UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA ROGER CARVALHO WICHOCKI

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1 UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA CURSO DE ZOOTECNIA ROGER CARVALHO WICHOCKI MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus) CUIABÁ 2015

2 ROGER CARVALHO WICHOCKI MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus) Trabalho de conclusão do curso de Graduação em Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso, apresentado como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Zootecnia. Orientador: Prof.ª Dr.ª Janessa Sampaio de Abreu Ribeiro Orientador do estágio supervisionado: Sr.º Francisco Pereira Marques Filho CUIABÁ 2015

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4 DEDICATÓRIA Eu dedico este trabalho a minha família que sempre esteve presente na minha formação, tanto acadêmica como moral.

5 AGRADECIMENTOS Eu agradeço primeiramente a Deus que está sempre observando meus passos, é com a ajuda Dele que todo este trabalho foi possível. Agradeço ao meu pai Osmar Alceu Wichocki, minha mãe Ionice Carvalho de Campos Wichocki e ao meu irmão Bruno Carvalho Wichocki que direta ou indiretamente conciliaram para a elaboração deste trabalho e para a realização do sonho de se graduar em um curso superior de uma universidade federal. Ao Sr. Francisco Pereira Marques Filho que disponibilizou o local do estágio e contribuiu de forma magnífica com os aprendizados obtidos no período em que estive lá. Agradecimento especial as amizades que fiz durante a Faculdade toda, em especial ao Lucas Rocha Rebelo, ao Gabriel Bordignon, ao Deivid Peres e ao Marcos Phelipe Silva Fachin (in memorian). Agradeço a todos os professores que contribuíram para minha formação acadêmica e moral.

6 EPÍGRAFE O conhecimento torna a alma jovem e diminui a amargura da velhice. Colhe, pois, a sabedoria. Armazena suavidade para o amanhã. Leonardo da Vinci Sábio é aquele que conhece os limites da própria ignorância. Sócrates A simplicidade é o último grau de sofisticação. Leonardo da Vinci

7 LISTA DE ILUSTRAÇÕES Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga (C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...7 Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...8 Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...8 Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção do híbrido Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...10 Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) selecionados para a reprodução induzida em laboratório...11 Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...13 Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5 minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após fecundação...16 Figura 8. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia 03 horas (A), 06 horas (B), 09 horas (C) e 12 horas (D) após fecundação...16 Figura 9. Sala de eclosão de alimento vivo (Artemia salina) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...18 Figura 10. Canibalismo entre híbridos de pintado da Amazônia produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT...18

8 LISTA DE TABELAS Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/ Tabela 2. Protocolo de indução hormonal utilizado para machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/

9 SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO OBJETIVO REVISÃO DE LITERATURA RELATÓRIO DE ESTÁGIO ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório Larvicultura CONSIDERAÇÕES FINAIS REFERÊNCIAS... 21

10 RESUMO Dos peixes economicamente comerciais, os surubins são amplamente valorizados, pela qualidade de sua carne que é quase totalmente desprovida de espinhos, sabor suave e característico. Contudo, a criação dessas espécies de peixes mostra-se relativamente mais onerosa, uma vez que são em sua maioria carnívoros e apresentam alto canibalismo. A hibridação de bagres como cachara (Pseudoplatystoma spp) e jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) é uma alternativa de minimizar estes problemas, obtendo o híbrido pintado amazônico, de grande aceitação no mercado. A hibridação é uma técnica crescente na piscicultura e com ela é possível obter melhores resultados devido ao alto grau de heterose garantido na reprodução. O acompanhamento do desenvolvimento embrionário e larvicultura do hibrido pintado amazônico tem grande relevância no seu produto final. O cuidado dessas fases iniciais pode resultar em maior produtividade com menor custo. Palavras-chave: hipofisação, larvicultura, heterose, pintado amazônico.

