ANESTESIA E ANALGESIA DE ANIMAIS UTILIZADOS EM PROTOCOLOS EXPERIMENTAIS

ANESTESIA E ANALGESIA DE ANIMAIS UTILIZADOS EM PROTOCOLOS EXPERIMENTAIS Denise Isoldi Seabra, Eduardo Pompeu, Maria Luiza Guzzo Valenti O presente documento foi elaborado com a intenção de fornecer informações básicas a respeito de anestesia e analgesia nas principais espécies animais utilizadas em protocolos experimentais, considerando as drogas mais utilizadas para cada uma delas e de mais fácil aquisição. São também mencionadas algumas informações consideradas relevantes na escolha do protocolo anestésico, o qual deve ser estabelecido levando-se em conta o tipo de estudo a ser desenvolvido e seu objetivo, bem como o modelo experimental utilizado. Os dados apresentados representam uma compilação dos principais guidelines recentemente publicados e livros de referência. INTRODUÇÃO Todas as pessoas envolvidas em pesquisas que utilizam animais são responsáveis pelos mesmos, devendo mantê-los em condições adequadas, a fim de garantir seu bem-estar e um tratamento ético e humanitário. Para tanto, um dos fatores de fundamental importância é o suprimento adequado de equipamentos, analgésicos e anestésicos durante todo o protocolo experimental, visando minimizar processos potencialmente dolorosos ou estressantes. Neste sentido, o pesquisador deverá avaliar desde o uso de uma anestesia geral, até o uso de analgésicos antes e/ou após o procedimento. Deve-se levar em conta, ainda, os benefícios de um treinamento prático, garantindo a manipulação segura dos animais a medida que reduz a ocorrência de traumas, bem como minimiza o estresse e o medo a que os animais poderão ser submetidos e que podem acarretar em um aumento de intensidade do processo doloroso. Para a condução de estudos com potencial de causar mais do que uma dor leve ou momentânea, ou mesmo estresse aos animais, devem ser descritas as providências que serão adotados no sentido de aliviar tais processos. Nos casos em que não será possível a utilização de fármacos o pesquisador deverá apresentar uma justificativa com base científica a respeito de como afetariam os protocolos experimentais e a interpretação de dados, deixando de usá-los somente pelo período de tempo estritamente necessário. Deve-se levar em conta que a de anestésicos e/ou analgésicos, quando mal executada, pode produzir efeitos adversos importantes sobre a qualidade dos resultados obtidos. CUIDADOS BÁSICOS PRÉ E PÓS-ANESTESIA É importante observar o animal antes do procedimento anestésico a fim de coletar informações sobre seu estado de saúde. Alguns dos parâmetros a serem verificados são o estado de hidratação, aspecto geral de pelagem, postura e consistência das fezes. Particularmente com relação ao peso, deve ser conhecido e comparado com a média esperada para a espécie, linhagem e idade. Também é um parâmetro fundamental para o cálculo correto do anestésico a fim de evitar uma overdose e óbito do animal. 1

O jejum não é recomendado para pequenos roedores devido seu alto metabolismo associado à baixa reserva de glicogênio que pode predispor a hipoglicemia. Ainda, essas espécies não apresentam risco de regurgitação e vômito. O jejum pode ser interessante, desde que por um período curto de tempo (entre 02-04 horas) a medida que aumenta a velocidade de absorção do fármaco permitindo, por vezes, reduzir sua dose. A manutenção da temperatura é outro fator crítico uma vez que pequenos roedores são muito suscetíveis a perda de calor. Neste sentido pode ser utilizado colchão térmico ou lâmpada infravermelha, com o cuidado de não provocar queimaduras no animal. Até que ocorra a recuperação anestésica total do animal ele deve ser mantido em observação, com monitoramento constante, em uma caixa/gaiola limpa e isolado de outros para evitar que se machuquem ou até mesmo sejam asfixiados. Abaixo encontram-se descritos os valores fisiológicos de algumas das espécies utilizadas. O peso mencionado refere-se a média de um animal adulto, sendo os machos normalmente mais pesados que as fêmeas. Valores fisiológicos de camundongo, rato e coelho Camundongo Rato Coelho Hamster Peso corpóreo (g) 25-40 300-500 2.000-6.000 60-100 Temperatura corporal ( C) 37.5 38 38 36.2-38.8 Frequência respiratória (movimentos/min) Frequência cardíaca (batimentos/min) 80-200 70-115 40-60 30-127 350-600 250-350 135-325 250-500 VIAS DE ADMINISTRAÇÃO A de fármacos pode ser realizada por uma das seguintes vias:via oral (VO), intraperitoneal (), subcutânea (), intramuscular (IM), intravenosa (IV) e inalatória (IN). A via oral pode ser utilizada para a de analgésicos aos animais. A substância pode ser colocada na água de beber ou ser fornecida ao animal por gavagem com sonda de tamanho apropriado a espécie. A por gavagem oferece precisão na quantidade de analgésico ingerido, porém, envolve manipulação do animal e pode ser considerada uma fonte de estresse adicional. A intraperitoneal é muito utilizada para pequenos roedores por ser de fácil acesso e acomodar grandes volumes, e deve ser realizada no quadrante inferior direito do abdômen. Alguns dos erros mais comuns relacionados a esta via são a punção intravisceral, subcutânea ou no tecido adiposo. Não é indicada para coelhos. As injeções intramusculares são realizadas no quadríceps ou músculos posteriores da coxa e devem ser evitadas em ratos e camundongos devido à massa muscular reduzida. A veia lateral da cauda é a mais utilizada para a realização de infusão de fluidos e para as injeções intravenosas em ratos e camundongos. Nos coelhos a de fluídos pode ser realizada pela veia cefálica ou marginal da orelha. 2

