Cultura da batata x Meloidogyne spp.: uso de uma formulação com fungos nematófagos para o controle biológico de nematóides

Cultura da batata x Meloidogyne spp.: uso de uma formulação com fungos nematófagos para o controle biológico de nematóides Adriana R. da Silva & Paulo R. P. Martinelli adriana.agronomia@terra.com.br / prpmartinelli@yahoo.com.br No Brasil, o cultivo da batata está associado a um alto risco de produção e de comercialização bem como a uma grande demanda de recursos. A oscilação mercantil é fato conhecido pelos produtores, fazendo com que eles aperfeiçoem seu processo produtivo constantemente (Machado, 2000). Por ser extremamente suscetível a pragas e doenças é indispensável que área a ser cultivada seja cuidadosamente escolhida, assim como o material de propagação, o tipo de manejo e a sua aplicação na época correta. Atualmente, os danos causados pelos nematóides têm se destacado entre os problemas fitossanitários da cultura, afetando 12,2% da produção mundial (Sasser & Freckman, 1987). Além das perdas quantitativas (produtividade da lavoura) e qualitativas (formação de galhas e/ou surgimento de lesões enegrecidas nos tubérculos), por se tratar de cultura propagada vegetativamente, o ataque aos tubérculos ainda constitui uma importante forma de disseminação para esses patógenos (Silva & Santos, 2007; Silva, 2009). Por ser remunerado pela qualidade, o produtor é impelido a fazer uso de grande quantidade de produtos fitossanitários, acentuada pela indisponibilidade de medidas alternativas, ambientalmente seguras. Atualmente, apenas cinco princípios ativos estão registrados para uso na cultura. Além de serem, em sua maioria, extremamente tóxicos, alguns possuem princípio ativo que oferece risco de acúmulo residual nos tubérculos sendo muito perigosos ao ambiente (AGROFIT, 2009; Charchar et al., 2003), esses produtos não oferecem proteção irrestrita contra perdas causadas pelo ataque de nematóides que seja econômica e ambientalmente viável (Charchar et al., 2007). Entre as principais práticas para o manejo dos nematóides em culturas anuais destacam-se a rotação de culturas, o uso de nematicidas, a adição de matéria orgânica e o controle biológico, entre outros (Corbani, 2002; Martinelli, 2008). A combinação de várias dessas medidas de controle é explorada pelo manejo integrado. Fungos nematófagos tem sido alvo de 76 % das pesquisas (Carneiro, 1992) e correspondem a 75 % dos agentes de controle biológico de nematóides encontrados nos solos agricultáveis do mundo (Jatala, 1986). Os principais gêneros de fungos predadores

conhecidos são: Arthrobotrys, Dactylella e Monacrosporium, conforme menção de Mankau (1980). Apesar do expressivo número de fungos parasitos de ovos serem conhecidos, Paecilomyces lilacinus e Pochonia chlamydosporia têm sido os mais estudados, devido a sua comprovada eficácia (Mankau, 1980; Jatala et al., 1980; Siddiqi & Mahmood, 1995; Atkins et al., 2003). O objetivo deste trabalho foi avaliar a eficácia do uso de diferentes doses de uma formulação em bagaço de cana composta por cinco fungos nematófagos (Arthrobotrys oligospora, Monacrosporium eudermatum, P. chlamydosporia, P. lilacinus e Dactylella leptospora) comparadas ao controle químico de uma população mista contendo Meloidogyne incognita e M. javanica em batata. O experimento foi realizado no Município de Perdizes (MG), no período de agosto de 2008 a março de 2009, em uma lavoura comercial de batata, sob pivô central. As amostras coletadas durante o experimento foram processadas no Laboratório de Nematologia do Departamento de Fitossanidade da FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). Avaliou-se a época de aplicação e métodos de controle, que estão descritos na Tabela 1. A unidade experimental utilizada foi composta por três linhas de 70 x 0,8 m, sendo a área útil a linha central, descartados 10 m nas extremidades (bordaduras). Utilizou-se batata-semente cultivar Cupido, com 28 35 mm de diâmetro (± 25 g), espaçadas entre si 0,2 m no sulco de plantio. A condução da lavoura foi feita de acordo com as recomendações técnicas para a cultura e as práticas correntes do produtor (Figura 1). A cultura foi implantada em área naturalmente infestada por M. incognita e M. javanica, selecionada a partir de um levantamento realizado por Silva (2009). No plantio, estimou-se a população inicial em 27 juvenis de segundo estádio (J 2 ) / 100 cm 3 de solo (média de 48 amostras de solo, compostas de seis subamostras cada). Os fungos A. oligospora, M. eudermatum, P. chlamydosporia, P. lilacinus e D. leptospora foram formulados em bagaço de cana e farelo de arroz (Martinelli, 2008). Individualmente, os isolados foram inoculados no substrato e incubados à temperatura ambiente no escuro. Após a completa colonização no substrato, partes iguais de substrato colonizado pelos diferentes fungos foram misturadas para posterior aplicação.