11 1 1. INTRODUÇÃO A piscicultura no Brasil vem mudando as suas vertentes, o país que um dia foi somente atendido por pesca extrativista, hoje vem aumentando cada vez mais a produção racional de peixes, através da aquicultura. A produção total de pescado no Brasil foi no ano de 2011 de toneladas, segundo dados do Ministério da Pesca e Aquicultura (MPA). Deste total, a aquicultura foi responsável por 43,91% da produção, evidenciando como a aquicultura vem se tornando uma atividade importante na cadeia de produção do país. Esta importância se reflete no estado de Mato Grosso, que em 2010, ocupou a 3ª posição no ranking nacional de produção aquícola continental com a marca de quase toneladas/ano. Com essa crescente demanda por peixes, o domínio da reprodução destes animais se tornou essencial a fim de garantir a obtenção de formas jovens (larvas e alevinos) para sustentar esta cadeia produtiva. Dentre as espécies de importância comercial atualmente na piscicultura, muitas são reofílicas e dependem de ações climáticas para maturação dos gametas. Em cativeiro, não são capazes de reproduzir-se naturalmente, sendo necessário induzir a reprodução mediante aplicação de hormônios (extrato de hipófise), que acelera essa maturação dos gametas. Os peixes de couro, conhecidos popularmente como bagres e surubins, são bastante procurados devido ao sabor, textura e a quase ausência de espinhas musculares na carne. No entanto, a criação dessas espécies de peixes se mostra um tanto quanto complicada uma vez que são carnívoros e apresentam índice de canibalismo. Buscando amenizar esses problemas, produtores têm recorrido à hibridação, cruzando bagres de boa aceitação no mercado, como o Cachara (Pseudoplatystoma spp.) e o Pintado (Pseudoplatystoma corruscans), com outras espécies onívoras como o Jundiá amazônico (Leiarius marmoratus), com a finalidade de obter o híbrido popularmente conhecido como pintado da Amazônia, que apresenta maior rendimento de carcaça e menor exigência protéica nas dietas.

12 2 A Piscicultura Lufada, local de realização do estágio, existe há 23 anos, tendo como foco a produção de alevinos de peixes nativos, como pacu e tambaqui e também híbridos como tambacu, tambatinga, patinga e pintado da Amazônia. Conta com 24,6 ha de lâmina d água, divididos em 81 viveiros de diversos tamanhos. A principal atividade realizada durante o estágio foi acompanhar a reprodução de peixes nativos reofílicos em laboratório, visando a obtenção de alevinos do híbrido pintado da Amazônia. Além disso, foi possível acompanhar outras atividades realizadas na propriedade como, alimentação e transporte de larvas; arraçoamento dos peixes; limpeza e adubação dos viveiros e despesca dos alevinos para comercialização. O estágio supervisionado II tem a finalidade de representar o dia-a-dia que um zootecnista irá encontrar no mercado de trabalho. Como já foram concluídas todas as matérias para a graduação em zootecnia, o estágio tem por finalidade demonstrar que o acadêmico tem capacidade para atuar em campo.

13 3 2. OBJETIVO O estágio teve como objetivo acompanhar os procedimentos de reprodução de peixes reofílicos e larvicultura em laboratório, visando a produção comercial de alevinos, em especial de alevinos de pintado Amazônico proveniente do cruzamento da fêmea de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e macho de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus).

14 4 3. REVISÃO DE LITERATURA O Brasil ocupa a 19ª colocação em produção de pescado (FAO, 2010) ficando à frente de grandes países de primeiro mundo, com uma produção total de pescado no ano de 2011 de toneladas (BRASIL, 2011). Em 2009, a pesca extrativista representava 66,5% da produção total de pescado. Este montante diminuiu em 2011 (56,09%), enquanto a produção oriunda da aquicultura aumentou para 43,91% da produção total (BRASIL, 2011), evidenciando que a aquicultura vem se tornando uma atividade importante na cadeia de produção do país. No ano de 2010, dentre os estados brasileiros, Mato Grosso ocupou a 3ª posição no ranking nacional de produção aquícola continental com a marca de quase toneladas/ano (BRASIL, 2011). Os peixes de couro, conhecidos popularmente como bagres e surubins, são bastante procurados devido ao sabor, textura e a quase ausência de espinhas musculares na carne. Contudo, a criação destes peixes tornou-se um desafio aos piscicultores, por apresentarem altos índices de canibalismo na fase larval, difícil adaptação às dietas comerciais e alta exigência protéica o que onera a produção (COUTO, 2009). Diante deste contexto, a hibridização tem se apresentado como uma estratégia para minimizar estes entraves, como a produção do híbrido pintado amazônico, oriundo do cruzamento de espécies carnívoras de alto valor comercial do gênero Pseudoplatystoma, com espécies onívoras, como Leiarius marmoratus. Com o objetivo de obter sempre o melhor desempenho em relação ao vigor híbrido (heterose), este cruzamento resulta em um animal híbrido com valor econômico equivalente e com menor custo de produção, já que podem ser alimentados com rações de menor valor protéico (GANECO et al., 2011). Para suprir a demanda por estes surubins, a piscicultura vem avançando em pesquisas, em especial no que diz respeito ao conhecimento das técnicas reprodutivas para viabilizar em cativeiro a produção de larvas e alevinos. Em sua maioria, estes peixes de importância comercial são reofílicos e dependem de

