UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ CAIO CÉSAR POLI DOS SANTOS

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1 UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ CAIO CÉSAR POLI DOS SANTOS RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO: TIPAGEM SANGUÍNEA EM CÃES CURITIBA NOVEMBRO/ 2015

2 2 UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ CAIO CÉSAR POLI DOS SANTOS RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO: TIPAGEM SANGUÍNEA EM CÃES Trabalho de conclusão de curso apresentado ao Curso de Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de Médico Veterinário. Professora orientadora: Prof. Msc. Ana Laura D Amico Fam. CURITIBA NOVEMBRO/ 2015

3 Aos meus pais e tios, por acreditar e investir em mim. DEDICO 3

4 4 AGRADECIMENTOS À minha família, em especial meus pais, minha irmã, meus tios e minha princesa Carolina, pelo amor, pelo incentivo, pelo apoio incondicional a estudar e conquistar meus objetivos. Agradeço a minha mãe Rosa e ao meu pai Sérgio, por me ensinarem a ser uma pessoa com caráter, coragem, sempre me deixando livre para tomar minhas decisões, me incentivando nas horas difíceis, de desânimo е cansaço. Agradeço aos meus tios Ana Helena e Valter por me incentivar a estudar, batalhar, me aconselhando e indicando um caminho certo. Aos meus amigos de SP que mesmo distantes, sempre me apoiaram e foram compreensíveis com minha ausência. Agradeço também a equipe LabSan, por me acolherem, me passar conhecimento e aprendizado. Obrigado às futuras companheiras de profissão Isabela, Maria Priscila e Professora Jesséa de Fátima, por tornar os dias mais divertidos em nosso ambiente. Muito obrigado a minha orientadora Ana Laura D Amico, por abrir as portas e me receber com carinho e gentilmente ter me guiado no decorrer deste trabalho. E por ultimo, mas não menos importante, minhas filhas de quatro patas Elke, Lady, Lize, Meg, Monique, Preta e Sofia.

5 5 Importante não é ver o que ninguém nunca viu, mas sim, pensar o que ninguém pensou sobre algo que todo mundo vê. Schopenhauer

6 6 RESUMO Durante os anos de estudo, a patologia clínica na medicina veterinária vem se destacando como uma área de grande importância. O estágio obrigatório supervisionado sob a orientação da Médica Veterinária Dra. Ana Laura D Amico Fam no período de 17 de agosto de 2015 à 25 de setembro de 2015 no Laboratório Veterinário LabSan e no período do dia 28 de setembro de 2015 à 30 de outubro de 2015 no Laboratorio Veterinario Próvita, ambos localizados na região de Curitiba, Paraná. O objetivo do presente estudo é realizar revisão de literatura sobre os grupos sanguíneos em cães e relatar um caso de canino, macho, três anos, anêmico que foi necessário realizar a tipagem sanguínea para DEA 1.1 após três provas de compatibilidade com resultado de incompatibilidade. Palavras-chave: canino, tipos sanguíneos, compatibilidade.

7 7 LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E SIGLAS < : menor que > : maior que %: Porcentagem µl: Microlitro ALT: Alanina Amino Transferase AST: Aspartato Amino Transferase BID: Bis in die (Latim) duas vezes ao dia CHCM: Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média nos Eritrócitos DEA: Dog Erythrocyte Antigen FA: Fosfatase Alcalina fl: Fentalitros g/dl: Grama por decilitro GGT: Gama Glutamil Transferase Kg: Quilogramas L: Litro PCR: Reação em Cadeia da Polimerase (Polymerase Chain Reaction) mg: Miligramas TID: Ter in die (Latim) três vezes ao dia UI/L: Unidades Internacionais por Litro UTP: Universidade Tuiuti do Paraná

8 8 LISTA DE FIGURAS FIGURA 1 Centro Médico Veterinário VetSan Anexo laboratório LabSan. 13 FIGURA 2 Hospital Veterinário Próvita Anexo laboratório Próvita FIGURA 3 Entrada do Laboratório Veterinário Próvita FIGURA 4 Bancada de processamento de exames FIGURA 5 Equipamentos utilizados no laboratório FIGURA 6 Equipamentos utilizados no laboratório FIGURA 7 Bancada com microscópio FIGURA 8 Equipamentos utilizados no laboratório FIGURA 9 Exemplo esquemático do fenótipo sanguíneo de um cão FIGURA 10 A Cartão RapidVet canino FIGURA 10 B Cartão RapidVet felino FIGURA 11 A Canine Quick Test FIGURA 11 B Feline Quick Test FIGURA 12 Kit RapidVet-H FIGURA 13 Cartão RapidVet-H canino FIGURA 14 A Processamento da amostra no cartão RapidVet-H canino FIGURA 14 B Visualização da amostra de auto aglutinação FIGURA 15 A Processamento da amostra no cartão RapidVet-H canino FIGURA 15 B Resultado da amostra no cartão RapidVet-H canino FIGURA 16 Aglutinação FIGURA 17 Rouleaux... 43

9 9 LISTA DE QUADROS Quadro 1 Frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de cães em diversos países e constatou ampla variação geográfica... 29

10 10 LISTA DE TABELAS TABELA 1 Relação de exames realizados e sua quantidade TABELA 2 Relação de outros exames realizados e sua quantidade TABELA 3 Peso moleculares de alguns antígenos eritrocitários de canídeos TABELA 4 Anticorpos naturais em canídeos TABELA 5 A Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito TABELA 5 B Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito TABELA 6 A Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito TABELA 6 B Segundo exame do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito TABELA 7 Terceiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito... 41

11 11 SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO DESCRIÇÃO DO LOCAL DO ESTÁGIO Instalações e Funcionamento Atividades Desenvolvidas Casuística REVISÃO DE LITERATURA Genética Grupos sanguíneos de cães DEA DEA 3 e DEA DEA DEA DEA 6 e DEA Dal Sistema Shigeta (SGT) Frequência fenotípica Métodos de tipagem sanguínea e testes de compatibilidade Testes de tipagem Reações transfusionais adversas RELATO DE CASO DISCUSSÃO CONCLUSÃO REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS... 45

