DESINFESTAÇÃO E ESTABELECIMENTO IN VITRO DE SEMENTES DE IPÊ AMARELO 1 RAUBER, Marcelo A. 2 ; MAMBRIN, Ritieli 3 ; ROSA, Daniele P. 3 ; ERPEN, Lígia 3 ; HEBERLE, Michele 4 ; KIELSE, P. 5 ; LENCINA, Kelen H. 6 ; BISOGNIN, D. A. 7 1 Trabalho de Pesquisa _UFSM 2 Curso de Engenharia Florestal da Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), Santa Maria, RS, Brasil 3 Curso de Mestrado em Agronomia da UFSM, Santa Maria, RS, Brasil 4 Curso de Doutorado em Eng. Florestal da UFSM, Santa Maria, RS, Brasil 5 Curso de Pós-Doutorado em Fitotecnia da UFSM, Santa Maria, RS, Brasil 6 Curso de Mestrado em Eng. Florestal da UFSM, Santa Maria, RS, Brasil 7 Eng. Agrônomo, PhD., professor da UFSM, Santa Maria, RS, Brasil E-mail: marcelorauber10@gmail.com RESUMO O ipê amarelo, Handroanthus chrysotrichus (Mart. Ex DC.) Standl., árvore nativa, ocorre desde o Estado do Espírito Santo, até Santa Catarina na Floresta Pluvial Atlântica. A produção de mudas é dificultada pela curta longevidade das sementes após a dispersão, bem como pela dificuldade de coleta, já que são aladas e rapidamente dispersas pelo vento. O presente trabalho objetivou estabelecer um protocolo de desinfestação e germinação in vitro de sementes de ipê amarelo. O estudo constituiu-se da pré-desinfestação das sementes com etanol 70% por 30 seg., seguido dos tratamentos com imersão ou não em hipoclorito de sódio (NaOCl) a 2,5 ou 5,0 %, por 5, 10 ou 15 min. A cada três dias, foram avaliadas as porcentagens de germinação e contaminação por fungos e/ou bactérias. Para a desinfestação e estabelecimento in vitro de sementes da arbórea, o melhor tratamento foi a imersão em NaOCl a 2,5% por 10 min. Palavras-chave: Handroanthus chrysotrichus; hipoclorito de sódio; germinação; cultura de tecidos. 1. INTRODUÇÃO O ipê amarelo Handroanthus chrysotrichus (Mart. Ex DC.) Standl., é uma espécie florestal que ocorre desde o Estado do Espírito Santo até Santa Catarina na Floresta Pluvial Atlântica. Sua madeira é moderadamente pesada, resistente e de grande durabilidade, mesmo em condições adversas, por isso, tem sido empregada em obras externas e internas na construção civil. A árvore também tem função ornamental, sendo utilizada para arborização em praças e ruas, devido ao seu pequeno porte. O florescimento ocorre durante 1
os meses de agosto a setembro e os frutos amadurecem a partir do final de setembro a meados de outubro (LORENZI, 1992). Os ipês apresentam baixa longevidade das sementes, restringindo sua utilização em reflorestamentos, já que esta característica dificulta a produção de mudas. O teor de água e a temperatura do ambiente de armazenamento são fatores determinantes na conservação. Sementes da espécie com 81% de germinação inicial e 91% de teor de água, acondicionadas em embalagem permeável, apresentaram reduções progressivas da qualidade fisiológica, até a perda total da capacidade germinativa aos 240 dias (KANO et al.,1978). Para solucionar as limitações da propagação de ipê-amarelo via seminal, a micropropagação tem sido intensamente empregada. Esta tecnologia detém as técnicas por meio das quais pequenos fragmentos de tecido vegetal vivo, denominados explantes, ou embriões de sementes, são cultivados em meio nutritivo e em condições assépticas (REZENDE, 2005). A utilização da micropropagação se justifica pela possibilidade de manipulação dos explantes em qualquer época do ano, e pelo emprego de materiais genéticos que, normalmente, apresentam elevada capacidade regenerativa (BAJAJ et al, 1998). Sendo assim, esse trabalho foi realizado com o objetivo de estabelecer um protocolo de desinfestação e germinação in vitro de sementes de ipê amarelo. 