COMPARAÇÃO ENTRE A VENTILAÇÃO COM PRESSÃO POSITIVA INTERMITENTE OU PRESSÃO CONTROLADA EM EQÜINOS ANESTESIADOS COM ISOFLUORANO.

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS CÂMPUS DE JABOTICABAL COMPARAÇÃO ENTRE A VENTILAÇÃO COM PRESSÃO POSITIVA INTERMITENTE OU PRESSÃO CONTROLADA EM EQÜINOS ANESTESIADOS COM ISOFLUORANO. Juliana Noda Bechara Prof. Dr. Paulo Sergio de Moraes Barros Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias do Câmpus de Jaboticabal UNESP, para obtenção do Título de Doutor em Cirurgia Veterinária Área de Concentração em Cirurgia Veterinária. Jaboticabal São Paulo - Brasil 2003

ii DADOS CURRICULARES DO AUTOR JULIANA NODA BECHARA - nascida em São Paulo em 06 de fevereiro de 1971, S.P., é Médica Veterinária formada pela Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia Universidade de São Paulo, em janeiro de 1995. Foi bolsista de Iniciação Científica no ano de 1994 e de Aperfeiçoamento Científico no ano de 1995, ambas pela FAPESP. Ingressou no Programa de Pós-Graduação em Cirurgia Veterinária, Área de Concentração em Cirurgia Veterinária em março de 1996 e obteve o título de Mestre em outubro de 1998 com a dissertação intitulada: Estudo comparativo entre pancurônio e atracúrio em eqüinos. Avaliação da pressão intra-ocular, do bloqueio neuromuscular e parâmetros cardiovasculares. É professora de Anestesiologia Veterinária na Faculdade de Medicina Veterinária Octávio Bastos das Faculdades Integradas da Fundação de Ensino Octávio Bastos São João da Boa Vista S.P., de fevereiro de 1999 até a presente data.

iii Apaixonei-me pela ciência porque ela é infinita e sempre surpreende das formas mais inusitadas. Atrás de uma resposta sempre virão perguntas.

iv DEDICO, Aos meus pais, Maria e Gervásio Que foram e para sempre serão meus maiores exemplos e fontes de inspiração. Ao meu marido, Marcelo Que caminha ao meu lado, sempre incentivando e iluminando esta jornada cheia de obstáculos que chamamos de vida.

v AGRADECIMENTOS Ao Prof. Dr. Paulo Sergio de Moraes Barros, meu sempre orientador, por sua presença constante. À Profa. Dra. Denise T. Fantoni pelos dez anos de co-orientação, amizade e paciência e, principalmente por ter me introduzido no mundo da anestesiologia veterinária e pesquisa científica. À pós-graduanda Gabriela Marchioni, por sua amizade, companheirismo e auxílio na execução do experimento. Ao médico veterinário Rodrigo Cruz por sua ajuda essencial para execução do experimento. Ao Prof. Dr. Luis Cláudio L. C. da Silva por sua compreensão e auxílio. Ao funcionário Henrique Fragoso pela inestimável e constante ajuda. Ao Prof. Dr. José Otávio C. Auler Jr. por suas críticas e sugestões durante a elaboração do projeto e também na finalização desta Tese. Ao Prof. André Luis de Zoppa por sua compreensão e auxílio. Ao engenheiro Dr. Jorge Bonassa pela paciência e ajuda durante os primeiros passos deste estudo, pela adaptação do aparelho de anestesia e também sua colaboração constante. À Profa. Dra. Silvia R. G. Cortopassi, por sua amizade e empréstimo de material didático. Aos residentes do Hospital Veterinário de Grandes Animais da FMVZ-USP pela inestimável ajuda. À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) pela concessão do Auxílio à Pesquisa, sem o qual não teria sido possível a realização do experimento. Ao Departamento de Clínica e Cirurgia Veterinária da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias da UNESP, Câmpus de Jaboticabal, por ter possibilitado a realização desta Tese.

vi À Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da USP pela minha formação acadêmica e, em especial ao Departamento de Cirurgia e Hospital Veterinário por ceder suas instalações para realização da parte experimental do projeto. À Intermed Equipamento Médico Hospitalar Ltda., pelo interesse e auxílio neste projeto, possibilitando a adaptação do aparelho de anestesia e sua constante manutenção. A todos que direta ou indiretamente me ajudaram a concretizar este trabalho.

vii SUMÁRIO Página ABREVIATURAS... ix RESUMO... xi ABSTRACT... xii 1. INTRODUÇÃO... 1 2. REVISÃO DE LITERATURA... 3 3. MATERIAL E MÉTODOS... 13 3.1 Animais... 13 3.2 Procedimento Anestésico... 13 3.3 Procedimento Experimental... 15 3.4 Avaliação Paramétrica... 16 3.4.1 Avaliação Cardiovascular, Ventilatória e da Mecânica Respiratória... 16 3.4.2 Técnica de Cateterização... 18 3.4.3 Avaliação Hemodinâmica... 19 3.4.4 Avaliação da Oxigenação... 21 3.5 Momentos Avaliados... 23 3.6 Análise Estatística... 23 4. RESULTADOS... 24 4.1. Parâmetros de Ventilação... 24 4.1.1 Grupo I Ventilação com Pressão Positiva Intermitente... 24 4.1.2 Grupo II Ventilação com Pressão Controlada... 24 4.1.3 Grupo I X Grupo II... 25

viii SUMÁRIO Página 4.2 Parâmetros de Mecânica Respiratória... 30 4.2.1 Grupo I Ventilação com Pressão Positiva Intermitente... 30 4.2.2 Grupo II Ventilação com Pressão Controlada... 31 4.2.3 Grupo I X Grupo II... 31 4.3 Parâmetros Hemodinâmicos... 39 4.3.1 Grupo I Ventilação com Pressão Positiva Intermitente... 39 4.3.2 Grupo II Ventilação com Pressão Controlada... 39 4.3.3 Grupo I X Grupo II... 39 4.4 Parâmetros de Oxigenação...... 46 4.4.1 Grupo I Ventilação com Pressão Positiva Intermitente... 46 4.4.2 Grupo II Ventilação com Pressão Controlada... 46 4.4.3 Grupo I X Grupo II... 46 5. DISCUSSÃO... 51 6. CONCLUSÕES... 73 7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS... 74 APÊNDICE... 84

ix ABREVIATURAS CaO 2 conteúdo arterial de oxigênio. C(a-v)O 2 diferença arterio-venosa de oxigênio. Cdyn complacência dinâmica. Cest complacência estática. CO 2 dióxido de carbono. CRF capacidade residual funcional. CvO 2 conteúdo venoso misto de oxigênio. DC débito cardíaco. FC freqüência cardíaca. FiO 2 concentração de oxigênio inspirado. FR freqüência respiratória. HCO - 3 - bicarbonato plasmático arterial. IC índice cardíaco. IDO 2 índice do transporte de oxigênio. IRVP índice da resistência vascular pulmonar. IRVS índice da resistência vascular sistêmica. IS índice sistólico. Iso E isofluorano expirado. IVO 2 índice do consumo de oxigênio. O 2 oxigênio. P(A-a)O 2 diferença alvéolo-arterial de oxigênio. PaCO 2 pressão parcial de dióxido de carbono. PAD pressão arterial diastólica. P(a-ET)CO 2 diferença de dióxido de carbono arterial-expirado. PAM pressão arterial média. PaO 2 pressão parcial de oxigênio arterial. PaO 2 /FiO 2 relação entre a pressão de oxigênio arterial e a fração de oxigênio inspirado.