12 12 1 INTRODUÇÃO A vivência do estágio supervisionado é de importância para a formação profissional e pessoal, visando desenvolver novas habilidades e preparando para o mercado de trabalho. Os cães possuem cinco grupos sangüíneos bem estabelecidos, compostos por sete determinantes antigenos eritrocitários, os quais são denominados de "dog erythrocyte antigen" (DEA). O grupo DEA 1 (subgrupos 1.1, 1.2 e 1.3) tem sido considerado o mais importante no que se refere às transfusões de sangue. Isto ocorre porque esse grupo possui um alto potencial para estimulação antigênica e, dessa forma, pode estimular a produção de anticorpos se um receptor DEA 1 negativo receber uma transfusão de sangue DEA 1 positivo, levando a uma reação transfusional hemolítica em uma segunda transfusão com hemácias do tipo DEA 1. O objetivo do presente estudo é realizar revisão de literatura sobre os grupos sanguíneos em cães e relatar um caso de canino, macho, de três anos, anêmico que foi necessário realizar a tipagem sanguínea para DEA 1.1 após três provas de compatibilidade com resultado de incompatibilidade. 2 DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO O estágio curricular obrigatório foi realizado em dois laboratórios veterinários, iniciado em 17 de Agosto de 2015 à 25 de Setembro de 2015 no Laboratório Veterinário LabSan (Figura 1), situado na Avenida São José, 713, Cristo Rei - Curitiba/PR, em regime de oito horas diárias, totalizando 232 horas de atividades, supervisionado pela médica veterinária Dra. Cynthia Cristina Venancio da Silva. E do dia 28 de Setembro de 2015 à 30 de Outubro de 2015 no Laboratório Veterinário Próvita (Figura 2 e Figura 3), situado na Rua Victório Viezzer, 209, Mercês - Curitiba/PR, em regime de oito horas diárias, totalizando 184 horas de atividades, supervisionado pela médica veterinária Dra. Jesséa de Fátima França. Totalizando 416 horas de estágio supervisionado.

13 13 Figura 1 Centro Médico Veterinário VetSan Anexo Laboratório LabSan. Figura 2 Hospital Veterinário Próvita - Anexo Laboratório Próvita.

14 14 Figura 3 Entrada inferior com acesso ao Laboratório Veterinário Próvita. O Laboratório Veterinário LabSan é composto por uma equipe de três médicas veterinárias, um administrador, duas estagiárias e um motoboy. Já o Laboratório Veterinário Próvita é composto por duas médicas veterinárias, duas estagiárias e um motoboy. Em ambos os laboratórios, foram realizadas as atividades de recebimentos de amostras, manipulação em bancada, execução de exames, emissão de laudos e organização laboratorial. Os exames realizados nos laboratórios veterinários foram: hematologia, bioquímica, hemostasia, hemoterapia, análise de urina, análise de líquidos cavitários, parasitologia, imunologia e citologia diagnóstica. Alguns exames são realizados por laboratórios terceirizados. 2.1 Instalações e funcionamento O laboratório veterinário LabSan funciona de segundas às sextas-feiras das 8:30 às 20 horas e aos sábados das 9 às 17 horas, recebendo amostras provindas de diversas clínicas e hospitais veterinários da região e outros estados brasileiros.

15 15 Internamente dispõe de um ambiente com todos os equipamentos necessários para suas atividades (Figura 4). O laboratório veterinário Próvita funciona de segundas às sextas-feiras das 9h às 19 horas e aos sábados das 9 às 12 horas, recebendo amostras provindas de diversas clínicas e hospitais veterinários da região (Figura 5). Figura 4 Bancada de recebimento e processamento das amostras. Figura 5 Bancada de processamento de exames.

16 16 Em ambos os laboratórios os equipamentos estão alocados em bancada. O laboratório veterinário LabSan possui um contador hematológico semi-automático CELM CC- 530 e CELM DA-50, uma centrífuga de microhematócrito FANEM MOD e Centrifuga para tubos Excelsa II FANEM MOD 206. Possui também um analisador bioquímico semi-automático Bioquímico BIO-PLUS 2000, Pipetas Automáticas e Banho-Maria (Figura 6), dois microscópios Olympus CX21 (Figura 7). Figura 6 Equipamentos utilizados no laboratório. Figura 7 Bancada com microscopio. Já no laboratório veterinário Próvita os equipamentos são uma centrífuga de microhematócrito Centribio, uma centrífuga para tubos Centribio, um banho maria

17 17 Stem 6, um fotômetro de chama Benfer BFC-300, um contador hematológico semiautomático CELM CC-530, um analisador bioquímico automático Wiener Lab e um analisador bioquímico semi-automático Bioeasy 200-Vet, coagulômetro CLO Timer e dois microscópios Nikon Eclipse E200 (Figura 8). Figura 8 Equipamentos utilizados no laboratório. 2.2 Atividades Desenvolvidas Após o recebimento da amostra, avalia-se sua viabilidade de processamento, e é iniciado o processo. Em casos de recebimento de amostras inviáveis, como por exemplo presença de coágulos em tubo de EDTA, quantidade insuficiente de amostra ou presença de fibrina, solicita-se uma nova coleta para que possa dar continuidade ao processo. Caso as amostras estejam adequadas, faz-se a transferência dos dados da requisição para o banco de dados do laboratório. Assim feito, o exame está apto ao seu processamento. Os exames mais frequentemente realizados em ambos laboratórios veterinários são o hemograma, os bioquímicos, a urinálise, o coproparasitológico e os teste rápidos (Snap test). No hemograma, faz-se um esfregaço sanguíneo, em seguida cora-se com panótico rápido. Preenche o capilar que após centrifugação, avalia-se o hematócrito e a proteína plasmática. É realizada a diluição do sangue com EDTA para obter a contagem total de leucócitos e eritrócitos. Para a contagem

18 18 do diferencial leucocitário através do esfregaço, utiliza-se o microscópio. Caso seja visualizada alguma alteração, faz-se observação em laudo. Com o soro sanguíneo, que foi centrifugado, são realizados os exames bioquímicos, sendo transferido ao analisador bioquímico. Caso observada alguma alteração na coloração ou na turbidez da amostra, faz-se uma observação no laudo, considerando que os resultados dos exames bioquímicos podem ser influenciados pelos diferentes estados do soro. Para a análise de urina, realiza-se exame físico, químico e do sedimento urinário. Inicia-se observando o volume da amostra recebida, a coloração, o aspecto e a densidade. Em seguida, é avaliado o exame químico via fita Uriquest Plus I. Após, é realizada a centrifugação, desprezando o sobrenadante e pipetando uma gota do material em uma lamina para a leitura e avaliação. O exame coproparasitológico é processado com cinco gramas de fezes em 50 ml de Cloreto de Sódio e Sulfato de Zinco pela técnica de flutuação. Realiza-se a diluição das fezes no meio, passa por uma filtração colocando uma lâmina sobre o líquido. É necessário aguardar em média 15 minutos para realizar a leitura do material em lâmina. As demais atividades no laboratório, sempre com a supervisão de um médico veterinário responsável, constituem a limpeza de materiais, emissão de laudos, preparação de amostras para postagem à laboratórios de serviços terceirizados, além da organização geral do laboratório. 2.3 Casuística Durante o período de estágio obrigatório foram acompanhados exames laboratoriais, sendo a grande maioria voltada para as espécies canina e felina. Na Tabela 1 estão especificados os exames realizados e suas respectivas quantidades. Na Tabela 2 estão especificados outros exames realizados nas suas respectivas quantidades.