2. METODOLOGIA O experimento foi conduzido no Núcleo de Melhoramento e Propagação Vegetativa de Plantas (MPVP), pertencente ao Departamento de Fitotecnia, da Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), Santa Maria, RS. Foram utilizadas sementes de ipê amarelo adquiridas no Viveiro Florestal da UFSM, as quais foram pré-desinfestadas em solução de etanol na concentração de 70%, por 30 segundos. Após, procederam-se aos tratamentos de desinfestação, que consistiram na imersão das sementes em hipoclorito de sódio (NaOCl) nas concentrações de 2,5 ou 5,0%, por 5, 10 ou 15 minutos, além do tratamento controle, constituído apenas da pré-assepsia das sementes. Entre cada procedimento, as sementes foram lavadas três vezes em água destilada e autoclavada. As inoculações foram realizadas em frascos de 10 ml contendo 5 ml de meio de cultura simples, composto de água destilada, 30 g L -1 de sacarose e 7 g L -1 de agar. Os frascos foram fechados com filme de Poli Cloreto de Vinila (PVC) e mantidos por 30 dias em sala de cultivo. A temperatura ambiente da sala foi de 25 ± 2 ºC e fotoperíodo de 16 h, sob intensidade luminosa de 14,3 µe m -2 S -1 fornecida por lâmpadas fluorescentes. Nos primeiros sete dias as culturas permaneceram em fotoperíodo negativo. O delineamento experimental foi o inteiramente casualizado, em fatorial 2 x 4 (doses de NaOCl x tempo de imersão), com cinco repetições de seis sementes cada uma. O 2
programa para análise estatística utilizado foi o SISVAR (FERREIRA, 2000). Os dados de porcentagem foram transformados para arcoseno x/100 e as médias comparadas pelo teste Tukey, em nível de 5% de probabilidade de erro. As taxas de germinação foram obtidas em intervalos de três dias, até 30 dias após a inoculação, possibilitando o cálculo do tempo médio de germinação, expresso pela equação: TMG = (N1T1 + N2T2 +... + NnTn) / (N1 + N2 +... + Nn), sendo N o número de sementes germinadas e T o tempo em dias (HARRINGTON, 1972). O critério considerado para contabilizar a germinação foi a protusão da radícula das sementes. 3. RESULTADOS E DISCUSSÕES Para o lote utilizado no presente trabalho, as análises realizadas indicam que não houve diferença significativa entre as doses de hipoclorito de sódio utilizadas para a desinfestação das sementes de ipê amarelo. Desta forma, a opção pela utilização da dose de NaOCl a 2,5%, reduz os custos da desinfestação, com menor probabilidade de causar prejuízos à germinação da semente, se comparada à dose de 5% do agente desinfestante. Apesar de elevadas concentrações do produto ou tempos prolongados de exposição ao mesmo ser vantajosas na desinfestação das sementes de algumas espécies, muitas vezes esse tipo de tratamento pode causar efeito fitotóxico, prejudicando a germinação. Sementes de capiçova (Erechtites valerianaefolia DC.) tratadas com NaOCl tiveram potencial germinativo reduzido em 24%, além do retardo de aproximadamente 2,95 dias no tempo de germinação (ZAYAT & RANAL, 1997). Em louro-pardo (Cordia trichotoma Vell.), a partir dos tratamentos com 5% de NaOCl foi possível observar uma menor porcentagem de germinação das sementes à medida que se aumentou o tempo de exposição ao produto. Além disso, essa mesma dose de NaOCl, nos maiores tempos de imersão, provocou a necrose de algumas radículas (HEBERLE, 2010). Os tratamentos de diferentes tempos de imersão em hipoclorito de sódio diferiram estatisticamente. O tratamento com imersão por 10 minutos apresentou os melhores resultados para a desinfestação e germinação das sementes se comparado aos outros tempos de imersão (Figura 1A). A germinação foi de 13,33%, 26,67%, 41,67% e 23,33%, para os tratamentos zero (controle), 5, 10 e 15 minutos de imersão em NaOCl respectivamente. Na primeira avaliação da germinação, três dias após a inoculação da semente no meio, nenhuma semente havia germinado. Na segunda avaliação, seis dias após a inoculação, verificou-se a protusão da radícula e/ou emergência de plântulas em todos os tratamentos. A desinfestação das sementes foi de 40% e 78,33% para os tempos de imersão em NaOCl de zero (controle) e 5 minutos respectivamente, enquanto que, para os tratamentos 3