x P A O 2 pressão alveolar de oxigênio. PAP pressão da artéria pulmonar. PAS pressão arterial sistólica. PEEP pressão positiva ao final da expiração. PetCO 2 pressão de dióxido de carbono expirado. Pmédia pressão média das vias aéreas. POAP pressão de oclusão da artéria pulmonar. Ppico pressão de pico das vias aéreas. PVC pressão venosa central. PvCO 2 pressão parcial de dióxido de carbono venoso misto. PvO 2 pressão parcial de oxigênio venoso misto. Qs/Qt shunt pulmonar. Rexp resistência expiratória. Rins resistência inspiratória. SaO 2 saturação de oxigênio arterial. SvO 2 saturação de oxigênio venoso misto. TeO 2 taxa de extração de oxigênio. Tins tempo inspiratório. Vd/Vt razão do espaço morto fisiológico e do volume corrente. VE ventilação espontânea. Vins volume inspirado. VM ventilação mecânica. Vmin volume minuto. VPC ventilação com pressão controlada. VPPI ventilação com pressão positiva intermitente. Vt volume corrente.

xi COMPARAÇÃO ENTRE A VENTILAÇÃO COM PRESSÃO POSITIVA INTERMITENTE OU PRESSÃO CONTROLADA EM EQÜINOS ANESTESIADOS COM ISOFLUORANO. RESUMO - Os principais fatores a serem considerados durante a anestesia em eqüinos são a depressão cardiovascular e ventilatória e suas implicações hemodinâmicas. O objetivo do presente estudo foi o de avaliar duas modalidades ventilatórias na espécie eqüina e as repercussões destes modos de ventilação nos parâmetros ventilatórios, hemodinâmicos e mecânica respiratória. Foram utilizados 19 eqüinos clinicamente sadios, em decúbito lateral, aleatoriamente divididos em dois grupos, sendo que no Grupo I foi realizada a ventilação com pressão positiva intermitente e, no Grupo II com pressão controlada. O experimento foi dividido em duas fases, sendo que na primeira foram avaliados os parâmetros ventilatórios e de mecânica respiratória e, na segunda fase, além desses, também foram avaliados os parâmetros hemodinâmicos. Observou-se melhora dos parâmetros de ventilação em relação aos momentos de ventilação espontânea, quando empregou-se a ventilação controlada. Não foram observadas alterações hemodinâmicas e de oxigenação quando comparados os diferentes momentos num mesmo grupo, porém os valores da pressão venosa central e da pressão da artéria pulmonar foram superiores no grupo da ventilação com pressão positiva intermitente. Concluiu-se que não há diferença entre a ventilação com pressão positiva intermitente e a ventilação com pressão controlada em eqüinos clinicamente saudáveis. Palavras-Chave: ventilação espontânea, ventilação mecânica, oxigenação.

xii COMPARISON OF INTERMITTENT POSITIVE PRESSURE OR PRESSURE CONTROLLED VENTILATION IN HORSES ANESTHETIZED WITH ISOFLURANE. ABSTRACT The most important factors to be considered in equine anesthesia are the cardiovascular and ventilatory depressions and further hemodynamic failure. The purpose of the present study was to evaluate two modes of mechanical ventilation in horses and their repercussion on ventilatory and hemodynamic parameters and respiratory mechanics also. Nineteen healthy horses in lateral recumbency, were randomly assigned into two groups. In Group I, intermittent positive pressure ventilation was used and, in Group II, pressure controlled ventilation. The experiment was divided into two phases, in the first ventilatory parameters and respiratory mechanics were evaluated and in the second phase, hemodynamic parameters were also measured. A significant improvement was observed in ventilatory parameters when compared controlled to spontaneous ventilation. No changes in hemodynamic and oxygenation parameters were observed, but central venous pressure and pulmonary arterial pressure were higher with intermittent positive pressure ventilation. In conclusion, there is no difference between intermittent positive pressure ventilation and pressure controlled ventilation in healthy horses. Keywords: spontaneous ventilation, mechanical ventilation, oxygenation.

1 1 INTRODUÇÃO Os maiores problemas encontrados durante a anestesia geral de eqüinos são as depressões cardiovascular e respiratória, principalmente devido ao peso e tamanho do animal, ao decúbito e efeitos farmacológicos inerentes aos agentes anestésicos empregados rotineiramente. Torna-se então necessário o desenvolvimento de técnica anestésica para eqüinos que, junto com padrão adequado de ventilação, durante a anestesia geral, mantenham os estados respiratório e hemodinâmico desses animais. Assim sendo, em situações nas quais o animal deva ser submetido à cirurgia e apresentem estes parâmetros comprometidos, por exemplo, com cólica, o procedimento anestésico conjuntamente com a ventilação, deixará de ser risco adicional contribuindo para manter a homeostase. Entretanto, para prover um bom suporte ventilatório, é fundamental a determinação dos parâmetros mecânicos nos pacientes em prótese ventilatória (ZIN & ROCCO, 1995). Sendo a escolha do padrão ventilatório durante a anestesia eqüina um dos principais fatores a alterarem o estado hemodinâmico do paciente, muitos estudos foram realizados na tentativa de descobrir o melhor modo ventilatório nesta espécie. Entre alguns exemplos, podemos citar: a ventilação espontânea, a ventilação com pressão positiva intermitente com e sem a adição da pressão positiva ao final da expiração. Porém, até os dias de hoje, não se chegou a uma conclusão sobre o melhor modo ventilatório, pois o tipo de ventilação pode determinar alterações hemodinâmicas (SWANSON & MUIR, 1986; SWANSON & MUIR, 1988; WILSON & SOMA, 1990; WILSON & MCFEELY, 1991; MOENS et al., 1994; DAY et al., 1995). Atualmente, na medicina humana, novos modos ventilatórios estão sendo introduzidos nos procedimentos anestésicos e nas unidades de tratamento intensivo. A ventilação com pressão controlada é um destes modos e caracteriza-se por controlar as pressões alveolares. Neste sentido, o volume corrente, o volume minuto e a ventilação alveolar são dependentes da complacência e resistência. Devido às suas características, a pressão controlada poderia vir a se tornar uma alternativa de ventilação nesta espécie, pois pelo fato de gerar pressão de pico menor durante toda a inspiração, seus efeitos hemodinâmicos e respiratórios seriam menores. Além disso, ao propiciar um tempo maior de abertura das vias