15 5 estímulos climáticos para maturação dos gametas. Fatores ambientais como alcalinidade, o oxigênio dissolvido na coluna d água, salinidade, abundância de alimentos, e principalmente, temperatura e fotoperíodo influenciam a reprodução (LIMA et al., 2013). Em cativeiro, a reprodução dos peixes reofílicos dá-se através de protocolos de indução hormonal, que consiste da utilização de hormônios naturais ou sintéticos a fim de que seja possível induzir a ovulação e espermiação de algumas espécies de peixes com potencial para serem utilizadas na piscicultura. O fato dos ambientes de cultivo não serem os mais adequados para provocar a maturação das gônadas e posteriormente a desova dos peixes reofílicos, faz com que seja necessária a aplicação de hormônios gonadotróficos ou liberadores de gonadotrofinas nos peixes, que promovem a maturação final e liberação dos gametas (MOREIRA et al., 2001). Dentre as técnicas de indução hormonal destaca-se a hipofisação, criada em 1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm Gaspar Von Ihering (DICIONÁRIO HISTÓRICO-BIOGRÁFICO DAS CIÊNCIAS DA SAÚDE NO BRASIL, 2015) e até hoje utilizada em várias pisciculturas por todo Brasil. Esta técnica consiste em retirar hipófises de peixes doadores e aplicá-las em doses relacionadas ao peso do peixe com a finalidade de maturação final dos gametas (LIMA et al., 2013). Com a aplicação de técnicas convencionais na indução hormonal tem-se conseguido sucesso na obtenção de gametas viáveis, fertilização e eclosão de ovos de bagres pimelodídeos, como cachara e pintado (CAMPOS, 2005). De acordo com este autor, para o gênero Pseudoplatystoma, nas fêmeas é aplicada uma dose total de 5 a 6,5 mg de extrato de hipófise/kg de peso vivo, sendo 10% na primeira dose e o restante na segunda. A primeira dose serve para ativar os receptores dos hormônios que originarão a maturação final dos ovócitos, já a segunda dose é que vai finalizar realmente a maturação dos gametas. Geralmente o intervalo de aplicação é de 12 horas. Nos machos é realizada apenas uma aplicação de 0,5 a 1 mg/kg de peso vivo, aplicado juntamente com a segunda dose da fêmea para aumentar o volume de sêmen (LIMA et al., 2013). O processo de amadurecimento final depende não somente da espécie mas também da temperatura da água em que as matrizes e os reprodutores são mantidos (MOREIRA et al., 2001). Segundo estes autores, o intervalo de tempo entre a última injeção hormonal nas fêmeas até a ovulação é conhecido como horagrau e varia entre as espécies e temperatura da água. Campos (2005) relata

