ARTIGO Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a Fungos Predadores de Nematóides Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a Fungos Predadores de Nematóides Vanessa Andaló 1 *, Grazielle F. Moreira 1, Cleber Maximiniano 2, Alcides Moino Jr. 1 & Vicente P. Campos 2 1 Departamento de Entomologia, Universidade Federal de Lavras (UFLA), C. Postal 3037, 37200-000 Lavras (MG), Brasil. 2 Departamento de Fitopatologia, UFLA. *Autora para correspondência: vanessa.andalo@prpg.ufla.br Recebido para publicação em 18 / 10 / 2007. Aceito em 02 / 04 / 2008 Editado por Luiz Carlos Ferraz Resumo - Andaló, V., G.F. Moreira, C. Maximiniano, A. Moino Jr. & V.P. Campos. 2008. Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a fungos predadores de nematóides. A sobrevivência de nematóides entomopatogênicos (NEPs) no solo é limitada por fatores abióticos e bióticos, entre os quais se incluem os inimigos naturais, como fungos predadores, capazes de produzir estruturas miceliais destinadas à captura de nematóides. Nesse contexto, objetivou-se avaliar a suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis aos fungos predadores Arthrobotrys oligospora, A. conoides e Duddingtonia flagrans, avaliando-se a capacidade predatória sobre diferentes substratos. Quando em placas de petri com ágar após sete dias, verificou-se que todos os juvenis infectantes haviam sido predados. Observou-se que pelo menos oito dias de contato do fungo com o NEP foram necessários para que ocorresse a predação. Concluiu-se que os fungos testados são capazes de predar H. amazonensis, porém tal capacidade mostrou variação em função do tempo de exposição dos fungos ao NEP e do substrato em que os organismos se encontrassem. Palavras-chaves: Arthrobotrys, Duddingtonia, Nematoda, controle biológico, sobrevivência, ecologia do solo. Summary - Andaló, V., G.F. Moreira, C. Maximiniano, A. Moino Jr; & V.P. Campos. 2008. Susceptibility of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) to nematode-trapping fungi. Entomopathogenic nematodes (EPN) survival is limited in the soil by abiotic and biotic factors. Among their natural enemies are nematode-trapping fungi, which produce special mycelium structures designed to their capture. Thus, the purpose of this study was to evaluate the susceptibility of Heterorhabditis amazonensis to some selected forms of these fungi (Arthrobotrys oligospora, A. conoides and Duddingtonia flagrans), their capacity of predation being evaluated in different substrata. When maintained in Petri dishes with agar after seven days, all infective juveniles were predated. It was observed that at least eight days of contact between fungi and EPN were necessary for predation to occur. Therefore, it was verified that the tested fungi were able to predate H. amazonensis, but their predatory efficacy varied, being dependant on the time they were exposed to the EPN and the substratum involved. Key words: Arthrobotrys, Duddingtonia, Nematoda, biological control, survival, soil ecology. Introdução Os nematóides entomopatogênicos (NEPs), das famílias Heterorhabditidae e Steinernematidae, são patógenos obrigatórios de insetos na natureza, podendo ser utilizados como agentes de controle biológico de diferentes pragas de solo. Estão distribuídos por todo o mundo e o seu terceiro estádio infectivo (JI) vive livremente no solo, sofrendo a Nematologia Brasileira Piracicaba (SP) Brasil 177
Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Cleber Maximiniano, Alcides Moino Jr. & Vicente P. Campos influência de fatores bióticos e abióticos. Entre os seus inimigos naturais estão os fungos predadores, que, assim como os nematóides, estão amplamente difundidos no ambiente do solo. Tais fungos são capazes de produzir estruturas miceliais especializadas na captura de nematóides, alterando sua dinâmica populacional e sobrevivência no solo (Kaya & Gaugler, 1993; Koppenhöfer et al., 1996). Quando os JIs são mantidos em contato com esses fungos em placas de petri com ágar, ocorre rápida formação das armadilhas e os nematóides são capturados; no entanto, no solo, o comportamento é influenciado por uma série de fatores, que podem