Tabela 1 Épocas de aplicação e métodos de controle avaliados no ensaio realizado no período de agosto de 2008 a março de 2009 e respectivo código. FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009. Código Métodos de controle Aplicação 1 durante operação de plantio T testemunha (sem controle) CB ½ ½ l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 1 1 l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 2 2 l da formulação com fungos nematófagos / metro Q 1 carbofurano 50 G Q 2 aldicarbe 150 G Aplicação durante operação de plantio e reaplicação durante amontoa T testemunha (sem controle) CB ½ ½ l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 1 1 l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 2 2 l da formulação com fungos nematófagos / metro Q 1 carbofurano 50 G + cadusafós 100 G Q 2 * aldicarbe 150 G Aplicação durante operação de amontoa T testemunha (sem controle) CB ½ ½ l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 1 1 l da formulação com fungos nematófagos / metro CB 2 2 l da formulação com fungos nematófagos / metro Q 1 cadusafós 100 G Q 2 * aldicarbe 150 G 1 Produtos fitossanitários utilizados como padrão de controle foram aplicados na dose (26 kg / ha) recomenda pelo fabricante para a cultura. * Aplicação somente no plantio devido restrições relativas ao período de carência do produto.

Figura 1. Montagem do experimento. A) Demarcação da área e coleta de amostras de solo para a determinar a espécie e estimar a população; B) Planta espontânea coletada durante amostragem, confirmando que a área estava contaminada); C) Plantio e instalação do experimento; D) Fechamento dos sulcos de plantio. A dose correspondente a cada método de controle foi aplicada no sulco de plantio após a semeadura (Figura 2). Em seguida, os sulcos foram fechados para evitar a incidência direta dos raios solares sobre os produtos aplicados. Durante a amontoa, as doses foram distribuídas na base das plantas e, em seguida, realizou-se o ajuntamento de terra que recobriu completamente a área tratada, conforme pode ser visto na Figura 3. Avaliações da população de fitonematóides no solo, nas raízes e tubérculos foram realizadas no plantio, aos 30, 60 e 90 dias após o plantio. Coletaram-se, aleatoriamente no interior da linha, três amostras (compostas por três subamostras cada). Essas amostras foram acondicionadas em sacos plásticos, etiquetadas e transportadas para o Laboratório, onde foram processadas. Na colheita avaliou-se o número de hastes / planta, a produção e a produtividade (produção / haste) de tubérculos e de tubérculos com galhas, utilizados para comparação da eficácia dos tratamentos.

Figura 2. Aplicação dos tratamentos no plantio. A e B) aldicarbe e carbofurano, respectivamente, aplicados manualmente no sulco de plantio, simulando aplicação mecânica; C) formulação com fungos nematófagos (setas) aplicada manualmente no sulco de plantio. Figura 3. Aplicação dos tratamentos na amontoa. A e B) produtos químicos (seta) aplicados manualmente em uma cova, ao lado da linha de plantio, simulando a aplicação mecânica; C e D) formulação com fungos nematófagos (setas) aplicada manualmente, ao lado da linha de plantio, após amontoa.

