I. IDENTIFICAÇÃO UNIDADE ACADÊMICA: Campus Jataí CURSO: Agronomia ANO/SEMESTRE: 2012/2 DISCIPLINA: Propagação de plantas

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1 P L A N O D E E N S I N O I. IDENTIFICAÇÃO UNIDADE ACADÊMICA: Campus Jataí CURSO: Agronomia ANO/SEMESTRE: 2012/2 DISCIPLINA: Propagação de plantas CARGA HORÁRIA SEMANAL: 2 horas CARGA HORÁRIA TOTAL: 32 horas PROFESSOR(A): Andressa Giovannini Costa II. EMENTA Conceitos, tipos e importância da propagação de plantas; substratos, tratamentos e estruturas físicas para propagação de plantas; propagação por sementes e propagação vegetativa por apomixia, estruturas naturais, mergulhia, estaquia, enxertia e micropropagação. III. OBJETIVO GERAL Conhecer os principais métodos e técnicas de propagação, principais insumos e estruturas utilizadas na propagação de plantas. IV. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Aspectos gerais da propagação de Plantas (conceitos, tipos e importância da propagação de plantas). Infraestrutura para propagação de plantas. Conhecer os principais insumos, substratos e estruturas utilizadas na propagação de plantas. Reguladores de crescimento. Formas de propagação de plantas. Conhecer os principais métodos de propagação de plantas (propagação por sementes e propagação vegetativa por apomixia, estruturas naturais, mergulhia, estaquia, enxertia e micropropagação). V. METODOLOGIA E RECURSOS Aulas teóricas expositivas com auxílio do quadro negro e data-show Trabalhos práticos. VI. PROCESSOS E CRITÉRIOS DE AVALIAÇÃO O sistema de avaliação será mediante três provas e relatórios das aulas práticas. VII. BIBLIOGRAFIA Básica BARBOSA, J.G.; LOPES, L.C. Propagação de plantas ornamentais. Viçosa: UFV, p. DAVIDE, A.C.; SILVA, E.A.A. Produção de sementes e mudas de espécies florestais. Lavras: UFLA p. FACHINELLO, J.C.; HOFFMANN, A.; NACHTIGAL, J.C. Propagação de plantas frutíferas. Embrapa p. SIMÃO, S. Tratado de fruticultura. Piracicaba: FEALQ, p. Bibliografia Complementar: KÄMPF, A.N.; FERMINO, M.H. Substratos para plantas: a base da produção vegetal em recipientes. Porto Alegre: Gênesis p. PASQUAL, M.; CHALFUN, N.N.J.; RAMOS, J.D.; VALE, M.R.; SILVA, C.R.R. Propagação de plantas frutíferas. Lavras: UFLA/FAEPE p. TORRES, A.C.; CALDAS, L.S.; BUSO, J.A. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: EMBRAPA-SPI / EMBRAPA-CNPH, v p. TORRES, A.C.; CALDAS, L.S.; BUSO, J.A. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: EMBRAPA-SPI / EMBRAPA-CNPH, v p.

2 P R O G R A M A D E D I S C I P L I N A VIII. CONTEÚDO, CRONOGRAMA DE AULAS E DE AVALIAÇÃO 2012/2 (O Cronograma pode sofrer alteração durante o semestre) Data Aulas Teóricas 12/nov Introdução a propagação de plantas 19/nov Infra-estrutura para Propagação de Plantas 26/nov Formas de propagação das plantas (Propagação sexuada e assexuada) 03/dez Propagação por sementes 10/dez Propagação por sementes 17/dez Reguladores de crescimento (Auxinas, citocininas, giberelinas, ácido abcísico). 07/jan Primeira avaliação 14/jan Propagação vegetativa natural 21/jan Propagação vegetativa artificial: Estaquia 28/jan Propagação vegetativa artificial: Enxertia 04/fev Propagação vegetativa artificial: Mergulhia 11/fev Segunda avaliação 18/fev Micropropagação das plantas 25/fev Recesso acadêmico Carnaval 04/mar Micropropagação das plantas 11/mar Pratica enxertia e estaquia 18/mar Produção de mudas certificadas * Média Final: Provas 70%; Relatórios 30% ** Prova substitutiva: será realizada no dia 06 de julho para o aluno que perder qualquer prova ao longo do semestre. Essa prova será realizada com conteúdo a ser determinado em sala de aula. O aluno continua tendo o direito ao processo de solicitação de prova segunda chamada. Profª. Andressa Giovannini Costa Jataí, 17/02/2012