19 19 Tabela 1 Relação de exames realizados no laboratório e suas quantidades. Imunologia 117 Urinálise Microbiologia Bioquímico Citologia Hormonal 50 Coagulação Histopatológico Hemograma Coproparasitológico Hemograma Histopatológico Coproparasitológico Coagulação 38 9 Hormonal Microbiologia Urinálise Citologia 58 Imunologia Bioquímico Tabela 2 - Relação de outros exames realizados no laboratório e sua quantidade 7 2 Hemogasometria Venosa Análise de Líquidos Contagem de Reticulócitos Fibrinogênio Teste de Coombs 5 9 Teste de Tipagem Sanguínea Teste de Compatibilidade Sanguínea

20 20 3 REVISÃO DE LITERATURA Os antígenos eritrocitários de membrana estão localizados na superfície dos eritrócitos. São detectados e descritos com base na sorologia com anticorpos monoclonais ou policlonais. Esses antígenos apresentam imunogenicidade variável e, por isso, importância clínica diferente. Na medicina veterinária a importância clínica dos tipos sanguíneos está relacionada às reações transfusionais e à isoeritrólise neonatal (ANDREWS & PENEDO, 2010; SILVESTRE FERREIRA & PASTOR, 2010). Os tipos sanguíneos são determinados por marcadores genéticos espécie-específicos da membrana dos eritrócitos que possuem características potencialmente antigênicas. A associação de tipos sanguíneos expressos em dois ou mais alelos no mesmo locus determinam um sistema de grupo sanguíneo (GIGER, 2005; MALIK et al., 2005). O alelo é cada uma das formas alternativas do mesmo gene que ocupam um locus no cromossomo. Já o locus é um local fixo e invariável do cromossomo, onde está localizado um determinado gene. Genes que ocupam o mesmo locus no cromossomo são chamados genes alelos. Quando os genes do locus são idênticos nos alelos e codificam uma característica igual, o indivíduo é considerado homozigoto. Mas se os genes apresentarem características distintas e ocuparem o mesmo locus nos alelos, o indivíduo é considerado heterozigoto (SAXENA et al., 1996). A detecção de aloanticorpos contra antígenos da membrana de eritrócitos permitiu a descrição de mais de 12 sistemas de grupos sanguíneos em cães. Foi sugerido que algumas glicoproteínas estão relacionadas a certos grupos sanguíneos, porém ainda é necessária sua caracterização bioquímica e molecular (GIGER, 2005). Primeiramente, os antígenos eritrocitários dos grupos sanguíneos de cães foram classificados em A, B, C, D, E, F e G, segundo a ordem de 4, esta ordem nomeou os grupos DEA 1, DEA 3, DEA 4 e DEA 5 (SUZUKI et al., 1975). Após essa classificação, foi descrito um segundo tipo de antígeno A, inicialmente denominado de A' e que é menos imunogênico do que o A. Posteriormente, esses dois subtipos foram reclassificados como A1 (antigo A), que possui alta imunogenicidade e A2 (antigo A'), que possui menor imunogenicidade do que o A1 (ANDREWS & PENEDO, 2010).

21 21 Atualmente a nomenclatura utilizada para os grupos sanguíneos de cães foi determinada no segundo workshop sobre imunogenética canina, realizado em 1976, contudo não é mundialmente aceita. Esse método de classificação utiliza a sigla DEA (Dog Erythrocyte Antigen), seguida do número correspondente ao locus no cromossomo e um segundo número que corresponde a cada alelo identificado num mesmo locus. Dessa forma, há sete sistemas de grupos sanguíneos de cães internacionalmente reconhecidos: DEA 1, DEA 3, DEA 4, DEA 5, DEA 6, DEA 7 e DEA 8, com o grupo DEA 1 subdividido em DEA 1.1, DEA 1.2 e DEA 1.3 (HOHENHAUS, 2004; MARQUES, 2010). Também foi identificado e descrito um novo grupo sanguíneo em cães independente do sistema DEA, caracterizado pela presença de um antígeno eritrocitário denominado Dal, com base na detecção, o aloanticorpos da classe IgG, adquirida em cães Dálmatas foi comprovada a partir de técnicas de compatibilidade, crossmatching, como responsável pela reações transfusionais, presumindo um novo tipo de sangue. Dálmatas sem o Dal antígeno são susceptíveis à risco de reações transfusionais hemolíticas tardias e agudas. (BLAIS et al., 2007). Nos dias de hoje, estão disponíveis no mercado três métodos para tipagem de sangue DEA 1.1: de cartão, de coluna de gel e o MSU (Michigan State University). Para os tipos DEA 1.1, DEA 1.2, DEA 3, DEA 4, DEA 5 e DEA 7 somente está disponível o método MSU (GIGER et al., 2005). A maior parte dos testes de tipagem são baseados em reações de aglutinação, com os antígenos detectados pela presença de hemoaglutinação com os anticorpos poli ou monoclonais. A ausência da hemoaglutinação indica que o cão é negativo para o antígeno testado (GIBSON, 2007). 3.1 Genética Os grupos sanguíneos são definidos pela presença de antígenos polimórficos e espécie-específicos presentes na membrana dos eritrócitos (REID & WESTHOFF, 2007), entretanto a caracterização molecular desses antígenos eritrocitários ainda não está completamente definida. Corato et al. (1997) definiram o peso molecular de alguns antígenos eritrocitários e verificaram que os eritrócitos dos cães possuem uma proteína de membrana semelhante à do grupo sanguíneo Rh dos humanos.

22 22 Todavia, ainda não foi determinada a importância clínica ou o potencial de promover reações transfusionais dessa proteína (Tabela 3). A transmissão genética dos sistemas de grupos sanguíneos em cães ocorre de forma semelhante à dos humanos, pois trata-se de uma herança genética independente entre si. Assim, um animal pode expressar mais de um antígeno, por exemplo, DEA 1.1, DEA 4 e DEA 8, mas sem que haja dominância de algum deles. Todavia, um mesmo animal não pode expressar DEA 1.1, DEA 1.2 ou DEA 1.3 de forma simultânea, uma vez que são genes expressos no mesmo locus. É importante ressaltar que há uma alta frequência de cães DEA 1.1 e DEA 4 positivos, o que diminui, mas não elimina, as chances de sensibilização e ocorrência de reações transfusionais por incompatibilidade. Cada animal expressa um fenótipo para cada grupo sanguíneo, seja ele positivo ou nulo, com dominância determinada pelas leis de Mendel. A importância dos grupos sanguíneos em cães é relacionada a três fatores: 1) a incidência de determinado antígeno na população, 2) a incidência de anticorpos naturais na população, 3) o efeito da interação entre o antígeno e o anticorpo em animais transfundidos, determinado pelo potencial antigênico de cada tipo sanguíneo (HALE, 1995; GIBSON, 2007). Os aloanticorpos ou isoanticorpos (principalmente IgG e IgM) são os anticorpos produzidos contra tecidos provenientes de um indivíduo da mesma espécie. Há poucas informações sobre as imunoglobulinas relacionadas aos tipos sanguíneos dos cães, o que dificulta a realização de estudos sobre a antigenicidade dos antígenos eritrocitários e o entendimento das reações transfusionais ocorridas em cães (HALE, 1995). Os estudos que visam a classificação das imunoglobulinas relacionadas aos tipos sanguíneos de cães poderiam auxiliar na implantação de novas formas de tipagem

