e ovário único (LEITÃO, 1983). D. renale também é denominado de grande estrôngilo, entre outros sinônimos como Ascaris renalis, A. visceralis, Strongylus gigas, Eustrongylus gigas (FORTES, 2004). Seu ciclo evolutivo é complexo, indireto e não totalmente elucidado. Sabe-se que os parasitos adultos encontram-se nos hospedeiros definitivos (HD) localizados geralmente no rim direito dos

3 39 mesmos, porém também podem ser encontrados em outros sítios anatômicos ou ainda livres na cavidade abdominal (Figura 1). As fêmeas maduras põem ovos que são eliminados pela urina do HD. No ambiente aquático, ocorre o desenvolvimento da larva de primeiro estágio (L1) após, aproximadamente, 35 dias. Os ovos com L1 são ingeridos pelo hospedeiro intermediário (HI), Lumbriculus variegatus, onde ocorre a muda para o segundo estágio da forma larval depois de 50 dias da infecção. Após 100 dias da infecção em temperatura média de 20ºC, ocorre a muda para a larva de terceiro estágio (L3), que é forma infectante para os hospedeiros do helminto (PEDRASSANI et al., 2009). Mascarenhas e Muller (2014) realizaram o primeiro relato de presença de larvas no estágio infectante em tartarugas de água doce (Trachemys dorbigni), sugerindo que estes animais possam atuar no ciclo do D. renale como hospedeiros paratênicos. Figura 1: Parasitos adultos de Dioctophyme renale (seta) encontrados na cavidade abdominal de um canino (Hospital Veterinário UFPel, 2014). Fonte: Arquivo fotográfico do PRODiC. As L3 contidas nos anelídeos são formas infectantes para seus hospedeiros definitivos ou para hospedeiros paratênicos (HP), como peixes e anuros. Nestes últimos, elas não evoluem e permanecem encistadas em sua musculatura. Geralmente, o hospedeiro definitivo infecta-se a partir da ingestão dos anelídeos aquáticos ou dos hospedeiros paratênicos. Em infecção experimental, Mace e Anderson (1975) verificaram que as L3 oriundas de HI ou HP ingeridos por HD penetram na parede do estômago e realizam muda para o quarto estádio larval (L4) em cinco dias após a ingestão. A seguir, a larva atravessa a parede estomacal e passa através do fígado e da cavidade abdominal antes de penetrar, como adulto, no rim direito. Em contrapartida, Kommers et al. (1999) consideram que a prevalência destes parasitos no rim direito é maior, provavelmente, por causa da sua proximidade anatômica com o duodeno. Os mesmos autores avaliaram 16 necrópsias em cães parasitados por D. renale, sendo que 13 localizavam-se no rim direito dos cadáveres. MEIOS DIAGNÓSTICOS O diagnóstico definitivo da dioctofimose pode ser realizado de diferentes modos, incluindo-se a utilização de exames de diagnóstico por imagem, como estudo ultrassonográfico abdominal com ênfase na avaliação de estruturas renais, ou avaliação radiográfica abdominal. A apreciação de imagem pode identificar o parasitismo tanto renal quanto de parasitos dispersos na cavidade abdominal ou inseridos em estruturas anatômicas, como na musculatura. A imagem ultrassonográfica (Figura 2) indica estruturas cilíndricas e arredondadas, com bordos hiperecogênicos e centro hipoecogênico, em cortes longitudinais e transversais, circundadas por fluido, quando no rim o órgão se apresenta com formato anatômico alterado sem aparência de estruturas renais (OLIVEIRA et al., 2005). Silveira et al., (2015) após relatar quatro cães diagnosticados com D. renale durante o exame clínico oriundo do munícipio de Uruguaiana - RS, ressalta que a inclusão de exames de imagem, como a avaliação ultrassonográfica abdominal, é determinante para o diagnóstico definitivo e precoce da doença. Figura 2: Imagem ultrassonográfica de rim direito de um paciente canino parasitado por Dioctophyme renale, demonstrando estruturas cilíndricas em cortes transversais e longitudinais, com bordos hiperecogênicos (Hospital Veterinário UFPel, 2015). Fonte: Arquivo fotográfico do PRODiC. Em alguns casos onde exemplares fêmeas de D. renale parasitam o rim, pode ser observado no exame sedimentoscópio de urina ovos elípticos, castanhos e de casca espessa, característicos da espécie (Figura 3) (SLOSS et al., 1982), sendo que os mesmos ovos podem ser identificados em flúido ascítico em casos de parasitos na cavidade abdominal (MEASURES, 2001). Em raros casos, vermes jovens podem ser eliminados pela urina (LEITE et al., 2005; VENKATRAJAIAH et al., 2014).