3 P R O G R A M A D E D I S C I P L I N A VIII. CONTEÚDO, CRONOGRAMA DE AULAS E DE AVALIAÇÃO 2012/1 I. Pratica propagação vegetativa (estacas caulinares e enxertia) a. Objetivo Preparar diferentes tipos de estacas caulinares e conhecer as principais técnicas de enxertia. b. Materiais Substrato comercial Plantmax Bandeja isopor 128 células Tesoura de poda Canivete Fungicida (Benlate) Promotor de enraizamento (IBA) Etiquetas de plástico Lápis Balança de precisão Régua Material vegetal: Crisântemo Craveiro Alecrim Gerânio Azálea c. Procedimentos: Cortar estacas de uma das plantas indicadas logo abaixo de um nó (ponto de inserção das folhas); Eliminar a maior parte das folhas, conservando apenas duas ou três folhas na extremidade de cada uma das estacas; Encher a bandeja com o substrato e plantar as estacas na periferia, enterrando-as cerca de 4 ou 5 cm. Colocar etiquetas nas latas, indicando o nome da planta, a data (que a estaca foi plantada) e o nome ou número de equipe. Colocar as bandejas em lugar arejado e bem iluminado, mas não diretamente ao sol. Regar os vasos com freqüência, sem encharcá-los. Depois de trinta dias, desenterrar as estacas com cuidado e fazer as medições 9altura de plantas, comprimento raíz, peso parte aérea e raíz. *Dica: Essa atividade poderá ser realizada em grupos. O experimento poderá ficar no laboratório ou lugar que atenda as condições solicitadas no procedimento. d. Avaliação A avaliação será realizada no decorrer das atividades, inicialmente observando o envolvimento dos alunos, analisando seus questionamentos e intervenções. O professor acompanhará a leitura das produções dos alunos, fazendo as intervenções necessárias, retomando os temas, conforme a necessidade. Sendo finalizado com a produção de um relatório com exposição oral em aula para a turma.

4 II. Pratica de cultura de tecido a. Objetivos Aprender a preparar soluções estoque e meios de cultura; assepsia, preparos e inoculação de explante e esterilização de instrumentos. b. Procedimentos PREPARO DE ESTOQUES DE MACROELEMENTOS DO MEIO MS 1. NH 4 NO 3 - pesar 165 g de nitrato de amônio e dissolvê-lo em 800 ml de água destilada deionizada. Agitar bem, completar o volume para 1000 ml e agitar novamente. 2. KNO 3 - Pesar 190 g de nitrato de potássio e dissolvê-lo em 800ml de água destilada 3. CaCl 2.2H Pesar 44 g desse sal e dissolvê-lo em 800 ml de água destilada 4. MgS0 4.7H Pesar 37 g deste sal e dissolvê-lo em 800 ml de água destilada 5. KH 2 PO 4 - Pesar 17 g deste sal e dissolvê-lo em 800 ml de água. Agitar bem. Completar o volume para 1000 ml. Agitar novamente. 6. NaH 2 PO 4.H 2 O - Pesar 17 g deste sal e dissolvê-lo em 800 ml de água. Agitar bem. Completar o volume para 1000 ml. Agitar novamente. Tomar 10 ml de cada um dos estoques para cada litro de meio a ser preparado. PREPARAÇÃO DE ESTOQUE DE MICRONUTRIENTES DE MS 1. Fe.EDTA - Pesar 3,73 g de Na 2 EDTA e dissolvê-lo em 800 ml de água destilada deionizada. Após a dissolução, manter a agitação e adicionar lentamente 2,78 de FeSO 4.7H 2 O. Após a dissolução, completar volume para 1000 ml e agitar novamente. Colocar em frasco escuro, coberto com papel alumínio e armazenar em geladeira. 2. Outros micronutrientes Em 300 ml de água dissolver: mg de H 3 BO 3 ; mg de MnSO 4. H 2 O; mg de ZnSO 4.7 H 2 O; - 83 mg de KI; - 25 mg de Na 2 MoO 4.2 H 2 O; - 2,5 mg de CuSO 4.5 H 2 O; e - 2,5 mg de CoCl 2.6 H 2 O. Completar o volume para 1000 ml. Agitar bem. Colocar em frasco e armazenar em geladeira. Tomar 10 ml de cada um dos estoques para cada litro de meio a ser preparado. MEIO DE CULTURA: Macro e micronutrientes MS, vitaminas, i-inositol, 0,25 mg/l de BA, 0,1 mg/l de GA Preparo do meio de cultura Cada grupo preparará o seguinte meio de cultura: Em um frasco Erlenmeyer de 1000 ml colocar 250ml de água destilada deionizada, em seguida, adicionar: 5 ml de macronutrientes MS; 5 ml de micronutrientes MS; 5 ml da mistura orgânica de White; 50 mg de i-inositol; 15 g de sacarose; 5 ml de solução estoque de cinetina 10 mg/l (0,01mg/ml); adicionar 1,5 ml de uma solução estoque de 2,4-D 100 mg/l (0,1 mg/ml); diluir para 450 ml, utilizando água destilada deionizada; ajustar o ph para 5,7; usando HCl ou NaOH 1N, e em seguida, diluir o meio para o volume final de 500 ml com água destilada deionizada; adicionar 3 g de ágar, e levar ao microondas para liquefação;