16 6 especificamente que as matrizes do gênero Pseudoplatystoma desovam 6 a 10 horas após a aplicação da segunda dose de solução hormonal. É necessário determinar o momento da desova das fêmeas para garantir gametas de boa qualidade, pois retirar os ovócitos antes ou depois de determinado tempo da ovulação pode comprometer a qualidade das larvas e proporcionar baixas taxas de fertilização (ZANIBONI FILHO e WEINGARTNER, 2007). A técnica de desova utilizada nas pisciculturas é a extrusão que consiste na retirada dos ovócitos da fêmea através de massagem abdominal. O mesmo procedimento é utilizado para a retirada do sêmen, sendo ambos os gametas recolhidos em recipientes separados para posterior mistura e fertilização. O tempo decorrido da fecundação e desenvolvimento embrionário até eclosão das larvas varia com a espécie do peixe e a temperatura da água. Em geral quanto maior a temperatura da água, mais rápida será a eclosão. Para as espécies tropicais, a incubação deve ocorrer em água entre 25 a 29 C, pois temperaturas superiores podem resultar em eclosão prematura com alta mortalidade de embriões e larvas na maioria das espécies (KUBITZA, 2004). O acompanhamento do desenvolvimento embrionário das larvas é a amostra do que virá a ocorrer com o lote. É com ele que várias medidas já podem ser tomadas, como a quantidade de caixas a serem esterilizadas para receber as larvas e a quantidade de alimento a ser produzido, que no caso da larvicultura do híbrido pintado da Amazônia baseia-se no fornecimento de naúplios do microcrustáceo Artêmia (Artemia salina). O alimento vivo é imprescindível para assegurar um bom desenvolvimento e consequentemente uma adequada taxa de sobrevivência das larvas (KUBITZA, 2004).

17 7 4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO O estágio supervisionado II foi realizado na Piscicultura Lufada, localizada na BR 163, Km 15, zona rural, Várzea Grande/MT, durante o período de 13/11/2014 até 22/12/2014 e de 05/01/2015 a 10/01/2015. A Piscicultura Lufada, de propriedade do Sr. Francisco Pereira Marques Filho, existe há 23 anos e dedica-se principalmente à produção de alevinos de peixes híbridos, como tambatinga (fêmea Colossoma macropomum x macho Piaractus brachypomus), tambacu (fêmea C. macropomum x macho P. mesopotamicus), patinga (fêmea P. mesopotamicus x macho P. brachypomus) e pintado da Amazônia (fêmea de Pseudoplatystoma spp x macho Leiarius marmoratus) (Figura 1). Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga (C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Na propriedade há 81 viveiros de tamanhos variados abastecidos por uma represa com tamanho total de 14,7 ha que funciona como reserva de água na época de estiagem. As instalações contam com frigorífico em fase final de regularização estadual; galpão para armazenagem de rações e ferramentas; escritório para

18 8 atendimento de clientes e arquivos em geral; casa sede; alojamento para funcionários e estagiários e o laboratório de reprodução. O laboratório de reprodução conta com 10 incubadoras de 200 litros e 20 incubadoras de 60 litros (Figura 2); 05 caixas de alvenaria (60 cm X 500 cm) para larvicultura; 04 caixas de alvenaria e 04 de ferro (1 m X 2 m) para contenção e observação das matrizes e reprodutores capturados e uma sala bem iluminada para eclosão de náuplios do micro crustáceo artêmia (Artemia salina), que serve de alimento primordial nas primeiras fases da vida dos alevinos. O laboratório também possui equipamentos, como lupa (marca OPTON) (Figura 3), com possibilidade de aumento de até 40 vezes, um kit de análise de água para avaliação de ph e alcalinidade da água e um oxímetro digital (marca Bernauer). Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. No laboratório há um funcionário responsável pelo manejo dos peixes e larvicultura, realizando limpeza das caixas e das incubadoras. Além deste funcionário, há também na propriedade dois roçadores, dois motoristas e um

19 9 responsável pelo trato diário dos peixes. O motorista leva a ração em caminhões da empresa para pequenas caixas d água que ficavam em pontos estratégicos da propriedade e dessas caixas o tratador retira uma quantidade determinada de ração para fornecer aos peixes estocados nos viveiros. O arraçoamento é manual, feito à lanço, tanto nos viveiros de engorda como nos de alevinagem. O proprietário da Piscicultura Lufada é também o responsável técnico e coordena as atividades de reprodução induzida dos peixes no laboratório, resultando na produção dos alevinos que são vendidos na propriedade.