Administrações injetáveis devem ser realizadas sempre com a agulha posicionada com o seu bisel voltado para cima. Qualquer que seja a via escolhida, o animal deve estar apropriadamente contido para evitar traumas a ele e ao operador. A tabela que segue refere-se aos volumes máximos permitidos a serem administrados aos animais na dependência da via de eleição. São descritos, ainda, o local de e o calibre apropriado de agulhas. Camundongo Volumes e vias de Volume (ml) Via de Local de Calibre da agulha 0,25 1,0 VO ---- 1,25 mm de diâmetro 2,0-3,0 Inter-escapular <20G 2,0-3,0 Quadrante abdominal inferior direito <21G 0,05 IM Quadríceps <23G 0,2 IV Veia lateral da cauda <25G Rato Volume (ml) Via de Local de Calibre da agulha 3,0 15,0 VO ---- 2,25mm de diâmetro 5,0 10,0 Inter-escapular <20G 5,0 10,0 Quadrante abdominal inferior direito <21G 0,3 IM Quadríceps <21G 0,5 IV Veia lateral da cauda <23G Hamster Volume (ml) Via de Local de Calibre da agulha 0,5 1,0 VO ---- 1,25 mm de diâmetro 3,0 4,0 Inter-escapular <20G 3,0 4,0 Quadrante abdominal inferior direito <21G 0,1 IM Quadríceps <21G 0,3 IV Veia femoral ou jugular <25G Coelho Volume (ml) Via de Local de Calibre da agulha 3,0 15,0 VO ---- <20G 5,0 10,0 Inter-escapular <21G 0,3 IM Quadríceps <21G 0,5 IV Veia Marginal da orelha <23G 3

INDUÇÃO ANESTÉSICA A utilização de medicação pré-anestésica pode ser realizada uma vez que acalma o animal antes do procedimento e torna sua recuperação anestésica mais tranquila. Ainda, seu uso pode reduzir a dose anestésica necessária. Entretanto, deve-se levar em conta os potenciais benefícios e seus efeitos adversos uma vez que sua pode ser considerada um fator de estresse adicional devido a necessidade de manipulação do animal. As vias mais indicadas são a inalatória e a intravenosa o que muitas vezes dificulta o procedimento já que é necessário pessoal treinado (intravenosa) e equipamento específico (inalatória). A via subcutânea não é recomendada pois o tempo de indução anestésica se prolonga consideravelmente. ANESTESIA A anestesia consiste em levar o animal a inconsciência sem perda de suas funções vitais e deve promover contenção química apropriada, relaxamento no tônus muscular e analgesia suficiente para impedir que o animal sinta dor durante o procedimento cirúrgico. Os anestésicos mais recomendados são os inalatórios por serem seguros e rapidamente reversíveis, entretanto, sua utilização depende de equipamentos específicos e algumas vezes de intubação endotraqueal o que as vezes os torna inviáveis. Fármacos anestésicos - Camundongos Fármaco Dose (mg/kg) Via de Isoflurano 0.08 1.5% Inalatória Quetamina/Diazepam 50-75 / 1-10 Quetamina / Midazolam 50-75 / 1-10 Quetamina / Xilazina 90-150 / 7.5-16 Quetamina /Xilazina / Acepromazina 100 / 2.5 / 2.5 IM Pentobarbital sódico 30 90 Tribromoetanol (TBE) 125 300 Fármacos anestésicos - Ratos Fármaco Dose (mg/kg) Via de Isoflurano 0.25 2.5% Inalatória Isoflurano/Morfina 2% / 5 Inalatória, Quetamina/Diazepam 40 / 5 Quetamina / Midazolam 60 / 0.4 Quetamina / Xilazina 40 80 / 5-10 Quetamina /Xilazina / Acepromazina 40 / 8.0 / 4.0 IM Pentobarbital sódico 30-60 Tribromoetanol / Medomidina 150 / 0.5 4