Resultados Não houve diferença estatística entre as épocas de aplicação (P > 0,05) dos métodos de controle avaliados neste ensaio. De acordo com esses resultados, o produtor pode optar entre aplicar a formulação de fungos para o controle biológico de Meloidogyne spp. tanto no plantio quanto durante a amontoa. Isto também minimizará os custos com a produção em larga escala da formulação em laboratório, que envolve etapas complexas de repicagem e crescimento em meio de cultura dos fungos isolados, preparo e esterilização do substrato, inoculação dos isolados e acondicionamento para o desenvolvimento do fungo no substrato (Martinelli, 2008). A possibilidade de escalonamento da aplicação em duas épocas para os produtores com grandes áreas aumenta ainda a segurança na eficácia da formulação, já que ela requer cuidados. Por ser composta por organismos vivos, atualmente a formulação ainda tem a vida de prateleira limitada, devendo ser aplicada imediatamente após o desenvolvimento dos isolados no substrato. Também não houve interação entre as épocas de aplicação e os métodos de controle (P > 0,05). Este é um resultado importante se considerarmos a utilização de produtos fitossanitários que apresentam período de carência superior àquele compreendido entre a operação de amontoa e a de colheita e que são reaplicados durante a operação de amontoamento na cultura, com expectativas de garantia extra na eficácia. A cultura apresentou 45% de tubérculos com galhas quando conduzida sem aplicação de medida para o controle de fitonematóides (Tabela 2). O método de controle correspondente ao uso de ½ l / m da formulação com fungos nematófagos foi o mais eficiente (P < 0,05) na redução da porcentagem de tubérculos com galha. Reduzindo em média 27% a quantidade de tubérculos com galha, em relação à encontrada na área usada como testemunha. Entretanto, não diferiu da aplicação de 2 l / m e de aldicarbe, que apresentaram redução média de 24 e 16% da porcentagem de tubérculos com galha, respectivamente. Martinelli (2008) encontrou resultados semelhantes em aplicação de formulação de fungos nematófagos para controle de Pratylenchus jaehni Inserra, Duncan, Troccoli, Dunn, Santos, Kaplan & Vovlas e Tylenchulus semipenetrans Cobb em pomares de laranja, onde as menores doses da formulação foram mais eficientes do que as maiores doses. Esse mesmo autor discute que pode ter ocorrido competição entre os agentes devido ao excesso de inóculo, com inibição da atividade predatória dos mesmos.

Tabela 2 Produção de tubérculos com galha (g), porcentagem de dano e ganho de produção, em relação à testemunha sem controle, de batata var. Cupido em área naturalmente infestada por Meloidogyne incognita e M. javanica. FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009. Métodos de Tubérculos com galhas Ganho de produção (%) % dano controle (dez plantas / parcela) (redução da perda) T 1.881,88 * a ** 45,06 * a ** Zero Q 2 701,11 b 25,94 bc 16,84 * ab *** CB 2 466,40 bc 18,56 bc 24,19 ab CB 1 843,52 b 34,87 ab 7,22 b CB ½ 272,76 c 17,19 c 27,04 a Q 1 450,70 bc 33,52 ab 5,91 b P > F 0,00001 0,00025 0,06 C.V. % 7,73 3,64 6,8 *Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log 10 (x + 50). **Médias seguidas por letras distintas, na linha, diferem entre si pelo teste de Duncan (P < 0,01) e *** (P < 0,05). Entretanto, Soares (2006) aplicando uma formulação contendo cinco fungos nematófagos para o controle de Meloidogyne spp. nas culturas de alface (Lactuca sativa L.), pimentão (Capsicum annum L.) e quiabo (Abelmoschus esculentus L. Moench), concluiu que as maiores doses foram capazes de reduzir até 90% da população dos nematóides, incrementando a produção em cerca de 200 %, em relação a testemunha não tratada. Quando observamos somente a produção de tubérculos com galhas, e que não servem para a comercialização, vemos que ela foi significativamente maior (P < 0,01) quando a cultura foi conduzida sem aplicação de medidas de controle. Essa produção foi reduzida com a aplicação, tanto dos produtos fitossanitários quanto das diferentes doses da formulação de fungos usados no controle biológico. Charchar et al. (2003), avaliaram produtos granulados sistêmicos (aldicarbe, carbofurano, fenamifós e thimet) e de contato (etoprofós) em área com infestação mista de M. incognita e M. javanica. Segundo eles, mesmo a melhor combinação entre