20 10 5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO Durante a realização do estágio na Piscicultura Lufada foram realizadas as seguintes atividades: Reprodução induzida de peixes em laboratório e larvicultura do híbrido pintado da Amazônia; Acompanhamento do desenvolvimento e incubação de ovos; Higienização de incubadora de larvas; Higienização dos recipientes de eclosão de Artêmia; Fornecimento de alimento vivo (Artêmia) para larvas do híbrido pintado da Amazônia; Acompanhamento da adubação dos viveiros Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório A captura e posteriormente a seleção de matrizes e reprodutores aptos à reprodução foi realizada no dia 07/01/2015 através da passagem de uma rede de arrasto pelo viveiro previamente escolhido (Figura 4). Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção do híbrido Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Passar uma rede de despesca em um tanque exige conhecimento, pois durante a passagem da rede, se o chumbo ficar erguido, os peixes podem passar

21 11 por baixo e não serem capturados. Além disso, é necessário ter cuidado durante esta passagem, porque na tentativa desesperada de fugir, algumas espécies de peixes saltam por cima da rede, o que pode provocar um acidente de trabalho com as pessoas que estão operando a rede de arrasto. Uma vez capturados, a seleção de matrizes e reprodutores aptos à reprodução foi realizada visualmente. O macho libera com facilidade o sêmen. Assim, com uma leve massagem na região abdominal do macho já é possível observar liberação de sêmen. Já com as fêmeas é necessário mais atenção. São consideradas aptas à reprodução quando apresentam abaulamento do abdômen e a papila urogenital inchada e avermelhada. Para uma avaliação mais precisa, é possível utilizar a técnica da canulação que consiste em passar uma sonda sentido posterior/anterior pela papila urogenital em direção aos ovários para fazer uma amostragem dos ovócitos. É um procedimento útil para verificar em que estágio de maturação eles se encontram. Após captura, foram selecionadas três fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e seis machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) (Figura 5), os quais foram pesados e separados em caixas no laboratório de reprodução. Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) selecionados para a reprodução induzida em laboratório.

22 12 A reprodução artificial de peixes reofílicos foi possível a partir de um protocolo artificial de indução hormonal criado em 1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm Gaspar von Ihering chamado hipofisação (VITORAZZI, 2006). Nas fêmeas é aplicada uma dose total de 5 a 6,5 mg de extrato de hipófise/kg de peso vivo, sendo 10% na primeira dose e o restante na segunda, geralmente com intervalo entre as aplicações de 12 horas (FANTINI, 2011). Este protocolo de indução hormonal foi aplicado para viabilizar a desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) e machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) no dia 08/01/2015, visando a obtenção do pintado da Amazônia, um híbrido muito comercial atualmente em Mato Grosso e em vários outros estados brasileiros. Para aplicação da hipófise, foi realizada a diluição das mesmas em um cadinho de porcelana juntamente com três gotas de glicerina e soro fisiológico cujo volume era calculado de acordo com o peso vivo dos peixes (1ml de soro fisiológico/kg). A primeira dose foi aplicada as 11h30min do dia 07/01/2015 e a segunda dose às 23h30min do dia 07/01/2015 (intervalo de 12 horas). A partir deste momento, foi iniciada uma contagem de horas grau para obter uma estimativa do momento em que ocorreria a desova. A contagem de horas grau se dá pela soma das temperaturas da água onde estão estocadas as matrizes a cada hora e varia entre as espécies de peixes, já que cada uma apresenta intervalos diferentes para a maturação final dos gametas. A cachara (Pseudoplatystoma spp.) apresenta cerca de 255 horas-grau (CECARELLI et al., 2000). A temperatura no momento da 2º aplicação do hormônio foi de 28 C e durante toda a noite ela não se alterou. Considerando a hora grau para espécie trabalhada citada por Cecarelli et al (2000), 9 horas após a segunda aplicação (08h30min do dia 08/01/2015) as fêmeas de cachara iniciaram a desova e os ovócitos foram coletados por massagem abdominal (extrusão) em um recipiente plástico (Figura 6). Na tabela 1 são apresentados o peso das fêmeas de cachara selecionadas; a quantidade de hormônio (extrato de hipófise) administrada em cada uma das aplicações e a quantidade de ovócitos produzidos por cada fêmea no momento da desova.