5 misturar bem e distribuir em tubos de ensaio de 25mm de diâmetro e 150mm de altura. Preparar 20 tubos; esterilizar o meio por autoclavagem, durante 15 minutos a 120 C ; e deixar esfriar inclinado, para solidificação do ágar. DESINFESTAÇÃO DOS EXPLANTES Retirar da planta folhas desenvolvidas com 2-4 cm de pecíolo para extração dos explantes. Colocar os explantes em frascos convenientes e imergí-los, em solução de hipoclorito de sódio a 0,5%. (água sanitária diluída 5 a 10 vezes). Decantar o desinfestante em um beaker grande. Lavar o explante 3 vezes com água destilada autoclavada. INOCULAÇÃO As operações subseqüentes serão feitas em capela de fluxo laminar. Os explantes já desinfestados deverão ser transferidos para placas de Petri estéreis, separadamente. Usar pinças longas para transferências. Utilizar 5 tubos de ensaio com meio de cultura para cada grupo. Cortar pedaços da lâmina foliar com aproximadamente 1 cm 2, contendo porção da nervura principal. Colocar nos tubos de ensaio em posição vertical, com metade do explante no meio de cultura. ESTERILIZAÇÃO DOS INSTRUMENTOS As pinças e bisturis devem ser esterilizados imergindo-os em solução de álcool a 95%, durante alguns minutos e, flambá-los em chama de gás. É desejável expor os instrumentos ao forte calor segurando-os pela extremidade oposta. A mão deve ser inclinada sempre acima dos instrumentos para que a chama não corra para o braço. c. Avaliação Observar se houve contaminação. Formação de calo e desenvolvimento de plântula. A avaliação será realizada no decorrer das atividades, inicialmente observando o envolvimento dos alunos, analisando seus questionamentos e intervenções. O professor acompanhará a leitura das produções dos alunos, fazendo as intervenções necessárias, retomando os temas, conforme a necessidade. Sendo finalizado com a produção de um relatório com exposição oral em aula para a turma. III. Visita técnica a COMIGO Florestal a. Objetivos Observar a estrutura e dinâmica de um viveiro comercial. Técnica de propagação de clones de Eucalipto. b. Procedimentos A prática consiste em uma visita técnica ao jardim clonal de eucalipto da COMIGO, situado na cidade de Rio Verde GO, onde o técnico responsável, Ubirajará, ira explicar e mostrar a estrutura e o passo-a-passo da produção de mudas de eucalipto. c. Avaliação Os alunos deverão elaborar relatórios individuais relatando a experiência e os principais pontos da técnica lá observada, que deverá ser entrega no prazo de uma semana após a viagem.