cultivar x produto químico ainda apresentou infecção em 8,3% dos tubérculos. Ainda segundo eles, essa infecção podia chegar a 22,3% na época seca. Já na época chuvosa, a infecção foi de 8,6% na melhor combinação, sendo observadas perdas de 37 até 71,5%. Machado (2000) avaliando a aplicação de aldicarbe, carbofurano, cadusafós e a mistura de carbofurano e cadusafós no controle de M. incognita em batata concluiu que, apesar da redução das perdas, todos esses princípios ativos foram pouco eficazes na redução significativa da população do fitonematóide. A média do número de hastes / planta observada nesse ensaio (três hastes) está acima da esperada para a cultura na densidade de plantio utilizada (60.000 plantas / ha), que é de 2,5 hastes / planta (NIVAP, 2009). Apesar disso, estatisticamente, o método de controle utilizando 1 l / m da formulação com fungos apresentou o menor número de hastes (P < 0,01), não diferindo daqueles sem tratamento e com 2 l / m da formulação (Tabela 3). Contudo, durante a condução do experimento a linha central desse tratamento sofreu compactação e posterior acumulo de água de irrigação na superfície, devido ao trânsito do trator durante a aplicação dos demais tratos culturais, como pode ser visto na Figura 4. Figura 4. Vista geral do experimento após dessecação. A) parcelas normais antes da colheita; B) água não infiltrada em entrelinhas compactadas devido ao tráfego de máquinas; C) deslocamento do trator na cultura durante aplicação de tratamento fitossanitário e problema já aparente. A produção (g) foi estatisticamente (P < 0,01) inferior nos tratamentos utilizando ½ l / m da formulação e o uso combinado de carbofurano + cadusafós. Como o número de hastes não teve uma variação expressiva que pudesse ser atribuída aos

diferentes métodos de controle avaliados nesse ensaio, a produtividade (produção / haste) apresentou resultados semelhantes ao da produção. A população de Meloidogyne spp. presente na área no momento da implantação da cultura aumentou significativamente (P < 0,05) a partir do 30 o dia, até o 90 o dia (Figura 5). O acréscimo na população na área em função do plantio da cultura da batata se ajustou (P < 0,00001) ao modelo Y = 27,0-5,294 x + 0, 131 x 2 + 0,00076 x 3, apresentando coeficiente de determinação superior a 0,99. Portanto, 99,99% da variação total na população de Meloidogyne spp. na área foi devida a implantação da cultura. Como pode ser visto na Tabela 4, as médias estimadas para a população de fitonematóides em todos os diferentes métodos de controle avaliados começam a apresentar aumento significativo a partir dos 30 dias de instalação da cultura. Tabela 3 Produção de batata var. Cupido (g), número de hastes / planta e produtividade (produção / haste) em área naturalmente infestada por Meloidogyne incognita e M. javanica, em resposta ao controle biológico. FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009. Métodos de controle Produção (dez plantas / parcela) Número de hastes / planta Produtividade (produção / haste) T 4.211,0 * a ** 3,00 * ab ** 1.415,05 * a ** Q 2 2.896,3 a 3,32 a 885,11 a CB 2 2.771,0 a 2,93 ab 946,85 a CB 1 1 2.683,1 a 2,62 b 1.037,57 a CB ½ 1.650,4 b 3,48 a 482,94 b Q 1 1.480,7 b 3,52 a 428,00 b P > F 0,00002 0,001 0,00001 C.V. % 4,7 0,2 5,0 1 Compactação e água de irrigação não infiltrada, devido a trânsito de máquina. *Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log 10 (x + 50). **Médias seguidas por letras distintas, na linha, diferem entre si pelo teste de Duncan (P < 0,01).