beneficiar ou prejudicar a ação dos fungos sobre os nematóides (Jaffee et al., 1992; Koppenhöfer et al., 1997). Muitos fungos predadores já foram estudados como agentes de biocontrole de nematóides fitopatogênicos, como Heterodera glycines Ichinohe, 1952 e Meloidogyne spp., pois são capazes de colonizar rapidamente a rizosfera, causando a morte rápida dos fitonematóides (Campos & Campos, 1997; Maia et al., 2001). Da mesma forma, a presença desses fungos pode levar também à diminuição da população de NEPs, eventualmente afetando a eficiência desses organismos em um programa de controle de pragas, causando redução da população inicial liberada no solo (Poinar & Jansson, 1986). O impacto negativo desses fungos na população de NEPs ainda precisa ser devidamente elucidado e mais precisamente aferido. De acordo com Koppenhöfer et al. (1996), a presença de fungos predadores pode afetar a distribuição espacial de NEPs no solo, além de influenciar a dinâmica populacional do inseto herbívoro. A observação da dinâmica existente entre eles é importante para a correta aplicação de NEPs em programas de biocontrole de pragas. Para o estudo dessa dinâmica, neste trabalho buscou-se avaliar primeiramente se o NEP constitui isca para esses fungos. Em seguida, avaliou-se a suscetibilidade do nematóide Heterorhabditis amazonensis Andaló, Nguyen & Moino Jr., 2006 frente a diferentes fungos predadores e, por fim, o efeito dos substratos infestados com fungos predadores na captura dessa espécie de NEP. Material e Métodos Obtenção dos nematóides entomopatogênicos. Os nematóides H. amazonensis e Steinernema glaseri (Steiner, 1929) Wouts, Mracek, Gerdin & Bedding, 1982 foram cultivados no Laboratório de Patologia de Insetos da Universidade Federal de Lavras (UFLA), Lavras (MG). Foram mantidos em frascos erlenmeyer em câmara climática do tipo BOD, com temperatura de 16 ± 1 o C, em suspensão aquosa com 500 a 1.000 JI / ml. A multiplicação dos nematóides foi feita em lagartas de Galleria mellonella L. (Lepidoptera: Pyralidae), criadas também no Laboratório de Patologia de Insetos, de acordo com metodologia descrita por Dutky et al. (1964), utilizando dieta artificial modificada por Parra (1998). Dez lagartas de último ínstar foram transferidas para placas de petri (9 cm de diâmetro) contendo papel filtro, para multiplicação dos dois nematóides. Logo em seguida, foi adicionado 1 ml de suspensão dos nematóides, resultando em 20 JI / lagarta. As placas foram mantidas em BOD por 72 h, sob temperatura de 24 C ± 1 C no escuro. Após confirmação da morte das lagartas, estas foram transferidas para câmara seca (Molina & López, 2001) e ali permaneceram por quatro dias. Após quatro dias, as lagartas foram transferidas para armadilha modificada de White (White, 1927), para coleta dos JIs dos nematóides. As armadilhas foram mantidas em BOD por um período de três a sete dias. A suspensão de nematóides recolhida foi transferida para provetas com capacidade de 1.000 ml contendo 800 ml de água destilada, para que os JI decantassem durante 24 horas. A decantação teve a finalidade de separar os JIs de corpos gordurosos das lagartas. Foram feitas, então, a diluição e a quantificação da suspensão em placas plásticas tipo ELISA sob estereoscópio, para utilização nos experimentos. Nematóide entomopatogênico como isca para fungos predadores. Para esta fase do estudo, foi feito o isolamento de fungos predadores do solo e, em vez da utilização de Panagrellus redivivus (Goodey, 1945) como isca, foi usado o NEP. Cem gramas de solo foram suspensos em 200 ml de água e agitados por 10 178 Vol. 32(3) - 2008
Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a Fungos Predadores de Nematóides minutos. Posteriormente, essa suspensão foi passada em uma série de peneiras, sendo primeiro usada a de malha de 0,850 mm; os detritos retidos nesta foram lavados com mais 200 ml de água. O volume resultante de cerca de 400 ml foi passado em peneira de 0,250 mm e lavado com mais 200 ml de água. O produto recolhido da última lavagem foi novamente colocado no agitador por 3 minutos, e, então, passado na peneira de 0,150 mm, lavando-se com 200 ml de água. A suspensão obtida foi colocada na peneira de 0,045 mm e lavada com 200 ml de água. O volume total coletado, cerca de 1.000 ml, foi distribuído em tubos de centrífuga e centrifugado por 2 minutos a 1.740 rpm. O pellet obtido da centrifugação foi utilizado para a obtenção dos fungos predadores (Nicolay & Sikora, 1988). Em câmara de fluxo laminar, o pellet do solo foi transferido, em forma de cruz, com auxílio de uma alça de platina, para as placas de petri (9 cm de diâmetro) com ágar-água, preparado na concentração de 2 % e após a secagem do excesso de água na superfície. Os JIs de H. amazonensis foram liberados em 0,1 ml por quadrante na concentração de 500 JI / 0,1ml, aplicando-se, no total, cerca de 2000 JIs por placa. As placas foram mantidas em BOD a 28 ± 1 C e 12 h de fotofase. As avaliações foram feitas após três dias da montagem das placas, que foram observadas diariamente até o 15º. dia, atentando-se à presença de fungos predadores, de armadilhas ou de nematóides presos. Ao verificar-se a presença de fungo, foi feito o isolamento, repicando os esporos em meio de cultura composto de batata-dextrose-ágar (BDA), obtidos da placa original. A identificação do fungo obtido foi feita por meio de chave dicotômica (Domsch, 1993). Esse fungo foi empregado nos demais experimentos. Eficiência de fungos predadores frente ao nematóide entomopatogênico. Foram utilizados os fungos Arthrobotrys oligospora Fresenius, 1850, obtido a partir do isolamento de solo realizado no ensaio anterior, além de A. conoides Drechsler, 1937 e Duddingtonia flagrans Cooke, 1969, provenientes do Laboratório de Nematóides de Plantas Cultivadas da UFLA. Os fungos foram repicados em meio BDA, colocando-se um disco de cerca de 1,5 cm de diâmetro no centro da placa de Petri (9 cm de diâmetro), mantendo-as por sete dias em BOD a 28 ± 1 C e fotofase de 12 h. Após o crescimento, os fungos foram usados como inóculo para o experimento. Para a montagem do experimento, foi retirado um disco de cerca de 1,5 cm de diâmetro com o fungo que cresceu em BDA, e passado para placa de petri (9 cm) com ágar (2 %), colocando-se o disco no centro da placa. Foi adicionado 0,1 ml de suspensão do nematóide H. amazonensis ao redor do disco. Os nematóides foram aplicados em tempos diferentes. No primeiro tratamento, foram liberados juntamente com a transferência do fungo para a placa com ágar. A avaliação foi feita a partir do dia seguinte, a fim de verificar o crescimento do fungo e a formação de armadilhas. A partir da observação da formação de armadilhas, as avaliações foram feitas diariamente por mais cinco dias. Foi avaliado o número de nematóides capturados por predados nas armadilhas formadas pelos fungos. No segundo tratamento, os nematóides foram liberados dois dias após o fungo ter sido repicado e, no terceiro tratamento, a liberação foi feita após quatro dias. No tratamento testemunha, os fungos foram transferidos para o ágar, porém não foi adicionada suspensão com nematóides, apenas água destilada. As placas foram mantidas em BOD a 25 ± 1 C e fotofase de 12 h. Foram feitas cinco repetições para cada tratamento. Efeito de substrato na predação do nematóide entomopatogênico. Os fungos A. oligospora, A. conoides e D. flagrans foram transferidos para placas de petri contendo ágar (2 %) na forma de discos de 1,5 cm. Foram preparadas duas placas para cada fungo. Juntamente com o fungo foram adicionados 4,0 ml de suspensão contendo o nematóide S. glaseri, com cerca de 250 JI / ml, assim foi aplicado um total de 1.000 JI por placa. Foi utilizado o nematóide S. glaseri por ser uma espécie diferente da testada nos bioensaios, ou seja, H. amazonensis. As placas foram mantidas em BOD a 25 ºC por três dias; nesse período, os nematóides foram capturados nas armadilhas e mortos. Os nematóides colonizados pelos fungos foram usados como inóculo para infestar os substratos, sendo Nematologia Brasileira Piracicaba (SP) Brasil 179
Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Cleber Maximiniano, Alcides Moino Jr. & Vicente P. Campos esses: solo (35 g), areia (40 g), esterco bovino (30 g), solo + areia (35 g), solo + esterco (30 g), areia + esterco (35 g) e solo + areia + esterco (40 g), previamente esterilizados. Foram transferidos cerca de 40 JIs por placa, recortando pedaços do ágar com os nematóides colonizados até atingir essa quantidade. Foi adicionada água destilada esterilizada, mantendo-se os substratos com saturação de 11 % (massa / volume). Os tratamentos foram dispostos em copos plásticos de 50 ml e mantidos em BOD a 25 ± 1 C em potes plásticos de 8.600 cm 3, medindo 40 x 27 x 13 cm, com algodão umedecido no fundo, a fim de manter alta a umidade por 14 dias. Após esse período, foram adicionados 200 JIs de H. amazonensis em 0,2 ml de suspensão em cada copo plástico. Foi liberada uma lagarta de G. mellonella por copo após quatro, oito e 12 dias da adição do NEP. Os recipientes foram novamente tampados e retornaram para BOD. Após três dias da liberação das lagartas, foi feita a avaliação da mortalidade. Foram feitas sete repetições por tratamento, sendo dois copos de cada tratamento usados no 14º dia para verificar a colonização do fungo no substrato, por meio de centrifugação e posterior plaqueamento. Foram preparados dois tratamentos-controle. Um deles não foi repicado com o fungo, a fim de confirmar se H. amazonensis seria capaz de matar as lagartas de G. mellonella. O outro não recebeu H. amazonensis, a fim de verificar se as lagartas de G. mellonella permaneceriam vivas na presença apenas desses fungos. O isolamento dos fungos a partir dos substratos infestados, a fim de confirmar a colonização, foi feito seguindo a metodologia para isolamento do solo de fungos ectoparasitas de nematóides (Nicolay & Sikora, 1988). O pellet do solo foi transferido em forma de cruz, com auxílio de uma alça de platina, para placas de petri (9 cm) com ágar-água (2 %) e cerca de 0,2 ml da suspensão do NEP com aproximadamente 1.000 JIs de H. amazonensis foi colocada em cada placa. As placas foram mantidas em BOD a 25 ± 1 C e observadas durante 15 dias ou até o crescimento do fungo. Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e comparação entre médias pelo teste Scott & Knott (1974) a 5 % de probabilidade. Resultados e Discussão Nematóide entomopatogênico como isca para fungos predadores. Através da metodologia de Nicolay & Sikora (1988), foi obtido um isolado de fungo predador, sendo observado o seu crescimento nas placas, contendo o pellet do solo e os JIs de H. amazonensis, a partir do 7º dia após a montagem. No 9º dia, o fungo formou as armadilhas de captura, ou seja, anéis de constrição, e depois de 24 h capturou o NEP nas placas. Após 10 dias, ocorreu a formação de conídios e, então, o fungo foi isolado e repicado para utilização nos experimentos e identificada a espécie como A. oligospora, comprovando a capacidade desse fungo na captura de NEPs (Figura 1). Van Sloun et al. (1990) demonstraram que os Figura 1 - Predação do fungo Arthrobotrys conoides sobre o nematóide Heterorhabditis amazonensis, documentada por microscopia eletrônica de varredura: A) conídio; B) armadilha; C) nematóide. Barra de escala = 20 μm. 180 Vol. 32(3) - 2008
Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a Fungos Predadores de Nematóides fungos Arthrobotrys robusta (Duddington, 1951) e A. superba Corda, 1839, quando em placas de petri com ágar, são capazes de predar cerca de 100 % dos NEPs após 48 h de contato. Eficiência dos fungos predadores frente ao nematóide entomopatogênico. Quando mantidos em placas com ágar, os fungos A. conoides e D. flagrans formaram armadilhas e capturaram os nematóides 48 h após a adição do NEP, enquanto com A. oligospora tal processo demandou 72 h (Figura 2). Nos tratamentos em que foram liberados os nematóides aos dois e quatro dias após a transferência Nematóides predados (%) 100 80 60 40 20 0 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Dias A. conoides A. oligospora D. flagrans fungo e nematóide Figura 2 - Porcentagem de Heterorhabditis amazonensis predados pelos fungos Arthrobotrys conoides, A. oligospora e Duddingtonia flagrans em placas com ágar ao longo do tempo, quando repicados conjuntamente. 