4 40 Figura 3: Ovos de Dioctophyme renale encontrados no sedimento urinário de paciente canino (200X) (Hospital Veterinário UFPel, 2015). Fonte: Arquivo fotográfico do PRODiC. Exames hematológicos e bioquímicos para avaliação da função renal devem ser realizados, uma vez que a perda de tecido renal pode gerar um quadro azotêmico nos pacientes portadores de dioctofimose. Além disso, em casos avançados de uremia, pode ocorrer a redução da hematimetria associada ao quadro de hematúria em conjunto da diminuição da produção da medula óssea, má nutrição, diminuição da meia vida da hemácia (BORIN-CRIVELLENTI et al., 2014) e do déficit na produção de eritropoietina (GARCIA-NAVARRO, 2005; BORIN- CRIVELLENTI et al., 2014). Atualmente, não há nenhuma opção farmacológica antiparasitária eficaz para tratamento de D. renale. Sabe-se que os anti-helmínticos de excreção renal, como o tiabendazol, eliminam metabólitos com baixa união com a β-tubulina dos nematódeos, além da rápida excreção urinária, dificultando sua penetração na cutícula dos helmintos (LANUSSE, 2009). Mesmo se o parasito perdesse sua viabilidade através do uso de anti-helmínticos, ele não seria facilmente removido do interior do tecido renal devido a sua espessura e ao seu tamanho (PEDRASSANI, 2009). Portanto, a nefrectomia do rim acometido é o procedimento de eleição para o tratamento (Figura 4) (MEASURES, 2001). No entanto, diante do acometimento renal bilateral, a nefrostomia deve ser o método de escolha. Ademais, a laparotomia exploratória é eleita na remoção de parasitos livres na cavidade abdominal (BIRCHARD et. al, 2003). Figura 4: Nefrectomia de rim direito em canino parasitado por Dioctophyme renale (Hospital Veterinário - UFPel, 2015). Fonte: Arquivo fotográfico do PRODiC. No que se refere ao controle desta parasitose, sabe-se que são diversos os fatores indispensáveis para o desenvolvimento de cada uma das fases de vida do parasito, possibilitando a conclusão de seu ciclo: hospedeiro definitivo (mamífero vertebrado, geralmente carnívoro), meio aquático onde os ovos embrionem, hospedeiro intermediário (anelídeo oligoqueta aquático) e hospedeiros paratênicos (peixes ou rãs, por exemplo) (ANDERSON, 2000; ISHIAKI et al., 2010). Sendo assim, um dos métodos de controle sugeridos é evitar o consumo de peixes, rãs e sapos crus ou pouco cozidos, especialmente em áreas endêmicas para D. renale (MEASURES, 2001). Porém, existe maior problemática quando trata-se de medidas de controle para animais domésticos de vida semidomiciliada (NAKAGAWA et al., 2007), tornando as medidas pouco eficazes. CONSIDERAÇÕES FINAIS Com base na presente revisão, pode-se considerar que é de grande importância a atuação do médico veterinário como agente de saúde pública em locais onde ocorrem diagnósticos de dioctofimose. Cuidados com higiene na produção de alimentos e controle de cães errantes é indispensável em regiões de coleções d água e prática pesqueira no sentido de reduzir as possibilidades de conclusão do ciclo biológico de D. renale. Exames de urina e imagem são auxiliares no diagnóstico de dioctofimose, sendo a remoção cirúrgica do parasito o único tratamento eficaz atualmente. AGRADECIMENTOS Ao Grupo de Pesquisa PRODiC (Projeto Dioctophyma renale) vinculado à Faculdade de Veterinária, Universidade Federal de Pelotas. REFERÊNCIAS Anderson RC Nematode parasites of vertebrates: their development and transmission.2 ed. CABI Publishing, Oxon, UK, 650p. Augusto Filho O, Araújo WN, Paes AC, Mamprim MJ Dioctofimíase canina bilateral com vários parasitas Relato de caso. In: Seminário Brasileiro de Parasitologia Veterinária, XI. 1999, Salvador, Anais... Salvador: Colégio Brasileiro de Parasitologia Veterinária, 175. Barriga OO Dioctophymosis. In: Schultz M.G. Handbook series in zoonoses. Florida: CRC, pp BichardSJ, Sherding RG Manual Saunders: Clínica de Pequenos Animais 2 ed. São Paulo, Roca, p Borin-Crivellenti S, Crivellenti LZ, Carvalho MB, et al Bone marrow cytological evaluation in dogs with chronic kidney disease. Arquivos Brasileiros de Medicina Veterinária e Zootecnia. 