23 23 sanguínea e na produção de anti-soros específicos e eficazes (SOUZA, 2005). A exceção do grupo sanguíneo DEA 1, cujos antígenos são expressos em alelos do mesmo locus, os cães podem apresentar qualquer combinação de antígenos eritrocitários (Figura 9), expressando fenótipos variados (MARQUES, 2010). Figura 9 - Exemplo esquemático do fenótipo sanguíneo de um cão. Fonte: MARQUES, Grupos sanguíneos de cães DEA 1 O grupo DEA 1 (antigo A) é composto por três fatores (1.1, 1.2 e 1.3) e quatro fenótipos possíveis, de acordo com o alelo presente: DEA 1.1, DEA 1.2 ou DEA 1.3 positivo, quando apresentarem um dos três antígenos, ou o tipo DEA nulo, quando não apresentarem nenhum antígeno. Aparentemente, a transmissão genética é autossômica dominante, sendo o DEA 1.1 o de maior dominância, seguido do 1.2, 1.3 e o nulo (SYMONS & BELL, 1991).

24 24 Os antígenos eritrocitários DEA 1 são descritos como subtipos de uma série linear que induzem a produção de anti-soro responsável por provocar diferentes graus de reação cruzada com os antígenos da mesma série linear. Dessa forma, um cão negativo para DEA 1 que foi sensibilizado (ou seja, recebeu uma transfusão de sangue de qualquer subtipo DEA 1) irá produzir o antisoro anti-dea 1. Caso esse animal receba uma nova transfusão com sangue DEA 1.1, os eritrócitos recebidos sofrerão aglutinação intensa e hemólise; se o sangue transfundido for do tipo DEA 1.2 ou 1.3 poderá ocorrer aglutinação variável, porém sem hemólise dos eritrócitos recebidos (SYMONS & BELL, 1991; HALE, 1995). No entanto, se um cão com o tipo sanguíneo DEA 1.2 receber sangue DEA 1.1 irá produzir anticorpos exclusivamente anti-dea 1.1, comprovando a existência de ativação sorológica cruzada e sugerindo que anticorpos anti-dea 1.1 desencadeiam resposta imune exacerbada, pois mesmo sendo do mesmo grupo (DEA 1) o DEA 1.1 induz reação transfusional no DEA 1.2 (HALE, 1995). Hara et al. (1991) e Giger et al. (1995) demonstraram o envolvimento de imunoglobulinas da classe das IgG nas reações imunes contra DEA 1.1 e DEA 3, respectivamente. Contudo, ainda são poucos os estudos acerca de quais imunoglobulinas estão envolvidas nas reações transfusionais. Apesar de poucos relatos de anticorpos naturais para o sistema DEA 1.1, este é o tipo sanguíneo de maior relevância quanto às reações transfusionais. Indivíduos sensibilizados em transfusões prévias poderão desenvolver reações hemolíticas graves em uma transfusão incompatível subsequente, devido ao desenvolvimento de altos títulos de anticorpos de ação semelhante à hemolisina contra os antígenos eritrocitários DEA 1 (SYMONS & BELL, 1991; GIBSON, 2007). As hemolisinas são toxinas produzidas por bactérias que provocam lise dos eritrócitos in vitro. No caso de transfusões com sangue incompatível do tipo DEA 1 ocorre hemólise imediata com remoção das hemácias transfundidas em até 12 horas, acarretando em hemoglobinúria e hiperbilirrubinemia (GIGER et al., 1995). A reação hemolítica aguda pode cursar com vasoconstrição, isquemia renal e coagulação intravascular disseminada, além de manifestações clínicas de choque (LANEVSCHI & WARDROP, 2001). Devido à severidade das reações ocorridas em transfusões incompatíveis para DEA 1.1, é extremamente recomendado que o perfil imunológico para DEA 1.1,

25 25 tanto do doador quanto do receptor, seja previamente descrito ou que, no mínimo, o doador seja negativo para DEA 1.1 (GIBSON, 2007). As reações transfusionais envolvendo cães DEA 1.2 negativos recebendo transfusões sucessivas de sangue DEA 1.2 positivos também são hemolíticas, porém levam de 12 a 24 horas para ocorrer e cursam com hemólise extravascular (GIGER et al., 1995; HALE, 1995). Reações envolvendo a sensibilização de cães DEA 1.3 negativos ainda não estão bem documentadas, pois a disponibilização de anti-soro para tipagem ainda é recente e este subtipo foi detectado apenas em cães na Austrália (GIGER, 2005). A transfusão de plasma incompatível também pode causar reações hemolíticas se o plasma do doador apresentar soro anti-dea 1 e o receptor apresentar fenótipo DEA 1 positivo, porém se trata de reações hemolíticas brandas. Mais comuns são as reações ocasionadas por outras proteínas presentes no plasma do doador reconhecidas como antígenos por anticorpos presentes no plasma do receptor (LANEVSCHI & WARDROP, 2001) DEA 3 e DEA 5 Diferentemente dos tipos DEA 1 e DEA 7, que possuem vários subtipos, os tipos sanguíneos DEA 3 (o antigo tipo B) e DEA 5 (antigo tipo D), podem codificar para os fenótipos DEA 3 e DEA 5 positivos ou DEA 3 e DEA 5 nulos. A herança genética é autossômica dominante, sendo os fenótipos DEA 3 e DEA 5 positivos dominantes sobre os fenótipos DEA 3 e DEA 5 nulos (ANDREWS & PENEDO, 2010). Os tipos sanguíneos DEA 3 e DEA 5 apresentam menor significado clínico devido a sua baixa ocorrência sendo, por esse motivo, pouco estudados. As reações transfusionais causadas por incompatibilidade para esses tipos sanguíneos são do tipo imunomediadas tardias, caracterizadas por hemólise extravascular causada pela remoção das hemácias incompatíveis da circulação (HALE, 1995). A perda das hemácias incompatíveis transfundidas ocorre em até cinco dias após a transfusão (EJIMA et al., 1994). Diferentemente dos animais DEA 1 negativos, que não apresentam anticorpos naturais anti-dea 1, aproximadamente 20% dos cães negativos para DEA 3 e 10% dos cães negativos para DEA 5 apresentam anticorpos naturais anti-dea 3 e anti- DEA 5, respectivamente. Por isso, cães positivos para esses tipos não devem ser