População média de Meloidogyne spp. Tabela 4 População de Meloidogyne spp. em área infestada naturalmente, sob cultivo com batata var. Cupido, amostrada a cada 30 dias, até o 90 o dia, em resposta aos diferentes métodos de controle avaliados. FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009. Métodos de controle Período entre amostragens (dia) 0 (plantio) 30 60 90 Q1 27,0 1 A * 6,2 A 653,3 AB 4100,0 A Q2 27,0 A 14,7 A 40,0 B 60,0 C CB ½ 27,0 A 11,1 A 511,1 AB 1153,3 AB CB 1 27,0 A 4,9 A 682,2 A 1093,3 AB CB 2 27,0 A 4,4 A 175,6 AB 533,3 BC T 27,0 A 0,0 A 100,0 B 60,0 C Média 27,0 6,9 360,4 1166,7 * médias seguidas por letras distintas, na coluna, diferem entre si pelo teste de Duncan (P < 0,01). 1 Dados originais. Para análise estatística os dados foram transformados em log 10 (x + 1). População Polinômio de ordem 3 Y = 27,0-5,294 x + 0, 131 x 2 + 0,00076 x 3 R 2 = 0,999 Dias após o plantio Figura 1 Incremento na população de Meloidogyne spp., em área infestada naturalmente, em função do cultivo com batata var. Cupido (Y = 27,0-5,294 x + 0, 131 x 2 + 0,00076 x 3 ; R 2 = 0,999; P < 0,01). FCAV - UNESP, Jaboticabal (SP). 2009.

O uso de agentes para o controle biológico dos fitonematóides é somente uma das etapas do manejo integrado das doenças na cultura da batata. Porém, os resultados são animadores uma vez que, a formulação com fungos nematófagos se mostrou tão eficaz quanto o melhor produto fitossanitário (que atualmente só é comercializado para a cultura no Estado da Bahia). Ainda, esses resultados estão de acordo com trabalhos prévios sobre o uso do controle químico (Machado, 2000; Charchar et al., 2003). Então, do ponto de vista da saúde, segurança ambiental e de sustentabilidade da atividade, as perdas advindas do uso do controle biológico são aceitáveis. Agradecimentos Os autores agradecem à ABBA, ao Grupo Rocheto, pela cessão da área onde foi implantado o experimento, pelos insumos e mão-de-obra, e, ao Eng. Agr. Marcelo Kurane, que conduziu a lavoura. Muito obrigado. Literatura Consultada AGROFIT. 2009. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Agrofit: sistema disponível em <http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/!ap_produto_form_lis ta_cons/>. Acesso: 28 ago 2009. ATKINS, S. D., L. HIDALGO-DIAZ, H. KALISZ, T.H. MAUCHLINE, P.R. HIRSCH & B.R. KERRY. 2003. Development of a new management strategy for the control of root-knot nematode (Meloidogyne spp.) in organic vegetable production. Pest Management Science, 59: 183-189. CARNEIRO, R.M.D.G. 1992. Princípios e tendências do controle biológico de nematóides com fungos nematófagos. Pesq. Agropec. Bras. Brasília, 27: 113-121. CORBANI, R.Z. 2002. Potencial do controle biológico de Tylenchulus semipenetrans com fungos nematófagos. 2002. 44 f. Dissertação de Mestrado (Mestrado em Agronomia, área de concentração em Entomologia Agrícola) Departamento de Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal.