23 13 Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015. Fêmeas Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) * Ovócitos (g) 1ª Dose 2ª Dose 1 8,50 4,20 38, ,70 4,40 39, ,40 5,20 46, Total 27,60 13,80 124, * Dose total considerada: 5,0 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 4,5 mg de EH / Kg (2º dose). De acordo com o protocolo de indução hormonal descrito por Rodolpho Ihering em 1934, nos machos é realizada apenas uma aplicação de extrato de hipófise, na concentração de 0,5 a 1 mg/kg de peso vivo, juntamente com a segunda dose da fêmea para aumentar o volume de sêmen. Na piscicultura Lufada, os machos de surubins em geral não recebem uma dose única como descrito. Por serem espécies de difícil obtenção de sêmen, o proprietário optou por utilizar um protocolo com a aplicação de duas doses nos machos, assim como nas fêmeas. Essa é uma técnica usada especificamente na Lufada, e segundo relatos do proprietário e supervisor do estágio, aumenta a quantidade de sêmen. No caso, é considerado para os machos uma dose total de 1,5 mg de extrato de hipófise/kg de

24 14 peso vivo, sendo 33,3% da dose total administrado na primeira aplicação e 66,6% na 2 º aplicação, 12 horas após a primeira (Tabela 2). Tabela 2. Protocolo de indução hormonal utilizado para machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015. Machos Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) * 1ª Dose 2ª Dose 1 2,10 1,10 2,10 2 2,30 1,20 2,30 3 2,10 1,10 2,10 4 2,30 1,20 2,30 5 2,60 1,30 2,60 6 1,50 0,75 1,50 Total 12,90 6,65 12,90 * Dose total considerada: 1,5 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 1,0 mg de EH / Kg (2º dose). A desova ocorreu normalmente e das fêmeas foi extraído o total de 2,250 kg de ovócitos (Tabela 1). O mesmo processo de extrusão foi feito com os machos, contudo, na retirada do sêmen, mesmo após secá-lo e descartar o primeiro líquido extraído, a urina ainda é eliminada junto com o sêmen, e esta ativa o espermatozoide. Uma vez ativado, a cada segundo que passa o espermatozoide perde motilidade, e com a preocupação de retirar o máximo de sêmen possível, pôde-se observar demasiado tempo para homogeneização do sêmen com os ovócitos. Ao se adicionar água à mistura (hidratação) ocorre o fechamento da micrópila (ponto de entrada do espermatozoide no ovócito) e em decorrência dos espermatozoides terem ficado muito tempo ativados, sua motilidade já se encontrava baixa, ou seja, o sêmen diminuiu sua capacidade de fecundação. Do lote inteiro de ovócitos fertilizados, estimou-se que menos de 10% eclodiu. A técnica de reprodução de surubins em cativeiro é pouco conhecida quando comparada à outras espécies reofílicas de peixes, e ainda muitos conceitos são praticados na base da tentativa e erro. A possível causa das baixa taxa de fecundação verificada foi ativação prematura do sêmen. Em algumas pisciculturas, os machos de surubins até alguns anos atrás eram sacrificados para retirada de sêmen direto dos testículos, devido à grande dificuldade em liberar o sêmen durante

25 15 a massagem. Na ocasião o que se tentou obter foi maior quantidade de sêmen através da massagem, extraindo o máximo de sêmen possível, mas perdendo muito tempo para isso. Segundo Witeck et al. (2011), em estudo com jundiá cinza (Rhamdia quelen), um bagre pimelodídeo muito cultivado no sul do Brasil; 0,1 ml de sêmen foi utilizado para fertilizar 2,0 ml de ovócitos que continham ovócitos, ou seja, 0,1mL de sêmen foi capaz de fertilizar uma grande quantidade de ovócito (80%). Assim, em futuras desovas deve-se atentar ao tempo de colheita e não só à quantidade de sêmen obtido, pois mesmo com pouca quantidade é possível obter altas taxas de fecundação se o sêmen apresentar uma boa concentração espermática. Após fertilização, o desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia foi acompanhado com auxílio de uma lupa e as imagens registradas através de fotografias. As observações foram realizadas a cada 5 minutos nas primeiras duas horas, a cada 10 minutos na terceira hora, a cada 20 minutos na quarta hora e a partir da quinta hora até a eclosão das primeiras larvas foram realizadas observações a cada 30 minutos, totalizando 53 observações (Figura 7 e 8). Após extrusão dos gametas, os reprodutores e as matrizes eram colocados em uma salmoura antes de serem transportados de volta ao viveiro com a finalidade de diminuir o estresse e as injúrias físicas sofridas durante o manejo reprodutivo. Todos os utensílios utilizados foram lavados com água e sabão, para minimizar a proliferação de agentes patogênicos.