2 aéreas, pela característica de fluxo gerado durante a ventilação, a relação entre a pressão de oxigênio arterial e a fração de oxigênio inspirado (PaO 2 /FiO 2 ) tende a melhorar (MARINI, 1994a). Entretanto, até a presente data, este novo modo de ventilação ainda não foi testado nos eqüinos. Devido à depressão cardiovascular e ventilatória com conseqüente prejuízo hemodinâmico gerado pela anestesia geral com ventilação espontânea de eqüinos, torna-se de suma importância a investigação de novos modos de ventilação que tornem o ato anestésico mais seguro, contribuindo para a melhoria do estado geral do animal, principalmente daqueles submetidos a cirurgias de emergência e que já apresentam seus parâmetros comprometidos por fatores não relacionados aos procedimentos anestésicos e cirúrgicos. Assim sendo, com este estudo objetivou-se avaliar os seguintes modos ventilatórios em eqüinos: i) ventilação com pressão positiva intermitente e ii) ventilação com pressão controlada, contemplando a repercussão dos mesmos sobre a mecânica respiratória e parâmetros hemodinâmicos e ventilatórios, na tentativa de obtenção de técnica que promova ventilação adequada durante o procedimento anestésico, sem causar prejuízo ao sistema cardiovascular.

3 2 REVISÃO DE LITERATURA Quando um eqüino saudável é anestesiado, a função do sistema respiratório é prejudicada em parte devido aos efeitos dos agentes pré-anestésicos e anestésicos e também, como resultado do decúbito. Complicações adicionais surgem com doenças pré-existentes e pela interação dos fármacos com o processo da doença (ROBINSON, 1991). A ventilação corresponde ao movimento de gás para dentro e para fora do alvéolo. O volume minuto, ou seja, a ventilação minuto (Vmin), é determinada pelo produto do volume de cada inspiração, pelo volume corrente (Vt) e pela freqüência respiratória (FR). Os valores médios da FR, do Vt e da Vmin são 15,5mov./min, 4,86L e 274,6L/min., respectivamente, para um eqüino de aproximadamente 480 kg de peso, em repouso (ROBINSON, 1991). A manutenção da ventilação dentro de limites fisiológicos é um dos objetivos durante a anestesia de eqüinos. Todavia, a definição do que se constitui esse limite fisiológico no eqüino anestesiado é controverso. A ventilação não é um fenômeno isolado, a remoção do dióxido de carbono (CO 2 ) e a obtenção de oxigênio (O 2 ) pelos pulmões depende do fluxo sangüíneo pulmonar e da função cardiovascular. Alterações no modo ou no padrão da respiração são determinantes para a função cardiovascular alterando o retorno venoso, a complacência vascular e a contratilidade cardíaca. A diminuição da ventilação durante a anestesia aumenta a pressão parcial de dióxido de carbono arterial (PaCO 2 ) e, consequentemente, diminui o ph arterial e celular causando liberação de catecolaminas. A diminuição do ph celular afeta potencialmente a homeostase devido à alteração das funções celulares e enzimáticas. O aumento da concentração das catecolaminas circulantes aumenta a contratilidade cardíaca e o débito cardíaco (DC), mas também aumenta o potencial para arritmias cardíacas e pode desencadear resposta generalizada de estresse. Quando a ventilação com pressão positiva é usada para restaurar a normocapnia, o DC pode diminuir devido à diminuição da PaCO 2 (diminuição das catecolaminas circulantes), bem como diminuição do retorno venoso para o coração. O debate sobre o uso de equipamentos para ventilação em eqüinos anestesiados centraliza-se na questão ainda não

4 respondida: a que nível de PaCO 2 os riscos potenciais, alteração da homeostase, ultrapassam os efeitos benéficos, aumento do DC? (HUBBELL, 1991). A depressão respiratória é uma complicação comum durante a anestesia geral de eqüinos clinicamente hígidos durante a ventilação espontânea (VE), podendo resultar em hipercarbia arterial, hipoxemia e distúrbios ácido-básicos (MUIR, 1991). A ventilação com pressão positiva intermitente (VPPI) tem sido recomendada para prevenir alterações no sangue arterial e no equilíbrio ácido-básico que comprometam o estado hemodinâmico do animal (HALL et al., 1968; GILLESPIE et al., 1969). Melhora da PaCO 2 e da pressão parcial de oxigênio arterial (PaO 2 ) para valores próximos dos normais, podem ocorrer quando a VPPI é aplicada durante a anestesia de eqüinos em decúbito lateral (STEFFEY et al., 1977). Clinicamente, a VPPI tem sido instituída na tentativa de melhorar os valores de PaO 2 quando da ocorrência de hipoxemia (SHAWLEY & MANDSAGER, 1990; HUBBELL, 1991). Já foi demostrado, que mudanças posturais acompanhadas pela anestesia em eqüinos, estão associadas com diminuição da PaO 2 e PaCO 2 (MITCHELL & LITTLEJOHN, 1974; SCHATZMAN et al., 1982) e com diminuição do volume residual e capacidade residual funcional (CRF) (MCDONELL & HALL, 1974; SORENSON & ROBINSON, 1980). Estas alterações no volume dos pulmões foram relacionadas a colapso alveolar (atelectasia), compressão do pulmão pelo diafragma e vísceras abdominais e aumento no volume de sangue intratorácico (WYCHE et al., 1973; BENSON et al., 1982; KRAYER et al., 1987). Durante a anestesia, redução da CRF e perda de partes aeradas do volume do pulmão são os fatores primários a prejudicar a oxigenação arterial (SORENSON & ROBINSON, 1980). A CRF de eqüinos, aproximadamente 45ml/kg, diminui aproximadamente 50% quando os animais são anestesiados e colocados em posição de decúbito lateral ou dorsal (SORENSON & ROBINSON, 1980). Isto é acompanhado por marcada má distribuição da ventilação, que é caracterizada por restrição da ventilação para o pulmão dependente (MOENS et al., 1995). Estudos radiográficos em pôneis anestesiados demonstram que a distribuição desigual do gás inspirado entre os pulmões não pode ser corrigida pela VPPI, por meio de valores normais ou elevados de Vt (BENSON et al., 1982).