de 10 e 15 minutos, a desinfestação foi de 85%, demonstrando que a contaminação foi maior para os tratamentos com menores tempos de imersão em NaOCl. Verificou-se maior incidência de contaminação das sementes por fungos do que por bactérias. O tempo médio de germinação (TMG) foi maior para o tratamento de 10 minutos, com 8,5 dias. Para os tratamentos de 5 e 15 minutos de imersão em hipoclorito de sódio, o TMG foi de 5,6 dias, enquanto que o tratamento controle apresentou um TMG inferior, de 2,8 dias (Figura 1B), assinalando o efeito prejudicial do NaOCl, que aumentou o tempo médio da germinação das sementes. 100 A Desinfestação, Germinação (%) 80 60 40 20 Germinação Desinfestação y = -0,3833x 2 + 8,5833x + 41,25 R²=0,9777 y = -0.3167x 2 + 5.65x + 11.583 R² = 0.8518 0 10 B 8 6 TMG 4 2 TMG y = -0,057x 2 + 1,057x + 2,985R² = 0,9347 0 0 5 10 15 Tempo de desinfestação (min) Figura 1. Desinfestação e germinação (A); tempo médio de germinação (TMG) (B), em função do tempo de desinfestação. O estabelecimento in vitro de explantes ou sementes corresponde à primeira etapa de um sistema de micropropagação, possibilitando a obtenção de material asséptico que possa ser utilizado na multiplicação in vitro. A relevância do hipoclorito de sódio na assepsia 4
de sementes foi relatada para diversas espécies. Sementes de mogno (Swietenia macrophylla King), sem o tegumento, apresentaram 89% de contaminação quando não tratadas com NaOCl (COUTO et al., 2004). Já em sementes de canjarana (Cabralea canjerana (Vell.) Mart.) foi verificado 75% de estabelecimento quando utilizado esse agente desinfestante (ROCHA, 2005). Para o louro-pardo, a pré-desinfestação das ementes em álcool (70%) por 30 segundos, seguido da imersão das sementes em hipoclorito de sódio (2,5%), por 10 minutos, possibilitou efetiva desinfestação e germinação de sementes in vitro. 4. CONCLUSÃO Para o lote de sementes utilizado, o melhor tratamento para a desinfestação e germinação in vitro de sementes de ipê-amarelo é a imersão em hipoclorito de sódio a 2,5% por 10 min. REFERÊNCIAS BJAJ, I. P. S.; URMANOWA, M. OLSZOWSKA, E. O. Biotechnology of the micropropagatin of medicinal and aromatic plants. Biotechnology in Agriculture and Forestry, Berlin, v.4, n.1, p.60-103, 1998. COUTO, J. M. F. et al. Desinfestação e germinação in vitro de sementes de mogno (Swietenia macrophylla King). Árvore, Viçosa, v. 28, n. 5, p. 633-642, 2004. FERREIRA, D.F. 1992. SISVAR (Sistema para análise de variância para dados balanceados). Lavras, UFLA, 79p. HARRINGTON, J. F. Seed storage longevity. In: KOZLOSKI, T. T. Seed biology. New York: Academic, 1972. v. 3, p. 145-245. HEBERLE, M. Propagação in vitro e ex vitro de louro-pardo (Cordia trichotoma (Vell.) Arrabida ex Steudel). 2010. 76 f. Dissertação (Mestrado em Eng. Florestal)- Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2010. KANO, N. K.; MARQUES, F. C. M.;; KAGEYMA, P. Y. Armazenamento de sementes de ipêdourado (Tabebuia SP.). Revista: IPEF, v.1, n.17, p.12-33, 1978. LORENZI, H. Árvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas nativas do Brasil. Nova Odessa: Plantarum, 1992. 352p. REZENDE, J. C. Desenvolvimento de embriões e plântulas de Coffea arábica L. oriunda de embriogênese somática direta. 2005. 58 p. Dissertação (Mestrado em Agronomia/Fitotecnia)- Universidade Federal de Lavras, Lavras, 2005. ROCHA, S. C. Estabelecimento in vitro e micropropagação da canjarana (Cabralea canjerana). 2005. 80 f. Dissertação (Mestrado em Botânica) - Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2005. 5
ZAYAT, A.G.; RANAL, M.A. Germinação de sementes de capiçova. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 32, n. 11, 1997. 80 p. 6