26 16 Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5 minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após fecundação. Figura 8. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia 03 horas (A), 06 horas (B), 09 horas (C) e 12 horas (D) após fecundação.

27 Larvicultura As larvas de qualquer espécie de peixe após eclodir do ovo apresentam saco vitelínico e o utilizam como alimento até ser absorvido. Posteriormente, elas passam a se alimentar de alimento vivo (zooplâncton) e para suprir esta necessidade nos laboratório de produção pode-se utilizar como alimento larvas (náuplios) do microcrustáceo Artêmia (Artemia salina). Os naúpilos são comercializados na forma de cistos, que devem ser eclodidos na propriedade. Para eclosão, é necessário luminosidade, oxigenação da água e cloreto de sódio (NaCl), pois se trata de um crustáceo marinho. É reproduzida a água salina (com aproximadamente 15 gramas de NaCl para cada litro de água) e a cada litro de água dois gramas de cisto devem ser colocados. Após 24 a 26 horas, os náuplios de Artêmia eclodem, sendo que um grama de cisto promove a eclosão de aproximadamente náuplios. Após a eclosão é necessária a limpeza das cascas dos cistos, pois essas são tóxicas para as larvas. Na Piscicultura Lufada a limpeza foi realizada passando a água salina em uma peneira de 150µ, de forma que os náuplios de Artêmias passassem pela peneira, por serem menores, e as cascas, que ficavam retidas por serem maiores, eram descartadas. Isto foi realizado inúmeras vezes durante todo o estágio visando sempre a eclosão de naúplios para alimentação das larvas das espécies de peixes reproduzidas no laboratório. Também foram adaptados vasilhames plásticos de 20 litros com os fundos cortados para eclosão dos naúplios de Artêmias, onde cada um contava com um soprador de oxigênio. Para controle eram anotados o dia e a hora em que foram colocados os cistos para eclodir (Figura 9), seguindo-se a sequência de tratamento de forma que as larvas dos peixes eram sempre alimentadas com os náuplios de Artêmia eclodidos há mais tempo, pois mesmo em água salina é possível observar mortalidade nas Artêmias com o passar do tempo. Os peixes redondos, por possuírem menor voracidade, foram tratados com Artêmia a cada 2 a 3 horas. Já aos surubins, que são carnívoros e muito vorazes, naúplios de Artêmia eram fornecidos de hora em hora. Durante a larvicultura, os surubins precisam sempre estar bem alimentados e o fornecimento contínuo de alimento resulta em diminuição do canibalismo (Figura 10). Além disso, são espécies de hábito noturno, o que faz com que o fornecimento de Artêmia pela noite seja a

28 18 cada 30 minutos. Para isso era realizado um revezamento entre os funcionários e estagiários, sendo cada um responsável por duas horas de tratamento durante a noite. Figura 9. Sala de eclosão de alimento vivo (Artemia salina) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Figura 10. Canibalismo entre híbridos de pintado da Amazônia produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT. Conforme as larvas iam se desenvolvendo, elas eram retiradas das incubadoras por sifonamento e colocadas em caixas para que se desenvolvessem até um tamanho adequado e serem soltas nos viveiros.