5 A fisiopatologia da hipóxia arterial em anestesia deve-se a várias causas: hipoventilação, prejuízo da difusão da membrana alvéolo-capilar, concentração baixa de O 2 inspirado, desequilíbrios da ventilação e perfusão pulmonares, shunt intra-pulmonar e diminuição do DC (MUIR, 1991). Hipercarbia arterial e hipoxemia durante anestesia inalatória em eqüinos hígidos em respiração espontânea são produzidas pela combinação da depressão farmacológica do centro respiratório por fármacos anestésicos e pelo decúbito, com efeitos mais dramáticos induzidos pelo decúbito dorsal do que pelo lateral (HALL et al., 1968). O aumento da mistura venosa e aumento da diferença alvéolo-arterial de oxigênio (P(A - a)o 2 ) são evidências de troca gasosa prejudicada durante a anestesia geral de eqüinos (HALL et al., 1968; GILLESPIE et al., 1969; HALL, 1971; WEAVER & WALLEY, 1975). Freqüentemente, pequena ou nenhuma melhora na oxigenação são observadas quando a ventilação mecânica convencional e 100% de O 2 são utilizados (WILSON & SOMA, 1990). Os eqüinos desenvolvem grande gradiente P(A - a)o 2 durante anestesia com agentes intravenosos ou inalatórios (HALL et al., 1968). Um fator importante é o desenvolvimento de desequilíbrio da ventilação/perfusão como resultado de forças gravitacionais na circulação pulmonar e a má distribuição da ventilação (HALL, 1971; NYMAN & HEDENSTIERNA, 1989). Em sua forma mais extrema, ocorre aumento do espaço morto alveolar (Vd alv ), que é mais acentuado nas regiões não dependentes do pulmão (MOENS, 1989; MOENS et al., 1995) e atelectasia nas regiões dependentes do pulmão, com importante mistura venosa (NYMAN et al., 1990). Em estudo sobre os efeitos da VE versus a VPPI em eqüinos hígidos e anestesiados, porém, sem a utilização de bloqueadores neuromusculares, Day et al. (1995), confirmaram as especulações clínicas e os relatos experimentais de que a VE durante a anestesia de eqüinos posicionados em decúbito lateral e dorsal resultava em hipercarbia arterial, acidose respiratória, valores baixos de PaO 2 e aumento do gradiente alvéolo-arterial de oxigênio. Além disso, animais conscientes reativam o surfactante pulmonar, responsável pela estabilidade pulmonar, através de suspiros e pela expansão da superfície alveolar várias vezes por hora. Em eqüinos anestesiados ou com dor torácica ou abdominal cranial este mecanismo estará prejudicado. Como

6 conseqüência, as vias aéreas podem se fechar e os alvéolos colapsarem. Assim sendo, o anestesiologista deve substituir movimentos respiratórios regulares e profundos por suspiros (ROBINSON, 1991) como expansões periódicas. Em seres humanos anestesiados, má distribuição similar, mas menos pronunciada da ventilação, também existe. Diminuição nos volumes pulmonares regionais após anestesia foi proposta como a base para a distribuição alterada de gases durante o decúbito lateral. Esta hipótese foi reforçada pelo relato de que um aumento da CRF, obtida com aplicação da pressão positiva ao final da expiração (PEEP), alterou a distribuição dos gases intrapulmonares a favor do pulmão dependente (REHDER et al., 1973). No homem, a PEEP foi sugerida como método para aumentar o volume pulmonar e melhorar a oxigenação do sangue arterial. Demostrou-se que a PEEP previne o fechamento das vias aéreas e aumenta a CRF e a PaO 2 em humanos e pequenos animais (BINDSLEV et al., 1980; BARRETT et al., 1981). Alterações significativas no sistema cardiovascular podem ocorrer durante seu uso, incluindo diminuição do DC, do volume ejetado, da pressão arterial e aumento da resistência vascular pulmonar (SYKES et al., 1979). Devido aos efeitos cardiovasculares, ainda há controvérsias sobre qual o valor adequado da PEEP a ser utilizado. Relatos clínicos em pessoas indicam variabilidade de respostas à PEEP (SPRINGER & STEVENS, 1979), e seu valor deve ser ajustado até atingir seu efeito em cada paciente (HORTON & CHENEY, 1975). A circulação pulmonar recebe todo fluxo proveniente do ventrículo direito, perfunde os capilares alveolares e participa da troca gasosa. A circulação brônquica, um ramo da circulação sistêmica, fornece fluxo sangüíneo para nutrição das vias aéreas e outras estruturas pulmonares (ROBINSON, 1991). Em eqüinos a pressão arterial pulmonar sistólica, diastólica e média é de 42, 18 e 26 mmhg, respectivamente, ao nível do mar (MILNE et al., 1975). Mensurações da distribuição do fluxo sangüíneo demonstraram que outros fatores além da força de gravidade eram necessários para explicar a distribuição do fluxo. Moens (1994) demonstrou que o fluxo sangüíneo e a ventilação estão reduzidos nas regiões mais dependentes do pulmão. Talvez a diminuição do volume pulmonar feche vasos sangüíneos e vias aéreas. Dobson et al. (1985),

7 utilizando microesferas marcadas com radiofármacos, descobriram que no eqüino em decúbito dorsal, o fluxo era preferencialmente distribuído para a região mais dependente do pulmão, para o lóbulo adjacente à espinha dorsal e diafragma. Mas, quando mensuraram o fluxo sangüíneo em eqüinos posicionados lateralmente, esta mesma região, não o pulmão dependente, recebeu o maior fluxo sangüíneo. A hipótese destes pesquisadores é que, sob anestesia, o fluxo sangüíneo é preferencialmente distribuído para os lobos caudais independentemente da posição do animal. Um dos fatores que pode afetar a distribuição do fluxo sangüíneo é o reflexo da vasoconstrição devido à hipóxia, responsável por redistribuir o fluxo para os alvéolos mais oxigenados. Como halotano, enfluorano e isofluorano deprimem a vasoconstrição hipóxica de forma dose-dependente (MARSHALL et al., 1984), os pulmões dos animais anestesiados com estes agentes são menos aptos a desviar o fluxo das regiões hipoxêmicas do pulmão (BENUMOF & WAHRENBROCK, 1975). A oxigenação do sangue e a remoção do CO 2 são as principais razões para se usar equipamentos para ventilação controlada em eqüinos. A PaO 2 deve ser de aproximadamente cinco vezes a concentração de oxigênio inspirado (FiO 2 ). Eqüinos em decúbito lateral ou dorsal inalando 95 a 100% de oxigênio, em geral apresentam valores de PaO 2 menores do que a metade dos valores pré-citados. As razões para estes valores de PaO 2 menores do que os ideais estão primariamente relacionadas ao desequilíbrio da relação ventilação-perfusão pulmonar. Equipamentos para ventilação controlada podem corrigir a hipoventilação, mas nem sempre restauram a PaO 2 para os valores normais e em certas ocasiões, dependendo da modalidade e FiO 2, podem diminuir a PaO 2. O uso da ventilação mecânica altera a distribuição da ventilação dos pulmões (BENSON et al., 1982). A alteração na distribuição da ventilação nem sempre corrige a oxigenação e pode exacerbar o desequilíbrio da ventilação e da perfusão e, potencialmente, diminuir a oxigenação. Os efeitos inconsistentes da ventilação mecânica na oxigenação arterial combinada com o potencial de diminuição no DC resultante do aumento da pressão intra-torácica, trazem alguma controvérsia, quanto ao uso do ventilador (HUBBELL, 1991). A recomendação clássica é de que a ventilação mecânica deva ser instituída quando a PaCO 2 aumentar acima de 70 a 80 mmhg ou a PaO 2 estiver abaixo de 60 mmhg (HUBBELL, 1991).