66(6): Bowman DW, Georgis Parasitology for Veterinarians. W.B. Saunders, Philadelphia, p Cansi ER, Bonorino R, Mustafa VS, et al. Guedes KMR Multiple parasitismo in wild maned Wolf (Chrysocyon brachyuru, Mammalia: Canidae) em Central Brazil. Comparative Clinical Pathology. 21: Colpo CB, Silva AS, Monteiro SG, et al Occurrence of Dyoctophyma renale in dogs in the municipal disctrict of Uriguaiana RS. Revista da Faculdade de Zootecnia, Veterinária e Agronomia de Uruguaiana. 14 (2):

5 41 Ignjatovic I, Stojkovic I, Kutlesic C, et al Infestation of the human kidney with Dioctophyme renale. Urologia International.70(1): Foreyt WJ Parasitologia veterinária: manual de referência. São Paulo: Roca. p. 40 Fortes E Parasitologia veterinária. 4 ed. São Paulo: Ícone. p Galvão GR, Peralta ASL, et al. Moreira LFM, Costa EMF, Sanches OC, Matos, E Relato de um caso de Dioctofimose em cão da Região Metropolitana de Belém, Estado do Pará. In: XI Seminário Brasileiro De Parasitologia Veterinária, Salvador, Anais... Salvador: Colégio Brasileiro de Parasitologia Veterinária, 174. Garcia-navarro CEK Manual de hematologia veterinária. 2 ed. São Paulo: Varela, p Ishizaki MN, Imbeloni AA, Muniz JAPC, et al Dioctophyma renale (Goeze, 1782) in the abdominal cavity of a capuchin monkey (cebus apella), Brazil. Veterinary Parasitology. 173(2010): Katafigiotis I, Fragkiadis E, Pournaras C, et al. Nonni A, Stravodimos KG A rare case of a 39 year old male with a parasite called Dioctophyma renale mimicking renal câncer at the computed tomography of the right kidney. Parasitology International. 62: Kommers GD, Ilha MR, Barros CSL Dioctophymose em cães: 16 casos. Ciência Rural. 29(3): Leitão JS Parasitologia veterinária. Volume II. 3 ed. Lisboa: Fundação Calouste Gulbenkian. pp Lanusse CE.1996.Farmacologia dos compostos anti-helmínticos. In: Charles TP. Controle de nematóides gastrintestinais em ruminantes. Juiz de Fora : Terezinha Padilha. pp Leite LC Lesões anato patológicas presentes na infecção por Dioctophyme renale (GOEZE, 1782) em cães domésticos (Canis familiaris, Linnaeus, 1758). Archives of Veterinary Science. 10(1): Li G, Liu C, Li F, Zhou M, Liu X, Niu Y Fatal bilateral dioctophymatosis. Journal of Parasitology. 96(6): Low DG Parasites of the upper and lower urinary tract of the dogs and cats. In: Osborne CA, Finco DR. Canine and feline nephrology and urology. Baltimore: William & Wilkins. pp Mace TF, Anderson RC Development of the giant kidney worm, Dioctophyme renale (Goeze, 1782) (Nematoda: Dioctophymetoidea). Departament of Zoology. Canadian Journal of Zoology. 53(11): Mascarenhas CS, Muller G Third-stage larvae of the enoplid nematode Dioctohpyme renale (Goeze, 1782) in the freshwater turtle Trachemys dorbigni from southern Brazil. Journal os Helminthology. 89(5): 1-6. Mattos Júnior DG e Pinheiro J (1994). Dioctophyma renale (GOEZE, 1782) no tecido subcutâneo da região inguinal de um cão. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Belo Horizonte, 46(2): Maxie MG The kidney. In: Jubb KVF, Kennedy PC, Palmer N. The Pathology of Domestic Animals, fourth ed., vol. 2Academic Press, San Diego, pp Measures LN, Anderson RC, Centrarchid fish as paratenic hosts of the giant kidney worm, Dioctophyme renale (GOEZE, 1782), in Ontario, Canada. Journal of Wildlife Diseases.21(1): Monteiro SG, Sallis ESV, Satainki DR Infecção natural por trinta e quatro helmintos da espécie Dioctophyme renale (Goeze, 1782) em um cão. Revista da Faculdade de Zootecnia, Veterinária e Agronomia de Uruguaiana. 9(1): Nakagawa TLDR, Bracarense APF, Reis ACF, et al Giant Kidney worm (Dioctophyma renale) infections in dogs from Northen Paraná, Brazil. Veterinary Parasitology. 145(2007): Oliveira LL, Attallah FA, Santos CL, et al O uso da ultrassonografia para o diagnóstico de Dioctophyme renale em cão relato de caso. Revista Universidade Rural, Seropédica. 25(1): Osborne CA, Stevens JB, Hanlon GF Dioctophyme renale in a dog. Journal of the American Veterinary Medical Association. 155(4): Pedrassani D e Camargo FR Dioctofimose em cães: primeiro relato da ocorrência de casos no Distrito São Cristóvão, Três Barras SC. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 13(1):283. Pedrassani D, Do Nascimento AA Verme gigante renal. Revista Portuguesa de Ciências Veterinárias 110 ( ): Pedrassani D, Hoppe EGL, Avancini N, et al Morphology of eggs of Dioctophyme renale Goeze, 1782 (Nematoda: Dioctophymetidae) and influences of temperature on development of first-stage larvae in the eggs. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 18(1): Pereira BJ, Girardelli GL, Trivilin LO, et al Ocorrência de Dioctofimose em cães do município de Cachoeiro do Itapemirim, Espírito Santo, Brasil, no período de maio a dezembro de Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 15(3): Pesenti TC et al (2012). Dioctophyma renale (GOEZE, 1782) Collet-Meygret, 1802 (Dioctophymatidae) em Galictis cuja (MOLINA, 1782) (Mustelidae) no Rio Grande do Sul, Brasil. Neotropical Helminthology, 6. Disponível em: edu.pe. [Acesso em 07 julho 2015]. Poppi FP, Barçante JMP, Barçante TA Primeiro relato de Dioctophyma renale parasitando o rim direito de um cão procedente do município de Poços de Caldas/ MG. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 13(1):274. Ribeiro CT, Verocai GG, Tavares LE Dioctophyme renale (Nematoda, Dioctophymatidae) infection in the crab-eating fox (Cerdocyon thous) from Brazil. Journal of Wildlife Diaeases. 45(1): Rocha UFRG e GRECHI R Parasitismo por Dioctophyme renale (GOEZE, 1782) em preguiça, Choloepus didactylus LINNAEUS, Revista da Faculdade de Farmácia e Bioquímica.3: Silveira CS et al (2015). Dioctophyma renale em 28 cães: aspectos clinicopatológicos e ultrassonográficos. Pesquisa Veterinária Brasileira. 5(11): Sloss MW, Zajac AM, Kemp RL Parasitologia clínica veterinária. São Paulo: Manole. pp Soulsby EJL Helminthes, arthropods and protozoa of domesticated animals. 7. ed. London: Baillière Tindall. pp Stainki DR, Pedrozo JCSR, et al. GasparLFJ, Zanette RA, Silva AS, Monteiro SG Urethral obstruction by Dioctophyma renale in puppy. Comparative Clinical Pathology. 20: Urano Z, Hasegawa H, Katsumata T, et al Dioctophymetid nematode larva found from human skin with creeping eruption. Journal of Parasitology. 87(2): Venkatrajaiah N, Kalbande SH, et al. Rao GVN, Reddy VC, Reddy SH, RaoPR, Babu K, Keerthi A Dioctophymatosis renalis in humans: first case report from India. Journal of the Association of Physicians of India. 62: Verocai GG, Measures LN, Azevedo FD, et al Dioctophyme renale (Goeze, 1782) in the abdominal cavity of a domestic cat from Brazil. Veterinary Parasitology. 161(2009):