26 26 utilizados como potenciais doadores sanguíneos (HALE, 1995). Os cães da raça Greyhound são considerados bons doadores de sangue devido a seu maior índice cardíaco e à baixa frequência de ocorrência do tipo DEA 1.1 (13%) e alta frequência de ocorrência do tipo DEA 4 (100%). No entanto, animais desta raça também apresentam frequência de ocorrência moderada dos fenótipos DEA 3 (24,8%) e DEA 5 (23%) e, por isso, sua utilização como doadores deve ser cautelosa (HALE, 1995; IAZBIK et al, 2010) DEA 4 Assim como o DEA 3 e o DEA 5, o tipo DEA 4 (antigo C) não possui subtipos e apresenta unicamente dois fenótipos possíveis, DEA 4 positivo ou DEA 4 nulo. Apesar de apresentar a maior prevalência nos cães entre os tipos sanguíneos, não confere alta antigenicidade o que significa que mesmo cães negativos sensibilizados com hemácias positivas não apresentam hemólise ou remoção precoce das hemácias transfundidas. Sendo assim, cães positivos exclusivamente para DEA 4 são considerados doadores universais (HALE, 1995; LANEVSCHI & WARDROP, 2001; NOVAIS et al., 2004). Outra importante característica é que não foi documentada, até o momento, a ocorrência de anticorpos naturais para esse antígeno (GIBSON, 2007). Cães negativos para DEA 4 que são sensibilizados irão produzir altos títulos de anticorpos para este antígeno, porém com grande variação de tempo, entre quatro e 40 dias e, em geral, as reações transfusionais não geram retirada precoce das hemácias circulantes (HOHENHAUS, 2004). O relato de um cão DEA 4 negativo, sensibilizado por transfusão prévia, que desenvolveu reação hemolítica aguda após nova transfusão de sangue DEA 4 positivo revelou que os conceitos acerca da antigenicidade deste grupo, bem como a importância clínica das reações transfusionais após transfusões DEA 4 incompatíveis, devem ser revistos (MELZER et al., 2003) DEA 7 O sistema DEA 7, ou sistema Tr, pode expressar três fenótipos, o DEA Tr positivo e o DEA O positivo, que apresentam os respectivos antígenos Tr e O na membrana, e o DEA 7 nulo, que não apresenta quaisquer dos dois antígenos na membrana eritrocitária. De forma semelhante ao que ocorre no DEA 1, apenas um

27 27 dos antígenos pode ser expresso no mesmo animal, com o DEA Tr positivo mais dominante, seguido do DEA O e, por fim, o DEA 7 nulo (COLLING & SAISON, 1980). O antígeno responsável pelo tipo sanguíneo DEA 7, ou sistema Tr, é uma proteína solúvel que se adere à superfície dos eritrócitos e não é considerada como antígeno integral da membrana eritrocitária por ser produzida em outro local do organismo, ainda não definido, secretada no plasma e só então adsorvida pela membrana eritrocitária. A ocorrência de anticorpos naturais ainda não está totalmente estabelecida, uma vez que seriam caracterizados por crioaglutininas, que só reagem em baixas temperaturas (HALE, 1995, LANEVSCHI & WARDROP, 2001). Provavelmente por esse motivo, GIGER et al. (1995) não encontraram anticorpos naturais anti-dea 7 que reagissem na temperatura corporal em cães DEA 7 negativos. Devido à controvérsia existente, é prudente que cães com fenótipo DEA 7 não sejam utilizados como doadores. De forma semelhante ao que ocorre em cães DEA 3 e DEA 5 negativos e sensibilizados, cães DEA 7 negativos sensibilizados, quando recebem transfusão de sangue incompatível, podem produzir uma reação imune tardia pela produção de aloanticorpos, o que leva ao sequestro das hemácias incompatíveis pelo sistema monocítico fagocitário, seguida de hemólise extravascular em até três dias (HALE, 1995). A alta incidência de cães positivos para esse antígeno (45-50%) associada à presença de aloanticorpos naturais, mesmo que em baixas concentrações, são fatores de risco associados à reações transfusionais em cães, mesmo após a primeira transfusão (GIBSON, 2007) DEA 6 e DEA 8 Os grupos DEA 6 (antigo F) e DEA 8 (antigo He), reconhecidos no segundo workshop sobre imunogenética canina realizado em 1976, não foram mais estudados devido ao insucesso da reprodução de anticorpos policlonais anti-dea 6 e anti-dea 8. Kits para tipagem desses grupos sanguíneos não estão disponíveis, o que impossibilita sua detecção na membrana eritrocitária (HALE, 1995; GIGER 2005).

28 Dal Inicialmente, este tipo sanguíneo foi identificado pela presença de aloanticorpos específicos da família das IgG em alguns cães da raça Dálmata que haviam sido previamente sensibilizados por transfusões sanguíneas incompatíveis. O antígeno apresentou frequência de 100% na população canina geral nos estudos de Blais et al. (2007) e Kessler et al. (2010). Já nos cães da raça Dálmata, Blais et al. (2007) encontraram frequência muito menor (16%) para esse antígeno. Anticorpos naturais não foram encontrados em cães negativos que nunca receberam transfusão e a reação transfusional relacionada a este tipo sanguíneo é do tipo hemolítica aguda. Todos os cães da raça Dálmata que já receberam transfusão sanguínea devem receber apenas sangue compatível testado em prova de compatibilidade maior e menor (BLAIS et al., 2007) Sistema Shigeta (SGT) O sistema Shigueta (SGT) é um sistema de grupos sanguíneos de cães composto por nove tipos, com a diferenciação baseada em dois sistemas antigênicos que garantem fácil diferenciação entre tipo e subtipo sanguíneo. Este sistema é independente do sistema DEA e foi adotado no Japão com base em quatro anticorpos monoclonais: d-1, d-2 d-b, d-a, que dão origem aos tipos 1-1A, 1-1B, 1-1AB, 1-2A, 1-2B, 1-2AB, 1(-)A, 1(-)B e 1(-)AB (OGNEAN et al., 2006). Segundo esse sistema, existe vasta dominância do tipo B, com alta frequência (45,7%) do subtipo 1-1B. Semelhante ao observado no sistema DEA, parece haver maior frequência de tipo sanguíneo segundo a raça dos cães, como é o caso do Pastor Alemão e do Bulldog Inglês, que apresentaram frequência de sangue tipo 1(-)B de 50%. O Pastor Alemão é considerado um bom doador já que esta raça apresenta alta frequência de cães 1(-)B e a população tem alta frequência de cães tipo B. Quando usado o sistema DEA, esses cães apresentam também alta incidência de DEA 1 negativos aumentando ainda mais o potencial de doadores de cães dessa raça (OGNEAN, 2007; OGNEAN et al., 2008). Até o momento apenas o sistema SGT A apresentou correlação com o Sistema DEA, sendo este o grupo SGT A que equivale ao DEA 3. Ademais, pouco é definido quanto a frequência desses grupos sanguíneos ou mesmo quanto a bioquímica molecular desses antígenos eritrocitários (GIGER et al., 2005).