8 Respiração controlada é o termo utilizado pela maioria dos anestesistas para se referir à ventilação artificial dos pulmões. Outro termo também utilizado é VPPI (TORRES & BONASSA, 2002). Os primeiros relatos sobre respiração controlada, datam de 1555 com Vesalius, e de 1667 com Hooke, que demonstraram que a vida poderia ser preservada pela insuflação dos pulmões com auxílio de um balão com ar, enquanto o animal estivesse com o tórax aberto (AMARAL, 1995). A ventilação mecânica com pressões elevadas, apesar de promover adequada oxigenação do sangue e de manter a PaCO 2 em níveis normais, possui ações deletérias sobre a fisiologia normal do organismo (TORRES & BONASSA, 2002) e pode danificar os pulmões (MARINI, 1994a). Lesões na interface alvéolocapilar (FU et al., 1992), alterações na permeabilidade vascular (CARLTON et al., 1990) e edema (PARKER et al., 1990; TSUNO et al., 1990; DREYFUSS & SAUMON, 1993) já foram repetidamente demonstrados em animais submetidos a diversos padrões de ventilação mecânica. Portanto, o manejo ventilatório apropriado deve promover troca gasosa eficiente, com os menores níveis de pressão e de O 2 inspirado (MARINI, 1994a). O trabalho ventilatório é o produto da integração da pressão aplicada através do sistema respiratório e o fluxo resultante (OTIS, 1954). Os ventiladores atualmente disponíveis regulam a pressão aplicada às vias aéreas ou o tipo de fluxo oferecido. O critério no qual o ventilador cessa a pressurização das vias aéreas, iniciando a expiração passiva, pode ser estabelecido de acordo com um valor específico de pressão, do volume oferecido, do tempo decorrido ou do fluxo. Os modos de ventilação freqüentemente utilizados na prática médica, podem ser classificados como a pressão ou fluxo controlado, e como ciclados a tempo, volume ou fluxo (MARINI, 1994a). Os principais tipos de algoritmos foram combinados recentemente para formarem novos modos que incorporam as características desejáveis de cada categoria (MARINI, 1994a). Os modos de ventilação são freqüentemente descritos, de certa forma imprecisa, como controlados a volume ou a pressão, dependendo se o parâmetro mandatório é do volume corrente ou da pressão máxima das vias aéreas. A equação de movimento do sistema respiratório limita o clínico para controlar independentemente o fluxo inspiratório e o volume corrente ou a pressão aplicada e

9 o volume corrente. Todas as três modalidades (fluxo, volume corrente e pressão aplicada), não podem ser selecionadas independentemente na mesma hora. Quando as variáveis de pressão, ventilação e troca de oxigênio são devidamente monitoradas, tanto a ventilação com fluxo controlado e ciclada a volume como a ventilação com pressão controlada e ciclada a tempo, podem ser utilizadas de forma efetiva (MARINI, 1994a). Tradicionalmente, a ventilação com fluxo controlado e ciclada a volume é a mais utilizada, sendo uma opção que garante a ventilação minuto, mas permite que as pressões alveolares e de vias aéreas aumentem com o aumento da impedância. Devido a um melhor entendimento dos determinantes da injúria tecidual relacionada ao ventilador, os interesses estão sendo novamente focados nos modos de ventilação controlados a pressão e ciclados a tempo, uma alternativa estratégica que efetivamente controla as pressões de pico (Ppico) e média (Pmédia) das vias aéreas (MARINI, 1994a). No final da década de 80, várias formas diferentes de ventilação mecânica controladas a pressão foram introduzidas na prática clínica: pressão suporte (MACINTYRE, 1986; BROCHARD et al., 1989), controle de pressão (ABRAHAM & YOSHIHARA, 1990), pressão positiva contínua bifásica nas vias aéreas e variantes de liberação da pressão das vias aéreas (CANE et al., 1991; DOWNS & STOCK, 1987). Apesar destes modos variarem em seus objetivos e nos seus critérios para iniciar e terminar o ciclo inspiratório do ventilador, todos podem ser vistos como modos nos quais o ventilador aplica ondas aproximadamente quadradas de pressão para abertura das vias aéreas. Uma vez que a impedância do sistema respiratório é conhecida, as contribuições do ventilador para ventilação e pressão alveolar podem ser completamente caracterizadas através do conhecimento de apenas três parâmetros: a magnitude da pressão constante aplicada, a freqüência de pressurização das vias aéreas e o ciclo do tempo inspiratório (T I /T TOT ) ou tempo absoluto inspiratório. A ventilação com pressão controlada (VPC) e ciclada a tempo, representa o protótipo deste grupo (MARINI, 1994a). Na VPC, fixa-se a pressão a ser aplicada, a FR e o tempo inspiratório (Tins) ou fração de tempo. O valor do pico inspiratório alveolar, reconhecido como determinante chave da injúria pulmonar induzida pelo ventilador, não pode aumentar acima da pressão pré-estabelecida. Neste sentido a pressão alveolar

10 máxima a ser atingida não irá superar o limite superior estabelecido. A característica mais evidente da VPC é que as pressões máxima das vias aéreas e alveolares são controladas, enquanto que o Vt, o Vmin e a ventilação alveolar dependem da complacência, resistência e padrões de ventilação (MARINI, 1994a). Como seu próprio nome diz, a VPC tem sua maior aplicação em situações, com quadro de complacência pulmonar. Sob estas circunstâncias, controlando a pressão das vias aéreas, efetivamente se controla a pressão máxima alveolar com menor risco de lesão. De fato, quando o Tins é curto, as pressões inspiratórias finais das vias aéreas e alveolares falham em se equilibrar, tanto que a pressão transalveolar máxima é consideravelmente menor que os valores preestabelecidos. Para um Tins estabelecido e Ppico a ser alcançada, a forma da onda da VPC é a que aplica a maior pressão cumulativa para o sistema respiratório. Forças de estiramento aplicadas aos alvéolos são também sustentadas por um período máximo (MARINI & CROOKE, 1993). Na ventilação com volume controlado (VPPI), a forma da curva do fluxo mais utilizada é a quadrada, que desacelera linearmente e é sinusóide (Figura 1). Quando o Vt é o parâmetro selecionado que irá determinar o momento no qual o fluxo de ar gerado pelo ventilador cesse, implica que a pressão aplicada para abrir as vias aéreas pode subir até atingir o valor necessário para vencer a impedância para inflar o pulmão (MARINI, 1994a). A VPC aplica um fluxo desacelerante que usualmente cessa antes do fim do período inspiratório selecionado (Figura 1). O ajuste do limite máximo da pressão em vias aéreas garante que valores mais altos de pressão do que aqueles previamente escolhidos não serão aplicados aos alvéolos durante o ciclo respiratório. Para fornecer um determinado Vt num mesmo Tins, a VPC aplica uma pressão alveolar maior que outras modalidades que não desaceleram o fluxo. Porém, este pequeno aumento da pressão alveolar é raramente associado com alterações hemodinâmicas (ABRAHAM & YOSHIHARA, 1989).