29 19 Durante o estágio também foi verificado no laboratório larvas da espécie piraputanga (Brycon microleps). Segundo o proprietário e supervisor do estágio, anteriormente tinha sido realizada a desova desta espécie. A piraputanga é uma espécie que apresenta canibalismo nas fases iniciais, a alternativa utilizada foi o fornecimento de larvas de outras espécies de peixes de menor valor comercial, para servirem de alimento às larvas de piraputanga, diminuindo o canibalismo e aumentando a sobrevivência durante a larvicultura. Neste caso, o piau (Leporinus spp.) é a espécie mais reproduzida em cativeiro para produção de larvas forrageiras que servirão de alimento à piraputanga na fase larval. Contudo, quando foi realizada a desova do piau, a reprodução não foi bem sucedida, ocasionando assim, o canibalismo entre as larvas de piraputanga, explicando o pequeno número de larvas observadas. Em decorrência do fato, o proprietário informou que restou aproximadamente 3000 larvas remanescentes, as quais foram transportadas e soltas até um viveiro escavado com dimensões aproximadas de 10 m X 30 m. Para receber os alevinos, os viveiros eram secos e esterilizados com cal virgem, para então iniciar o enchimento. Em seguida, o viveiro era adubado com ureia agrícola e farelo de arroz. Na boca dos canos de abastecimento eram amarradas telas em tecido organza na tentativa de evitar que algum animal indesejado vindo pelo canal de abastecimento alcançasse o viveiro.

30 20 6. CONSIDERAÇÕES FINAIS Muitos conhecimentos foram adquiridos, mas não pode-se deixar de citar a importância de vivenciar uma piscicultura em pleno funcionamento. O estágio provou-se um teste para entender o que realmente é a atividade, e sem dúvida ele representou muito bem na formação acadêmica e profissional. Espero poder contribuir para a atividade piscícola como me foi contribuído com este estágio.

31 21 REFERÊNCIAS BRASIL. MINISTÉRIO DA PESCA E AQUICULTURA. Produção Pesqueira e Aquícola- estatística Disponível em Acesso em 02 de fevereiro de CAMPOS, J. L. O cultivo do pintado, Pseudoplatystoma corruscans (Spix e Agassiz 1829). ln: BALDISSEROTTO, B.; GOMES, L. C (Editores). Espécies nativas para piscicultura no Brasil. Santa Maria: UFSM, CECARELLI, P.S.; SENHORINI, J.A.; VOLPATO, G. Dicas em piscicultura: perguntas e respostas. Botucatu: Santana Gráfica, COUTO, C. Revolução nas águas. Revista Globo Rural, vol. 24, n. 283, p , FANTINI, L. E.; CAMPOS, C. M. Reprodução induzida de cachara Pseudoplatystoma reticulatum capturados no pantanal sul, submetidos a diferentes intervalos de tempo entre as aplicações hormonais. Anais do Encontro de Iniciação Científica - ENIC, nº 3, Disponível em: file:///c:/users/win7/downloads/ pb.pdf. Acesso em 02 de fevereiro de GANECO, L. N.; LIMA, A. F.; VARELA, E. S.; ALVES, E. L., TORATI, L. S.; LUNDSTEDT, L. M. Desenvolvimento embrionário do híbrido Pintado-daamazônia (fêmea Pseudoplatystoma punctifer x macho Leiarius marmoratus). Anais da III Conferência Latinoamericana sobre Cultivo de Peixes Nativos, Disponível em: Acesso em 02 de fevereiro de IHERING, RODOLPHO THEODOR WILHELM GASPAR VON. Dicionário Histórico-Biográfico das Ciências da Saúde no Brasil ( ). Disponível em: Acesso em 02 de fevereiro de KUBITZA, F. Reprodução, larvicultura e produção de alevinos de peixes nativos. 1 ed. Jundiaí, LIMA, A.F.; MORO, G.V; KIRSCHNIK, L.N.G.; BARROSO, R.M. Reprodução, larvicultura e alevinagem de peixes. In: Piscicultura de água doce: multiplicando conhecimentos, EMBRAPA, 1 ed. Brasília, DF, MOREIRA, H. L. M.; VARGAS, L. RIBEIRO, R. P.; ZIMMERMANN, S. Fundamentos da moderna aquicultura. Canoas: ULBRA, WITECK, L.; BOMBARDELLI, R. A.; SANCHES, E. A.; OLIVEIRA, J. D. S.; BAGGIO, D. M.; SOUZA, B. E. Motilidade espermática, fertilização dos ovócitos e eclosão dos ovos de Jundiá em água contaminada por cádmio. Rev. Bras. Zootec., vol.40, n. 3, p , 2011.

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