29 Frequência fenotípica A distribuição dos diferentes grupos sanguíneos varia de acordo com a localização geográfica e com a raça dos cães. Estudos sobre a frequência dos antígenos da membrana eritrocitária de cães são restritos, principalmente devido à ausência de anticorpos naturais e à restrita disponibilidade de reagentes de tipificação comercialmente disponíveis (GIGER et al., 1995). Marques (2010) estudou a frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de cães em diversos países e constatou ampla variação geográfica (Quadro 1). Quadro 1 - Frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de cães em diversos países e constatou ampla variação geográfica Legenda: n número total de cães tipificados; % - frequência relativa; ND não determinado.

30 Métodos de tipagem sanguínea e testes de compatibilidade Wardrop et al. (2005) abordaram a necessidade de uma criteriosa triagem dos doadores de sangue para doenças infecciosas e traçaram diretrizes sobre quais exames devem ser feitos para a seleção dos cães e gatos doadores. Porém, a real necessidade de se determinar o tipo sanguíneo do doador, bem como de promover os testes de compatibilidade é discutida, e ainda não há consenso. O objetivo de promover a tipagem sanguínea e os testes de compatibilidade é prevenir a transfusão de hemácias incompatíveis que possam causar reações transfusionais imunomediadas graves, colocando em risco a vida do paciente. A utilização de transfusão sanguínea é controversa tanto na medicina quanto na veterinária, sendo que a decisão da sua utilização ou não é baseada na avaliação clínica e, por isso, deve ser o mais segura possível (TOCCI & EWING, 2009). É recomendado que os testes de tipagem e compatibilidade sanguínea sejam realizados previamente a todas as transfusões sanguíneas, tanto em cães quanto em gatos, para maximizar o tempo de meia-vida das hemácias transfundidas, minimizar a ocorrência de reações transfusionais, prevenir a sensibilização de cães e a ocorrência de isoeritrólise neonatal, principalmente em gatos (GIGER et al., 1995; LANEVSCHI & WARDROP, 2001; LACERDA et al., 2011). Para aumentar o êxito e segurança das transfusões sanguíneas, tanto o doador quanto o receptor devem ter o tipo sanguíneo determinado previamente. No caso dos cães ainda existe divergência quanto à extensão (número de grupos que serão pesquisados) e aos métodos utilizados para realização de testes de tipagem sanguínea. Diversas técnicas estão sendo desenvolvidas e aplicadas tanto em laboratórios clínicos quanto nas clínicas e hospitais (GIGER, 2005; GIGER, 2009), todavia é sabido que a tipagem sanguínea e os teste de compatibilidade são provas complementares e, sempre que possível, devem ser associados (HALE, 1995). É necessário que as amostras de sangue sejam colhidas adequadamente, para que os testes possam ser mais fidedignos. As amostras não identificadas ou mal identificadas devem ser descartadas e novas amostras devem ser colhidas e identificadas adequadamente. É importante, também, que a técnica de punção seja apropriada para evitar a ocorrência de hemólise. Para obter amostras de bolsa de sangue para os testes, devem ser utilizadas alíquotas provenientes do equipo de colheita e não deve ser retirado sangue da bolsa de colheita, para evitar a contaminação no interior da bolsa (TOCCI & EWING, 2009).

31 Testes de tipagem Para os testes de tipagem sanguínea o sangue total deve ser colhido e acondicionado em tubos com anticoagulante, preferencialmente EDTA. O princípio de todos os métodos utilizados para tipagem sanguínea na medicina veterinária é a visualização de reações de hemoaglutinação entre os antígenos da superfície das hemácias e um reagente contendo antisoro mono ou policlonal específico. As técnicas sorológicas utilizadas em medicina veterinária incluem o método em tubos, o cartão e a coluna de gel. Os cartões para tipagem sanguínea de cães e gatos foram disponibilizados na década de 90. Eles contêm reagente liofilizado na superfície que é reconstituído com o diluente específico (TOCCI & EWING, 2009). O primeiro método a ser desenvolvido foi o RapidVet (Figura - 10A), Laboratório DMS, Flemington, NJ, EUA, que determina se o sangue do cão é positivo ou não para DEA 1.1, contudo pode ocorrer reação cruzada e aglutinação em sangue DEA 1.2. O mesmo laboratório disponibiliza cartões para tipagem de sangue de gatos (Figura - 10B). Figura 10 A e 10 B - RapidVet 10A 10B Fonte:

32 32 Mais recentemente, um laboratório de Lyon, na França (Alvedia, Lyon, França) desenvolveu um método rápido de determinação de sangue tipo DEA 1.1 de cães (Figura 11 A) e dos três tipos de sangue em gatos (Figura 11 B), com interpretação mais simples e com menor margem de erro (GIGER, 2005). Figura 11 A - Canine Quick Test. Fonte: Figura 11 B- Feline Quick Test. Fonte:

33 Reações transfusionais adversas É normal os canídeos não possuírem anticorpos naturais e que por isso uma primeira transfusão sanguínea incompatível é inócua. Segundo Nelson & Couto (2010), as complicações relacionadas à transfusão podem ser divididas em aquelas que são imunologicamente mediadas e aquelas que são de origem não imunológicas. As reações imunomediadas incluem urticária, hemólise e febre. As complicações que não imunologicamente imediadas incluem febre resultante de transfusões sanguíneas estocada de forma inapropriada, sobrecarga circulatória, intoxicação por citrato, transmissões de doenças e alterações metabólicas associadas à transfusão de sangue envelhecido. Os sintomas de hemólise imunomediada imediata surgem em alguns minutos após o inicio da transfusão incluem tremores, êmese e febre. As reações hemolíticas tardias são mais comuns e se manifestam primeiramente por um declínio inesperado no hematócrito após a transfusão ao longo dos dias, em associação a hemoglobinemia, hemoblobinúria e hiperbilirrubinemia. A sobrecarga circulatória pode se manifestar por êmese, dispneia ou tosse. A intoxicação por citrato ocorre quando a taxa de infusão é muito rápida ou o fígado não é capaz de metabolizar o citrato. Sinais de intoxicação por citrato são relacionados à hipocalcemia e incluem tremores e arritmias cardíacas. Se os sinais de reação transfusional forem reconhecidos, a velocidade de transfusão deve ser diminuída ou a transfusão deve ser suspensa. Torna-se então mais correto dizer que geralmente os cães não possuem anticorpos clinicamente relevantes e que apesar de uma primeira transfusão sanguínea raramente demonstrar elevado potencial de mortalidade, pode levar à ocorrência de sensibilização do receptor e desenvolvimento de reações transfusionais adversas retardadas, com diminuição do tempo de meia-vida eritrocitário (GIGER et al., 1995). Embora não existam anticorpos naturais contra o sistema DEA 1, este é o que demonstra maior potencial antigénico e, por conseguinte, maior importância clínica (CORATO et al., 1997; VAN DER MERWE et al., 2002). A primeira transfusão incompatível neste sistema não resulta em reações transfusionais adversas severas. No entanto, a produção de anticorpos entre a primeira e a segunda semana subsequente irá resultar na diminuição do tempo de meia-vida eritrocitário (GIGER et al., 1995; VAN DER MERWE et al., 2002). A transfusão de eritrócitos DEA 1.1 positivo em animais previamente sensibilizados contra o antígeno eritrocitário 1.1