100 Nematóides predados (%) 80 60 40 20 0 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Dias A. conoides A. oligospora D. flagrans fungo nematóide Figura 3 - Porcentagem de Heterorhabditis amazonensis predados pelos fungos Arthrobotrys conoides, A. oligospora e Duddingtonia flagrans em placas com ágar ao longo do tempo, quando os nematóides foram adicionados dois dias após os fungos. 100 Nematóides predados (%) 80 60 40 20 0 0 1 2 3 4 5 6 7 8 Dias nematóide fungo A. conoides A. oligospora D. flagrans Figura 4 - Porcentagem de Heterorhabditis amazonensis predados pelos fungos Arthrobotrys conoides, A. oligospora e Duddingtonia flagrans em placas com ágar ao longo do tempo, quando os nematóides foram adicionados quatro dias após os fungos. Nematologia Brasileira Piracicaba (SP) Brasil 181
Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Cleber Maximiniano, Alcides Moino Jr. & Vicente P. Campos do fungo para as placas, foi observado que a formação das armadilhas e a captura dos nematóides ocorreu após 24 horas da liberação dos JIs, para os três fungos testados (Figuras 3 e 4), mostrando que os fungos precisam de um período de contato com os JIs para que sejam estimulados a iniciar a formação das armadilhas. De acordo com os resultados obtidos, observouse que os fungos predaram quantidade maior de nematóides em 24 h quando estes foram inoculados após o estabelecimento do fungo nas placas. No tratamento onde o fungo foi deixado quatro dias em crescimento antes da liberação dos JIs, cerca de 80 % dos nematóides haviam sido predados após cinco dias, enquanto no dia anterior não ocorreu predação. Já nos tratamentos de liberação conjunta e de dois dias, a predação ocorreu de forma gradativa, melhor distribuída ao longo do tempo (Figuras 2, 3 e 4). Isso pode ser explicado pelo fato de que, na liberação dos JIs no 4º. dia, o fungo havia crescido por toda a placa e, assim, onde quer que os nematóides fossem inoculados, o fungo também estava presente. Todavia, nos demais tratamentos, o fungo, que foi colocado no centro da placa, foi se desenvolvendo até a borda após a liberação dos nematóides e, assim, estes dispuseram de área de escape até que o crescimento do fungo por toda a placa ocorresse. No tratamento testemunha, em que não foi liberado o nematóide, o fungo se desenvolveu normalmente, com amplo crescimento micelial, porém, em nenhuma repetição foi observada a formação de armadilhas de captura, o que ressalta a importância da presença do nematóide para que estas estruturas sejam formadas. Após sete dias, todos os JIs haviam sido predados em todos os tratamentos (Figuras 2, 3 e 4). O fungo A. oligospora tem a capacidade de inibir o crescimento de outros fungos predadores, interferindo diretamente no crescimento ou competindo por recursos alimentares, além de crescer e de matar nematóides mais rapidamente que outros fungos quando em placas com ágar, o que pode explicar por que é o fungo predador mais comumente encontrado no mundo (Koppenhöfer et al., 1997; Tzean & Estey, 1978). Efeito do substrato na predação do nematóide entomopatogênico. Em relação à colonização dos fungos nos substratos, após a centrifugação dos substratos e o plaqueamento do pellet, observou-se que os fungos foram recuperados em todas as repetições dos tratamentos testados. De acordo com os resultados obtidos, observouse, em relação aos substratos, que não houve diferenças significativas entre eles, e também na interação com as variáveis dias e fungos, ou seja, a capacidade do fungo de predar o nematóide, ou a capacidade do nematóide em escapar do fungo, não foram alteradas em função dos substratos em que esses foram mantidos. Com a liberação de G. mellonella em dias distintos, ocorreu diferença na captura dos nematóides. Assim, houve menor mortalidade de lagartas de G. mellonella quando estas foram liberadas após 12 dias de contato entre fungo e nematóide, mostrando que foi maior a captura de nematóides quanto maior o tempo de exposição ao fungo. Os fungos testados agiram de forma diferente na captura dos nematóides, pois A. oligospora mostrou resposta mais rápida ao contato com eles, capturando maior quantidade de JIs quando G. mellonella foi liberada com quatro dias do que os demais fungos. Nos tratamentos com liberação aos oito e 12 dias, não houve