11 A B Figura 1 - Comparação das curvas de pressão (P AW ), fluxo (V) e volume (V T ). (A) ventilação com volume controlado (VPPI) e (B) ventilação com pressão controlada (VPC) (adaptado de DAVIS et al., 1996). Os estudos existentes com VPC foram realizados inicialmente em seres humanos com a síndrome da angústia respiratória do adulto (SARA) (LESSARD et al., 1994; MARINI, 1994b; DAVIS et al., 1996; MARIK & KRIKORIAN, 1997) e demonstraram que a VPC quando comparada com a VPPI, melhora a oxigenação utilizando menor pressão de pico inspiratória e maior pressão média. No eqüino, a ventilação volume controlada é a mais conhecida, assim sendo, a VPC poderia ser uma alternativa de ventilação nesta espécie animal. Os agentes relaxantes musculares já foram investigados e são muito utilizados como adjuvantes da anestesia geral de seres humanos, pequenos animais e animais de laboratório, mas são pouco utilizados na espécie eqüina. Razões para isto, provavelmente incluem peculiaridades da espécie eqüina, hesitação por parte do anestesista veterinário em usar fármacos que paralisam um animal de grande porte, e o tempo prolongado de ação de bloqueadores neuromusculares mais antigos (HILDEBRAND et al., 1988). As vantagens destes fármacos incluem redução no requerimento anestésico, relaxamento muscular adequado ao tipo de cirurgia, facilitação da intubação endotraqueal e da ventilação

12 com pressão positiva, vantagens estas que são desejáveis na anestesia eqüina (MANLEY et al., 1983). Vários agentes relaxantes musculares podem ser empregados nos eqüinos. Trabalho realizado por Bechara (1998) em eqüinos, demonstrou que o pancurônio quando comparado com o atracúrio é capaz de manter a pressão arterial em níveis aceitáveis para um procedimento anestésico nesta espécie (> 70 mmhg), sem a necessidade de utilização de vasopressores ou inotrópicos. Entretanto, o atracúrio também pode ser utilizado com segurança, não alterando os parâmetros cardiovasculares (HILDEBRAND & ARPIN, 1988). 3 MATERIAL E MÉTODOS 3.1 Animais Foram utilizados 19 eqüinos, machos ou fêmeas, de diferentes raças, idades e pesos, em decúbito lateral, provenientes do Hospital Veterinário (HOVET) da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo, submetidos a procedimentos cirúrgicos eletivos. Foi instituído jejum alimentar prévio de 12 horas e hídrico de 4 horas e realizado exame clínico. Animais não hígidos ou portadores de qualquer anomalia que comprometessem o experimento foram descartados. Os dados individuais de cada animal estão apresentados nas Tabelas do Apêndice. Destes 19 eqüinos, em 11 deles, além da avaliação convencional dos parâmetros cardiovasculares, de ventilação e oxigenação e da mecânica respiratória, introduziu-se o cateter de artéria pulmonar (Swan-Ganz) 1 para a mensuração do débito cardíaco, pressões de enchimento (pressões de átrio direito, da artéria pulmonar e de oclusão da artéria pulmonar), bem como a obtenção dos demais parâmetros hemodinâmicos indiretos, conforme descrito no item 3.4.3. Todos os proprietários foram informados sobre os riscos dos procedimentos a que seriam submetidos os animais e autorizaram a realização do experimento mediante isenção do pagamento da anestesia. 1 Edwards Swan-Ganz model 131H 7F Baxter Healthcare Corporation, EUA.

13 3.2 Procedimento Anestésico Administrou-se 0,10mg/kg de romifidina 2 pela via intravenosa (IV). Decorridos 20 minutos da aplicação da romifidina, aplicou-se o diazepam 3 na dose de 0,05mg/kg seguido da quetamina 4 na dose de 2,0mg/kg, ambos pela via IV. Após o animal adquirir a posição de decúbito, procedeu-se a intubação orotraqueal, sendo a anestesia mantida com aproximadamente 1,4 CAM de isofluorano 5 em 100% de oxigênio em circuito circular fechado em aparelho de anestesia adaptado para grandes animais 6 (Figura 2). Os animais foram mantidos no 3 plano de anestesia do III estágio de Guedel, através da verificação dos reflexos protetores bem como das variações da freqüência cardíaca, pressão arterial e freqüência respiratória durante o transcorrer do procedimento anestésico. Para o adequado controle da concentração administrada do anestésico inalatório, inicialmente padronizada em 1,4% no gás expirado e alterada quando necessário, foi utilizado analisador de gases anestésicos 7 que forneceu de forma contínua a concentração do mesmo na mistura de gás inspirado e expirado. Os animais permaneceram em ventilação espontânea, sendo o volume de oxigênio administrado pré-determinado de acordo com o volume corrente estabelecido, que foi de 10ml/kg. Após a instrumentação e estabilização dos parâmetros cardiovasculares e ventilatórios, administrou-se o atracúrio 8 na dose de 0,1mg/kg, IV, e doses subseqüentes foram administradas até obtenção de bloqueio neuromuscular máximo. Uma vez estabelecida a apnéia, iniciou-se a ventilação mecânica, utilizando-se aparelho de anestesia com ventilador eletrônico microprocessado adaptado para grandes animais 9. O Vt utilizado foi de 10ml/kg e a FR foi ajustada para que a PetCO 2 não ultrapassasse 40 mmhg. O tempo inspiratório foi fixado em 2 segundos e a relação inspiração/expiração fixada em 1:2. Os animais foram mecanicamente ventilados durante 2 horas com diferentes modos ventilatórios, após o que, foi iniciado o desmame do animal através da 2 Sedivet Boehringer Ingelheim, México. 3 Diazepam União Química Farmacêutica Nacional S.A., Embu-Guaçú, S.P. 4 Dopalen Agribands do Brasil Ltda., Paulínia, S.P. 5 Forane Abbott Laboratórios do Brasil Ltda., São Paulo, S.P. 6 Línea A Intermed Prod. Hosp., São Paulo, S.P. 7 Multinex Analisador de Gases Anestésicos e capnógrafo Datascope, EUA. 8 Tracur - Cristália Prod. Quím. Farm. Ltda., São Paulo, S.P. 9 Línea A Intermed Prod. Hosp., São Paulo, S.P.