34 34 provoca a ocorrência de reações adversas severas, com a hemólise aguda do eritrócitos transfundidos (GIGER et al., 1995). A definição de doador universal em canídeos não é consensual. Teoricamente, o doador universal seria aquele com fenótipo nulo para o máximo de grupos sanguíneos, no entanto, a dificuldade em detectar tais canídeos levou à aceitação atual de vários tipos de doador. Entretanto, alguns autores consideram que a tipificação exclusiva do DEA 1.1, em conjunto com a prova de compatibilidade eritrocitária prévia a qualquer transfusão sanguínea, é suficiente para reduzir satisfatoriamente a ocorrência de reações transfusionais adversas (GIGER et al., 1995; VAN der MERWE et al., 2002; BEAL, 2004; GIGER, 2005). Assim, animais DEA 1.1 negativo deverão receber apenas sangue DEA 1.1 negativo e o sangue de dadores DEA 1.1 positivo deverá ser administrado apenas a animais DEA 1.1 positivo (Tabela 4). Na impossibilidade de fazer tipificação sanguínea do receptor, dever-se-á administrar exclusivamente sangue DEA 1.1 negativo de doadores nunca sujeitos a qualquer tipo de sensibilização (GIGER et al., 1995). Em qualquer uma das situações é obrigatória a realização da prova de compatibilidade eritrocitária (HALE, 1995).

35 35 4 RELATO DE CASO CLÍNICO No dia 12 de maio de 2015, um paciente da espécie canina, raça Chow Chow, três anos, pesando 21,4 Kg, foi admitido na clínica escola de medicina veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná (UTP). A proprietária relatou que o paciente foi adotado há três dias e, aproximadamente há quinze dias havia sido atropelado, não apoiando o membro posterior direito. Não foram encontradas alterações relacionadas aos sistemas tegumentar, respiratório, cardiovascular, digestório, genito-urinário e neurológico. Na avaliação do sistema músculo esquelético havia laceração de pele em região distal de membro pélvico direto, com ausência de coxins e unhas, com odor forte e presença de possível infecção. Apresentou 5% de desidratação no teste de turgor cutâneo. Não foram observadas alterações no sistema linfohematopóetico. Foi realizado exame radiográfico para auxiliar no diagnóstico, indicando ausência de falanges. O tratamento domiciliar prescrito foi antibioticoterapia com Amoxicilina com clavulanato de potássio 20 mg/ Kg/ BID por dez dias, analgésico opióide Tramadol 4 mg/ Kg/ TID durante sete dias e realização de curativo na lesão com açúcar cristal TID por dez dias. Duas semanas após, a lesão apresentou tecido de granulação com ausência de exposição óssea. Foram realizados os primeiros exames laboratoriais como hemograma completo e exames bioquímicos (Tabela 5 A e B). Tabela 5 A Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão Eritrócitos (x10 6 cels/µl) 3,70 (x10 6 cels/µl) 5,5 a 8,5 Hemoglobina (g/dl) 9,3 (g/dl) 12 a 18 Hematócrito (%) 28 (%) 37 a 55 VGM (fl) 75,67 (fl) 60 a 77 CHGM (%) 33,21 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dl) 8,0 (g/dl) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µl) (/µl) a Neutrófilos segmentados (/µl) (/µL) a Linfócitos (/µl) (/µl) a Monócitos (/µl) 798 (/µl) 0 a Eosinófilos (/µl) (/µl) 100 a Plaquetas (/µl) Agregadas (/µl) 200 a

36 36 Tabela 5 B Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito Bioquímica Sérica Resultado Valor de Referência Cão Albumina (g/dl) 2,6 (g/dl) 2,6 a 3,3 ALT (UI/L) 43 (UI/L) 10 a 88 Creatinina (mg/dl) 2,2 (mg/dl) 0,5 a 1,5 FA (UI/L) 37 (UI/L) 10 a 92 Em 29 de setembro de 2015, a proprietária relatou que houve melhora na cicatrização do membro posterior direito, porém o paciente começou a fazer lambedura no local havendo exposição óssea e impotência do membro. Foram realizados novos exames laboratoriais (Tabela 6 A e 6B) e agendada a cirurgia de amputação do membro posterior direito para o dia 02 de Outubro de Tabela 6 A - Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão Eritrócitos (x10 6 cels/µl) 2,04 (x10 6 cels/µl) 5,5 a 8,5 Hemoglobina (g/dl) 4,5 (g/dl) 12 a 18 Hematócrito (%) 14 (%) 37 a 55 VGM (fl) 70 (fl) 60 a 77 CHGM (%) 32,14 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dl) 8,4 (g/dl) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µl) (/µl) a Neutrófilos segmentados (/µl) (/µl) a Neutrófilos bastonetes (/µl) 297 (/µl) 0 a 300 Linfócitos (/µl) (/µl) a Monócitos (/µl) (/µl) 0 a Eosinófilos (/µl) 594 (/µl) 100 a Plaquetas (/µl) (/µl) 200 a Tabela 6 B - Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito Bioquímica Sérica Resultado Valor de Referência Cão Albumina (g/dl) 2,1 (g/dl) 2,6 a 3,3 ALT (UI/L) 32 (UI/L) 10 a 88 Creatinina (mg/dl) 2,5 (mg/dl) 0,5 a 1,5 FA (UI/L) 42 (UI/L) 10 a 92 No mês de outubro de 2015, o paciente foi internado e submetido à fluidoterapia e observação. A cirurgia foi adida devido à grave anemia e leve azotemia.