CHARCHAR, J.M., J. PACCINI NETO & F.A.S. ARAGÃO. 2003. Controle Químico de Meloidogyne spp. em Batata. Nematologia Brasileira, 27 (1): 35-40. CHARCHAR, J.M., J.V. VIEIRA, V.R. OLIVEIRA & A.W. MOITA. 2007. Efeito de nematicidas fumigantes e não fumigantes no controle de Meloidogyne spp. em batata e cenoura. Nematologia Brasileira, 31 (2): 59-66. ESBENSHADE, P.R. & A.C. TRIANTAPHYLLOU. 1985. Use of enzyme phenotypes for identification of Meloidogyne species. Journal of Nematology, 17: 6-10. HIRSCHMANN, H.H. 1985. The genus Meloidogyne and morphological characters differentiating its species. In: SASSER, J.N. & CC. CARTER. An advanced treatise on Meloidogyne. Volume l. Biology and control. Raleigh, North Carolina State University Graphics, p.79-93. HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER. 1973. A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant Disease Reporter, 57: 1.025-1.028. JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter, 48: 692. JATALA, P. 1986. Biological control of plant-parasitic nematodes. Annual Review of Phytopathology, New York, 24: 453-489. JATALA, P., M. KAELTENBACH & D.A.J. BOCANGEL. 1980. Field application of Paecilomyces lilacinus for controling Meloidogyne incognita on potatoes. Journal of Nematology, 12: 226-227. Abstract. MACHADO, F.L. 2000. Eficácia de nematicidas no controle de Meloidogyne incognita na cultura da batata. 2000. 61 f. Monografia (Graduação em Agronomia) Instituto de Ciências agrárias, ICIAG/UFU, Uberlândia.

MANKAU, R. 1980. Biocontrol: fungi as nematode control agents. Journal of Nematology, Laurence, 12 (4): 244-252. MARTINELLI, P.R.P. 2008. Estudo do controle biológico dos nematóides dos citros no estado de São Paulo. 2008. 131 f. Dissertação de Mestrado (Mestrado em Agronomia, área de concentração em Produção Vegetal) Departamento de Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal. NIVAP. 2009. Densidade de plantação. Disponível em: <http://www.nivaa.nl/pt/a_bata ta/agronomia/planta%e7%e3o/densidade_de_planta%e7%e3o>. Acesso: 28 ago 2009. SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A world perspective on nematology: the role of the society. In: VEECH, J.A. & D.W. DICKSON. Vistas on Nematology: a commemoration of the twenty-fifth anniversary of the society of nematologist. DeLeon Springs, Society of Nematologist, p. 158-165. SIDDIQI, Z. A. & I. MAHMOOD. 1995. Some observations on the management of the wilt disease complexo f pigeonpea by treatment with vesicular arbuscular fungus and biocontrol agents for nematodes. Bioresource Technology. College Station, 54: 1.204-1.206. SILVA, A.R. 2009. Fitonematóides na cultura da batata: reação de genótipos a Meloidogyne spp., distribuição de espécies e caracterização dos sintomas. 2009. 96 f. Tese de Doutorado (Doutorado em Agronomia, área de concentração em Produção Vegetal) Departamento de Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal. SILVA, A.R. & J.M. SANTOS. 2007. Nematóides na cultura da batata no Brasil. ABBA, Itapetininga SP, 55 p. TAYLOR, D.P & C. NETSCHER. 1974. An improved technique for preparing perineal patterns of Meloidogyne spp. Nematropica, 20: 268.

SOARES. P.L.M. 2006. Estudos do controle biológico de fitonematóides com fungos nematófagos. 2006. 217f. (Tese de Doutorado). (Doutorado em Agronomia, área de concentração em Entomologia Agrícola) Departamento de Fitossanidade, UNESP/FCAV, Jaboticabal. SOUTHEY, J.F. 1970. Laboratory methods for work with plant and soil nematodes, 5 ed. London, Ministry of Agriculture Fisheries and Food. 148 p. (Bulletin, 2).