14 diminuição gradativa da FR. Durante o procedimento anestésico os animais receberam fluidoterapia com solução isotônica 10 (10ml/kg/hr) e sulfato de efedrina 11 (50mg diluídas em 500ml de solução isotônica) foi administrado em infusão contínua até obtenção do efeito desejado, quando necessário para manutenção da pressão arterial. Figura 2 - Eqüino anestesiado com o aparelho de anestesia adaptado para grandes animais (Línea A). 3.3 Procedimento Experimental Os eqüinos foram distribuídos aleatoriamente em dois grupos, um com nove e o outro com dez animais. Após a adequada instrumentação e a obtenção dos valores paramétricos dos animais em VE, os animais do Grupo I (GI) foram ventilados com a modalidade VPPI e os animais do Grupo II (GII) foram ventilados com a modalidade VPC, durante 2 horas. No GI foram ajustados no ventilador eletrônico, o fluxo inspiratório em L/min., o Vt preestabelecido de 10ml/kg, valor este ajustado de acordo com o Vins em litros (L) do monitor de mecânica respiratória 12, a FR de 12mov/min e a relação inspiração/expiração de 1:2. Após o início da VPPI, a FR foi ajustada para manter a PetCO 2 inferior a 40mmHg. Neste 10 Solução de Ringer Lactato JP Indústria Farmacêutica S.A., Ribeirão Preto, S.P. 11 Sulfato de Efedrina Abbott Laboratórios do Brasil Ltda., São Paulo, S.P. 12 Tracer 5 Intermed Prod. Hosp., São Paulo, S.P.

15 grupo, em cinco dos nove animais utilizados, foi realizada a avaliação hemodinâmica com cateter de Swan-Ganz, além da avaliação dos parâmetros cardiovasculares, de ventilação, de oxigenação e da mecânica respiratória. No GII foram ajustados no ventilador eletrônico o Tins em segundos (s) até a obtenção do Vins no monitor de mecânica respiratória 11 de 10ml/kg, a pressão inspiratória em até 20cmH 2 O, a FR de 12mov/min e a relação inspiração/expiração de 1:2. Após o início da VPC, a FR foi ajustada para manter a PetCO 2 inferior a 40mmHg. Neste grupo, em seis dos dez animais utilizados, foi realizada a avaliação hemodinâmica com cateter de Swan-Ganz, além da avaliação dos parâmetros cardiovasculares, de ventilação, de oxigenação e da mecânica respiratória. Decorrido o período de ventilação mecânica, os animais foram desmamados do ventilador eletrônico e novamente foram obtidos os valores paramétricos dos animais em VE. Obtidos os parâmetros, cessou-se a administração de isofluorano e os animais foram levados para a sala de recuperação onde foram extubados. 3.4 Avaliação Paramétrica 3.4.1 Avaliação Cardiovascular, Ventilatória e da Mecânica Respiratória a) Freqüência e Ritmo Cardíacos: no animal não anestesiado, a FC foi avaliada mediante auscultação por estetoscópio na área cardíaca (sexto e sétimo espaços intercostais esquerdos). Após o mesmo ter sido anestesiado, a freqüência e ritmo cardíacos foram avaliados através do cardioscópio do monitor multiparamétrico 13. b) Pressão Arterial Sistêmica: a mensuração direta foi avaliada através da cateterização da artéria facial transversa com cateter 22G, que foi acoplado ao monitor de pressão 13, a partir do momento em que iniciou-se a anestesia inalatória, obtendo-se desta forma a PAM, PAS e PAD. c) Pressão de Dióxido de Carbono Expirado (PetCO 2 ): foi mensurada através da utilização do capnógrafo do analisador de gases anestésicos 6. d) Concentração de Isofluorano Expirado (Iso E ): foi mensurada através da utilização do analisador de gases anestésicos 6. 13 Bimonitor 7 Bese Engenharia de Sistemas, São Paulo, S.P.

16 e) Pressão Parcial de Oxigênio Arterial (PaO 2 ), Pressão Parcial de Dióxido de Carbono Arterial (PaCO 2 ), ph, Bicarbonato Plasmático Arterial (HCO - 3 ), Saturação de Oxigênio Arterial (SaO 2 ): foram coletadas amostras do sangue arterial pelo cateter posicionado na artéria facial transversa. As amostras foram coletadas em seringas heparinizadas, sendo a agulha vedada com tampa de borracha, evitando assim o contato do sangue com o ar ambiente. As amostras foram estocadas em água com gelo e analisadas imediatamente após o término do experimento no analisador de ph e gases sangüíneos 14. f) Pressão Alveolar de Oxigênio (P A O 2 ): foi calculada usando a equação de gás alveolar (SWANSON & MUIR, 1988): P A O 2 = [F I O 2 X (Pb - 47 mmhg)] - (PaCO 2 /0,8) onde FiO 2 é a concentração fracional de O 2 inspirado e Pb a pressão barométrica ambiente. A pressão parcial de H 2 O dentro do sistema respiratório foi de 47 mmhg. O quociente respiratório assumido foi de 0,8. g) Diferença Alvéolo-Arterial de Oxigênio (P(A-a)O 2 ): foi calculada subtraindo-se a PaO 2 da P A O 2. h) Diferença de Dióxido de Carbono Arterial-Expirado (P(a-ET)CO 2 ): foi calculada subtraindo-se a PetCO 2 da PaCO 2. i) Razão do Espaço Morto Fisiológico e do Volume Corrente (Vd/Vt): foi calculada pela equação de Bohr (SWANSON & MUIR, 1988): Vd/Vt = (PaCO 2 - PetCO 2 )/PaCO 2 j) Shunt Pulmonar (Qs/Qt): foi calculado usando a equação de shunt modificada para pacientes respirando 100% de O 2 (SWANSON & MUIR, 1988): Qs/Qt = [P(A-a)O 2 X 0,003]/{4 + [P(A-a)O 2 X 0,003]} onde 0,003 é o fator de solubilidade do O 2 no sangue total. Esta equação assume uma diferença de conteúdo de O 2 arterial e venoso de 4,0 volume %. k) Pressão de pico (Ppico): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. l) Pressão média (Pmédia): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. m) Volume corrente (Vt): foi mensurado através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. 14 ABL-5 Radiometer, Copenhagen, Dinamarca.

17 n) Volume inspirado (Vins): foi mensurado através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. o) Volume minuto (Vmin): foi mensurado através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. p) Tempo inspiratório (Tins): foi mensurado através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11. q) Complacência dinâmica (Cdyn): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11, só sendo possível sua mensuração durante a ventilação controlada. r) Complacência estática (Cest): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11, só sendo possível sua mensuração durante a ventilação controlada. s) Resistência inspiratória (Rins): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11, só sendo possível sua mensuração durante a ventilação controlada. t) Resistência expiratória (Rexp): foi mensurada através da utilização do monitor de ventilação e mecânica respiratória 11, só sendo possível sua mensuração durante a ventilação controlada. 3.4.2 Técnica de Cateterização Após a contenção do animal em tronco apropriado, foram realizados dois botões anestésicos com lidocaína 2% sem vasoconstritor 15 sobre a veia jugular. Decorrido o tempo de latência do anestésico local, foi realizada pequena incisão de pele para inserção dos cateteres 10G. Em um dos cateteres foi inserido o cateter de Swan-Ganz 7F 16 de três vias e sensor térmico, de 110 cm de comprimento. Primeiramente, o sistema transdutor-registrador foi preenchido com solução heparinizada e zerado à pressão atmosférica, sendo conectado ao transdutor de pressão posicionado ao nível cardíaco. Uma vez que se observou no monitor 13 curva com traçado característico de átrio direito, o balão foi insuflado com 1,5ml de ar e prosseguiu-se a introdução do cateter. Através das ondas pressóricas, foi possível constatar a passagem do cateter pelo ventrículo direito e tronco da artéria 15 Lidocabbott 2% - Abbott Laboratories Limited, Quebec, Canadá. 16 Edwards Swan-Ganz model 131H 7F Baxter Healthcare Corporation, EUA.