Fármacos anestésicos - Coelhos Fármaco Dose (mg/kg) Via de Diazepam 5.0 10.0 IM Acepromazina 0.75 1.0 IM medetomidina 0.25 IM Tiopental 15 30 IV Pentobarbital 20-60 IV Quetamina / Pentobarbital 10 / 30 IM / IV Quetamina / Xilazina 50 10 IM Quetamina /Xilazina / Acepromazina 40 / 5 / 0.75 1.0 IM / IM / Quetamina /Xilazina / Atropina 40 / 5 / 0.04 IM Quetamina / Diazepam (*) 60 80 / 5-10 IM Quetamina /Acepromazina (#) 75 / 5 IM (*) Diazepam administrado 30 minutos antes(#) Acepromazina administrada 30 minutos antes Fármacos anestésicos Hamsters Fármaco Dose (mg/kg) Via de Quetamina/Diazepam 70 / 2 Quetamina / Diazepam 70 / 2 Quetamina / Xilazina 200 / 10 Quetamina / Acepromazina 150 / 5 IM Pentobarbital 50-90 Tiletaminal /Zolacepam/Xilazina 30 / 10 ANALGESIA Fármacos analgésicos aliviam a dor sem perda da consciência, reduzindo também o desconforto e o estresse a que os animais estão submetidos. Apesar de a analgesia ser definida como a ausência completa de um processo doloroso, na prática, varia entre sua eliminação total (caso de procedimentos cirúrgicos) até seu tratamento a níveis em que permaneça presente sem comprometer a qualidade de vida do animal. A completa eliminação do processo doloroso em animais conscientes não é desejável uma vez que a dor representa um fator de proteção, impedindo que o animal venha a sofrer maiores traumas por movimentação excessiva ou automutilação. 5

Recomenda-se, portanto, buscar atingir um equilíbrio em que o animal seja mantido com o mínimo de dor possível sem comprometer sua segurança e mantendo sua qualidade de vida. A utilização de analgésicos antes e após o procedimento experimental é recomendável sempre que não interfira com o resultado das pesquisas. A escolha do protocolo deve ser adaptada ao modelo animal e as condições de cada centro. As drogas mais comumente utilizadas são os opióides e os anti-inflamatórios não esteroidais (AINEs) que garantem boa analgesia visceral e somática (pele e músculos). A fim de aliviar a dor cirúrgica é recomendável que seja administrado um analgésico injetável antes da recuperação anestésica e durante um período de pelo menos 12 24hs após a recuperação da consciência. Fármacos analgésicos Camundongos e Hamsters Fármaco Dose (mg/kg) Via de Intervalo de Acetaminofen (Tylenol ) 110-305, VO Aspirina 20 100-120 Buprenorfina 2 0.002 0.055 0.04 0.13 IV 04 hs Butorfanol 5 04hs Carprofen (Rimadyl ) 5 15 24hs Diclofenaco (Voltarem ) 9.0 28 Flunixinmeglumine (Banamine ) 4.0 11 2.5 IV Ibuprofen (Advil ) 40-80 VO 24 hs Ketoprofen (Ketofen ) 5 24 hs Morfina 10 04hs Tramadol 20 40 6

Fármacos analgésicos Ratos Fármaco Dose (mg/kg) Via de Intervalo de Acetaminofen (Tylenol ) 110-305, VO Aspirina 100 20 100-120 Buprenorfina 0.05 0.5 0.4 0.002 0.055 0.04 0.13 VO VO IV Butorfanol 02 4hs Carprofen(Rimadyl ) 5 15 24hs Diclofenaco (Voltarem ) 50 600,, IV Dipirona 50 600,, IV 08 hs Flunixinmeglumine (Banamine ) 2.5 Ibuprofen (Advil ) 15 VO 24 hs Ketoprofen (Ketofen ) 5 15 10 20 24 hs 24 hs Morfina 2.0 10 04 hs Fármacos analgésicos - Coelhos Fármaco Dose (mg/kg) Via de Intervalo de Buprenorfina 0,01-0,05, IV Butorfanol 0,1-0,5 IV 4hs Carprofen (Rimadyl ) 5,0 24hs Flunixinmeglumine (Banamine ) 1,1 IM Morfina 2,5 04 hs Meloxican 0,3-0,6 24 hs Piroxican 0,2 VO 08 hs Meperidina 5,0-10,0 04 hs Tramadol 5,0, IM 04 hs 7

REFERÊNCIAS Gaertner, DJ, TM Hallman, FC Hankenson, MA Batchelder. 2008. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2th Edition, Academic Press, CA. Diehl Karl-Heinz et al. A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes. J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001). National Institute of Health, Office of Animal Care and Use: Guidelines on Use of Analgesic Drugs http://oacu.od.nih.gov/arac/painresprecall_table2.htm Huerkamp, Michael J., The Use of Analgesic in Rodents and Rabbits Emory University, website, updated2/16/2000. http://www.emory.edu/wh/med/dar/analgesic_drugs.htm Flecknell P.A. 1996. Anaesthesia and analgesia for rodents and rabbits. In: Handbook of Rodent and Rabbit Medicine, Laber-Laird K, Swindle MM and Flecknell PA. Pergammon Press, Butterworth- Heineman, Newton, MA, pp. 219-37. 8