diferença de captura entre os fungos testados. Observou-se que a lagarta de G. mellonella foi capaz de sobreviver no tratamento testemunha sem a presença do nematóide, mesmo na presença do fungo, diferindo dos demais tratamentos para todas as avaliações. O mesmo foi observado para o tratamento testemunha sem fungo, em que o nematóide foi capaz de causar mortalidade às lagartas, diferindo dos demais tratamentos (Tabela 1). Portanto, o fungo limita a eficácia do NEP na morte de G. mellonella, mas não constitui forma parasita do inseto. Houve diferença na interação entre fungo e dias de liberação de G. mellonella. Dessa forma, pode-se dizer que, quando as lagartas foram liberadas com quatro dias de contato entre fungo e nematóide, o fungo A. oligospora foi o que teve maior eficiência em predar. Porém, quando a liberação foi feita aos oito e 12 dias, não houve diferença entre os fungos testados (Tabela 1), mostrando que esse tempo foi suficiente para que os fungos se desenvolvessem, crescendo hifas 182 Vol. 32(3) - 2008
Suscetibilidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) a Fungos Predadores de Nematóides Tabela 1 - Porcentagem de Galleria mellonella sobreviventes em contato com Heterorhabditis amazonensis e três espécies de fungos predadores de nematóides, após diferentes períodos de exposição. Tratamentos 4 dias 8 dias 12 dias Sem nematóide 100,0 a 100,0 a 100,0 a Arthrobotrys oligospora 40,0 b 46,7 b 53,3 b Arthrobotrys conoides 20,0 c 40,0 b 26,6 b Duddingtonia flagrans 13,3 c 33,3 b 40,0 b Sem fungo 0,0 c 0,0 c 0,0 c Médias seguidas da mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott & Knott (1974) a 5 % de probabilidade. e ocorrendo a formação de armadilhas. O fungo A. oligospora utilizado no ensaio foi isolado inicialmente utilizando H. amazonensis, o que pode explicar a sua resposta mais rápida ao contato com esse nematóide, podendo constituir um isolado com melhor adaptação à predação dessa espécie de NEP. Devido ao crescimento e à formação de armadilhas terem ocorrido rapidamente, esse fungo pode ter suprimido o crescimento de outro que se desenvolve mais lentamente e, assim, ser mais competitivo em relação a essa espécie de nematóide, a qual se movimenta bastante, devido ao seu típico comportamento de busca. Os NEPs preferem solos arenosos, pois aqueles com alto teor de argila dificultam-lhes a movimentação e diminuem a difusão de oxigênio (Burman & Pye, 1980, Kung et al., 1990). No entanto, no presente trabalho não foram observadas diferenças quanto aos diferentes substratos testados, o que pode ter sido devido ao pequeno volume dos copos plásticos nos quais os nematóides e fungos foram colocados durante o estudo, ficando ambos muito próximos e não tendo os nematóides chance de escape, mesmo no substrato arenoso, onde se movimentam com mais desenvoltura. O teor de matéria orgânica do solo influencia diretamente na germinação dos esporos e no crescimento micelial de fungos predadores, além de aumentar-lhes a atividade predatória (Cooke, 1968). Assim, a baixa supressão de nematóides em alguns solos pode ser explicada pelo reduzido teor de matéria orgânica (Ribeiro et al., 1999). Poinar & Jansson (1986) observaram que o fungo A. oligospora foi capaz de predar nematóides dos gêneros Heterorhabditis e Steinernema. Além disso, após a ramificação do micélio sobre o nematóide, este é consumido totalmente após três dias. Esses resultados mostram que, após o contato entre fungo e nematóide, a morte ocorre rapidamente, ressaltando a importância de se observar quanto tempo o fungo necessita após o estímulo da presença do nematóide para crescer e formar armadilhas, pois, se o nematóide for aplicado diretamente sobre o inseto, este pode ser parasitado por aquele antes que o fungo o prede. Dessa forma, os fungos testados foram capazes de predar o nematóide H. amazonensis em todos os substratos testados, sendo necessário um período inicial de contato a fim de estimular não só o crescimento vegetativo do fungo, mas também a formação das armadilhas de captura. Programas de controle de pragas em que se utilizem NEPs devem prever a realização inicial de um levantamento das populações