18 pulmonar. Quando foi observada a alteração do traçado com achatamento da curva, a pressão de oclusão da artéria pulmonar foi obtida e o cateter mantido nesta posição. No outro cateter 10G foi inserido um cateter de calibre 6F, com sua extremidade posicionada em átrio direito, sendo este utilizado para injeção da solução de glicose 5% para obtenção do débito cardíaco (DC), pois o diâmetro do cateter de Swan-Ganz não permitiu a aplicação de 40ml em 10s. Neste cateter também foi mensurada a PVC. Primeiramente, o sistema transdutor-registrador foi preenchido com solução heparinizada e zerado à pressão atmosférica, sendo conectado ao transdutor de pressão posicionado ao nível do coração. Uma vez observado no monitor 13 traçado característico de átrio direito, o cateter foi mantido nesta posição. Após os cateteres serem fixados e protegidos com uma faixa ao redor do pescoço, os animais foram levados para a sala de indução e, posteriormente, foi feita a aplicação da medicação pré-anestésica. 3.4.3 Avaliação Hemodinâmica a) Pressão Venosa Central (PVC), Pressão da Artéria Pulmonar (PAP) e Pressão de Oclusão da Artéria Pulmonar (POAP): para obtenção da PVC o cateter foi conectado ao transdutor de pressão. A PAP foi obtida ao se conectar a via distal do cateter de Swan-Ganz ao transdutor de pressão. Avaliou-se a POAP como sendo o valor mínimo da PAP, pois o tamanho do balão e/ou o comprimento do cateter não foram suficientes para ocluir a artéria pulmonar. b) Débito Cardíaco (DC) e Índice Cardíaco (IC): o DC foi determinado pelo método da termodiluição, através do cateter de Swan-Ganz, cuja extremidade foi posicionada na artéria pulmonar. A medida foi realizada através da injeção de 40ml de solução de glicose 5% 17 em temperatura de zero a cinco graus Celsius, pela luz do cateter 6F. Foram realizadas quatro medidas consecutivas do DC sendo desprezada aquela cujo valor diferiu de 10% dos demais (ARAÚJO, 1992). Uma vez obtido o DC, o IC foi calculado através da seguinte fórmula: IC = DC/SC Onde : IC índice cardíaco, em L/min.m 2 17 Solução de Glicose a 5% - JP Indústria Farmacêutica S.A., Ribeirão Preto, S.P.

19 DC débito cardíaco, em L/min SC superfície corpórea, em m 2 A superfície corpórea foi obtida do trabalho de Duckett (1995). c) Índice Sistólico (IS): foi calculado pela seguinte fórmula, sendo expresso em ml/bat.m 2 (SHOEMAKER, 1995): IS = IC/FC Onde: IC - índice cardíaco, em L/min.m 2 FC freqüência cardíaca, em bat/min d) Índice da Resistência Vascular Sistêmica (IRVS): obteve-se pela seguinte fórmula, sendo expresso em dina.seg/cm 5.m 2 (SHOEMAKER, 1995): IRVS = (PAM-PVC).80/IC Onde: PAM - pressão arterial média, em mmhg PVC - pressão venosa central, em mmhg IC - índice cardíaco, em L/min.m 2 80 - fator de conversão de mmhg/l para dina.seg/cm 5 e) Índice de Resistência Vascular Pulmonar (IRVP): foi obtido pela seguinte fórmula, sendo expresso em dina.seg/cm 5.m 2 (SHOEMAKER, 1995): IRVP = (PAP-POAP).80/IC Onde: PAP - pressão da artéria pulmonar, em mmhg POAP - pressão de oclusão da artéria pulmonar, em mmhg IC - índice cardíaco, em L/min.m 2 80 - fator de conversão de mmhg/l para dina.seg/cm 5 3.4.4 Avaliação da Oxigenação a) Pressão Parcial de Oxigênio Arterial (PaO 2 ) e Saturação de Oxigênio Arterial (SaO 2 ): já descritas no subcapítulo 3.4.1e. b) Pressão Parcial de Oxigênio Venoso Misto (PvO 2 ), Saturação de Oxigênio Venoso Misto (SvO 2 ) e Pressão Parcial de Dióxido de Carbono Venoso Misto (PvCO 2 ): a coleta de sangue venoso misto para a obtenção dos valores de PvO 2, SvO 2 e PvCO 2 foi realizada através da extremidade distal do cateter de Swan-Ganz. Coletou-se as amostras em seringas heparinizadas, sendo a agulha vedada com tampa de borracha, evitando assim o contato do sangue com o ar ambiente. As

20 amostras foram estocadas em água com gelo e analisadas imediatamente após o término do experimento no analisador de ph e gases sangüíneos 18. c) Conteúdo Arterial de Oxigênio (CaO 2 ): foi obtido pela seguinte fórmula (SHOEMAKER, 1995): CaO 2 = (Hb.SaO 2.1,36) + (PaO 2. 0,003) Onde: Hb - hemoglobina em g/dl SaO 2 - saturação de oxigênio arterial, em % 1,36 - coeficiente de ligação do oxigênio com a hemoglobina, em ml/g 0,003 - coeficiente de solubilidade do oxigênio no plasma, em mmhg/ml d) Conteúdo Venoso Misto de Oxigênio (CvO 2 ): foi obtido pela seguinte fórmula (SHOEMAKER, 1995): CvO 2 = (Hb.SvO 2.1,36) + (PvO 2.0,003) Onde: Hb - hemoglobina em g/dl SvO 2 - saturação de oxigênio venoso misto, em % 1,36 - coeficiente de ligação do oxigênio com a hemoglobina, em ml/g 0,003 - coeficiente de solubilidade do oxigênio no plasma, em mmhg/ml e) Diferença Arterio-Venosa de Oxigênio (C(a-v)O 2 ): foi calculada a partir das fórmulas padrões descritas por SHOEMAKER (1995): C(a-v)O 2 = CaO 2 CvO 2 O CaO 2, em ml/dl, foi obtido pela seguinte fórmula: CaO 2 = (Hb.SaO 2.1,36) + (PaO 2.0,003) Onde: Hb - hemoglobina em g/dl SaO 2 = saturação de oxigênio arterial, em % 1,36 = coeficiente de ligação do oxigênio com a hemoglobina, em ml/g 0,003 = coeficiente de solubilidade do oxigênio no plasma, em mmhg/ml CvO 2 = (Hb.SvO 2.1,36) + (PvO 2.0,003) Onde: Hb - hemoglobina em g/dl SvO 2 - saturação venosa de oxigênio, em % 18 ABL-5 Radiometer, Copenhagen, Dinamarca.