37 37 No dia 05 de outubro de 2015, foi realizado o teste de compatibilidade sanguínea entre o paciente e um doador (D1). O controle do receptor apresentou aglutinação, o controle do doador 1 apresentou rouleaux, a prova maior resultou em aglutinação e a prova menor resultou em rouleaux, concluindo que o doador era incompatível com o receptor. Também foi repetida a dosagem de creatinina do receptor, apresentando 2,2 mg/dl de resultado. O paciente permaneceu internado, com sinais clínicos de anemia e azotemia. No dia 06 de Outubro de 2015, foi realizado o teste de compatibilidade sanguínea, entre o paciente e dois doadores (D2 e D3). O controle do receptor e dos doadores 2 e 3 não apresentaram aglutinação. O doador 2 apresentou aglutinação na prova menor e na prova maior. Já o doador 3 apresentou aglutinação apenas na prova menor, concluindo que os doadores 2 e 3 também eram incompatíveis com o receptor. Em seguida, foi realizado o teste de tipagem sanguínea RapidVet-H, que permitiu a visualização de reações e hemoaglutinação entre os antígenos da superfície das hemácias e um reagente contendo antissoro. Foi separado um kit RapidVet-H, que vem manual de instrução, um cartão de tipagem sanguínea, três espátulas de madeira descartáveis, uma pipeta descartável e uma solução tampão (Figura 12) Figura 12 Kit RapidVet-H, manual de instruções e cartão de tipagem. Aplicou-se uma gota de solução tampão no primeiro quadrante do cartão, em auto aglutinação (Figura 13), em seguida foi colocado uma gota de sangue do receptor e homogenizado com a espátula para analisar mascroscopicamente a presença de aglutinação (Figura 14 A e B).

38 38 Figura 13 Cartão RapiVet-H. Figura 14 A Processamento da amostra no cartão RapidVet-H canino.

39 39 Figura 14 B Visualização da amostra de auto aglutinação. Uma nova gota de solução tampão foi colocada nos demais quadrantes, assim como, uma gota de sangue do receptor. Ao misturar, foi visualizada aglutinação, tanto no quadrante do controle positivo DEA 1.1 quanto no resultado do paciente, resultando que o paciente é soro positivo para DEA 1.1 Não realizando a transfusão sanguínea (Figura 15 A e B). Figura 15 A Processamento da amostra no cartão RapidVet-H canino. A B

40 40 Figura 15 B Resultado da amostra no cartão RapidVet-H canino. No dia 22 de outubro de 2015 o paciente retornou para consulta, onde foi avaliado o membro posterior direito novamente e como tratava-se de um animal que não se conhecia a procedência do protocolo vacinal, foi solicitado teste rápido para cinomose com resultado negativo e novos exames laboratoriais (Tabela 7).

41 41 Tabela 7 - Terceiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão Eritrócitos (x10 6 cels/µl) 2,63 (x10 6 cels/µl) 5,5 a 8,5 Hemoglobina (g/dl) 6,1 (g/dl) 12 a 18 Hematócrito (%) 19 (%) 37 a 55 VGM (fl) 73,08 (fl) 60 a 77 CHGM (%) 32,10 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dl) 8,8 (g/dl) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µl) (/µl) a Neutrófilos segmentados (/µl) (/µl) a Neutrófilos bastonetes (/µl) 248 (/µl) 0 a 300 Linfócitos (/µl) 744 (/µl) a Monócitos (/µl) (/µl) 0 a Eosinófilos (/µl) 0 (/µl) 100 a Plaquetas (/µl) (/µl) 200 a Dos exames bioquímicos, foi realizado apenas dosagem de creatinina, com resultado 3,9 mg/dl (valor de referencia cão = 0,5 a 1,5 mg/dl). Não foi encontrado nenhum doador compatível com o paciente e nenhuma transfusão sanguínea foi realizada. 5 DISCUSSÃO Quando pacientes anêmicos necessitam passar por cirurgia de amputação, torna-se de extrema importância realização de transfusão sanguínea, uma vez que este tipo de cirurgia é considerada cruenta e com alta perda de volume sanguíneo. Assim, necessita-se realizar em conjunto a prova de compatibilidade sanguínea e o teste de tipagem sanguínea, já que se sabe que a prova de reação cruzada não determina o tipo sanguíneo do receptor ou do doador, mas avalia a compatibilidade sanguínea, segundo Marques (2010). A causa da anemia do paciente não foi completamente estabelecida. As supostas causas de anemia neste caso são: anemia hemolítica imunomediada (AHIM), anemia decorrente de doenças inflamatórias e anemia por insuficiência renal crônica. A AHIM é uma anemia frequente na clínica de animais de companhia, causada pela destruição imunomediada dos eritrócitos, resultando em diminuição acentuada do volume globular (BALCH e MACKIN, 2007). A anemia hemolítica

42 42 imunomediada pode ocorrer como um evento idiopático ou ser secundária a uma variedade de desordens infecciosas, neoplásicas, entre outras (JAIN, 1986). A anemia decorrente de doenças inflamatórias (doenças crônicas) pode estar associada a vários processos inflamatórios, incluindo infecções, traumas e neoplasias, apresentando-se de forma discreta a moderada e normocítica. Anemia por insuficiência renal crônica está relacionada com o grau de insuficiência renal, evidenciado pela azotemia (THRALL, 2015). A falta da eritropoetina e o aumento da proteólise do plasma é um indicativo desta anemia. A anemia da insuficiência renal resulta em valores do hematócrito de 20-30%. Nos animais com os valores mais baixos dessa variação, a anemia pode contribuir para os sinais clínicos de letargia e fraqueza (LORENZ, 1996). A azotemia é a retenção de resíduos nitrogenados não proteicos no sangue, como uréia e creatinina, que são normalmente eliminados pelos rins. A azotemia não está geralmente evidente em casos de insuficiência renal até que mais de 75% da função esteja comprometida (BROVIDA et al., 2004). Segundo Lorenz (1996), a azotemia pode ser de causa pré renal, renal ou pós renal. A pré renal inicia-se com a pressão de perfusão renal inadequada, concentração de proteína plasmática muito elevada ou aumento do catabolismo protéico. A azotemia renal é provocada por disfunção renal levando a retenção de resíduos nitrogenados. A azotemia pós renal refere-se à obstrução do fluxo urinário ou a ruptura das vias urinárias inferiores. No caso descrito, é possível constatar que o paciente apresentava azotemia uma vez que todas as dosagens de creatinina estavam acima dos valores de referência para a espécie. Porém, é difícil afirmar que a azotemia era de fato renal uma vez que não foi dosada uréia nenhuma vez. Contudo, é possível dizer que não era pós renal uma vez que o paciente não apresentou oligúria ou anúria. Independente da causa da anemia, uma transfusão sanguínea foi agendada e para isso, realizou-se a prova de compatibilidade entre o receptor e três doadores. Esta prova é dividida em quatro etapas: controle do receptor, controle do doador, prova maior e prova menor. O controle do receptor mostrou aglutinação apenas na prova feita com o doador 1, detectando auto-anticorpos. O controle dos três doadores foi negativo para aglutinação. A prova maior, passo do teste que detecta anticorpos no soro do receptor que possam aglutinar ou provocar a lise das hemácias do doador, apresentou aglutinação com os três doadores avaliados. A prova menor, a qual testa anticorpos do soro do doador as hemácias do receptor,