de fungos predadores presentes no solo, e a quantidade de nematóides a ser aplicada deverá ser calculada e definida em função da presença ou não de tais fungos, já que muitos espécimes de NEPs podem vir a ser predados e a quantidade necessária deles para infectar e causar mortalidade aos insetosalvo não ser suficiente. Agradecimentos Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pela bolsa de pósdoutorado concedida à primeira autora, ao Laboratório de Microscopia Eletrônica e Análise Ultraestrutural (LME) pelas facilidades concedidas, e à FAPEMIG pela manutenção dos equipamentos do LME utilizados durante o estudo. Literatura Citada BURMAN, M. & A.E. PYE. 1980. Neoplectana carpocapsae: respiration of infective juveniles. Nematologica, 26: 214-218. CAMPOS, H.D. & V.P. CAMPOS. 1997. Efeito da época e Nematologia Brasileira Piracicaba (SP) Brasil 183
Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Cleber Maximiniano, Alcides Moino Jr. & Vicente P. Campos forma de aplicação dos fungos Arthrobotrys conoides, Arthrobotrys musiformes, Paecilomyces lilacinus e Verticillium chlamydosporium no controle de Meloidogyne exigua do cafeeiro. Fitopatologia Brasileira, 22 (3): 361-365. COOKE, R. 1968. Relationships between nematodedestroying fungi and soil-borne phytonematodes. Phytopathology, 58 (7): 909-913. DOMSCH, K.H. 1993. Compendium of Soil Fungi. Eching, IHW-Verlag, p. 59-64. DUTKY, S.R., J.V. THOMPSON & G.E. CANTWE. 1964. A technique for the mass propagation of the DD-136 nematode. Journal of Insect Pathology, 6: 417-422. JAFFEE, B.A., A.E. MULDOON & E.C. TEDFORD. 1992. Trap production by nematophagous fungi growing from parasitized nematodes. Phytopathology, 82: 615-620. KAYA, H.K. & R. GAUGLER. 1993. Entomopathogenic nematodes. Annual Review of Entomology, 38: 181-206. KOPPENHÖFER, A.M., B.A. JAFFEE & A.E. MULDOON. 1997. Suppression of an entomopathogenic nematode by the nematodetrapping fungi Gerniculifera paucispora and Monacrosporium eudermatum as affected by the fungus Arthrobotrys oligospora. Mycologia, 89 (2): 220-227. KOPPENHÖFER, A.M., B.A. JAFFEE, A.E. MULDOON, D.R. STRONG & H.K. KAYA. 1996. Effect of nematode-trapping fungi on an entomopathogenic nematode originating from the same field site in California. Journal of Invertebrate Pathology, 68: 246-252. KUNG, S.P., R. GAUGLER & H.K. KAYA. 1990. Influence of soil ph and oxygen on entomopathogenic nematode persistence. Journal of Nematology, 22: 440-445. MAIA, A.S.; J.M. SANTOS & A.O. MAURO. 2001. Estudo in vitro da habilidade predatória de Monacrosporium robustum sobre Heterodera glycines. Fitopatologia Brasileira, 26 (4): 732-736. MOLINA, J.P. & N.J.C. LÓPEZ. 2001. Producción in vivo de tres entomonematodos con dos sistemas de infección en dos hospedantes. Revista Colombiana de Entomología, 27: 73-78. NICOLAY, R. & R.A. SIKORA. 1988. Improved techniques for the detection of nematophagous fungi and their activity against target nematodes. Revue de Nématologie, 11 (1): 115-116. PARRA, J.R.P. 1998. Criação de insetos para estudos com patógenos. In: ALVES, S.B. (ed). Controle Microbiano de Insetos. Piracicaba, FEALQ, p. 1015-1037. POINAR, G.O. & H.B. JANSSON. 1986. Infection of Neoplectana and Heterorhabditis (Rhabditida: Nematoda) with the predatory fungi, Monacrosporium ellipsosporum and Arthrobotrys oligospora (Moniliales: Deuteromycetes). Revue de Nématologie, 9 (3): 241-244. RIBEIRO, R.C.F.; S. FERRAZ & E.H. MIZOBUTSI. 1999. Avaliação da eficiência de isolados de Monacrosporium spp. no controle de Meloidogyne javanica e Heterodera glycines. Nematologia Brasileira, 23 (2): 48-60. SCOTT, A.J. & M.A. KNOTT. 1974. A cluster analysis method for grouping means in the analysis of variance. Biometrics, 30 (3): 507-512. TZEAN, S.S. & R.H. ESTEY. 1978. Nematode-trapping fungi as mycopathogens. Phytopathology, 68 (9): 1266-1270. VAN SLOUN, P., R. NICOLAY, U. LOHMANN & R.A. SIKORA. 1990. Susceptibility of entomopathogenic nematodes to nematode-trapping and endoparasitic fungi. Journal of Phytopathology, 129: 217-227. WHITE, G.F. 1927. A method for obtaining infective nematode larvae from cultures. Science, 66: 302-303. 184 Vol. 32(3) - 2008