ANALISE DE ICTIOPLÂNCTON AHE- JARI

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1 ANALISE DE ICTIOPLÂNCTON AHE- JARI RELATÓRIO /2013

2 LISTA DE FIGURAS Figura 1. Rede cônico-cilíndrica com fluxômetro acoplado a boca da rede para estimar o volume de água filtrada durante a coleta do ictioplâncton na área de influencia da UHE Jarí Figura 2. Coleta do ictioplâncton durante o Programa de Monitoramento de Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 3. Medição dos parâmetros físico-quimicos nos pontos amostrais durante o Programa de Monitoramento de Ictiofauna ao longo da área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 4. A =Triagem das amostras sob microscópio-estereoscópio; B = placa do tipo Bogorov utilizada para triagem de ovos e larvas de peixes; C = consulta a literatura especializada Figura 5. Separação do Ictioplâncton coletado durante a oitava campanha do monitoramento de ictioplâncton na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí, em placas de Petri realizadas no laboratório em Goiânia (GO) Figura 6. Principais características adotadas para a identificação dos ovos coletados durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí Figura 7. Classificação dos estágios de desenvolvimento de larvas de acordo com a presença/ausência do saco vitelínico e na flexão da notocorda das espécies de peixes coletadas durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna da UHE Santa Antônio do Jarí Figura 8. Ictioplâncton coletado durante o Programa do Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 9. A = Percentual do ictioplâncton em ovos, larvas e juvenis e B = Percentual dos estágios de desenvolvimento das larvas coletados durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí Figura 10. Distribuição espacial de ictioplâncton, A = Distribuição do ictioplâncton quanto à profundidade na qual foi coletado; B = Distribuição espacial (17 pontos 2

3 amostrais) e C = Densidade (org/m 3 ) por ponto amostral ao longo do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí Figura 11. Resultados da análise de ordenação de componente principal (ACP) do ictioplâncton aos pontos amostrais ao longo dos ciclos hidrológicos no Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 12. Distribuição temporal do ictioplâncton coletado durante o Programa de Monitoramentos de Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 13. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a enchente de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí Figura 14. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a cheia de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí

4 LISTA DE TABELAS Tabela 1. Classificação taxonômica do ictioplâncton coletado durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí Tabela 2. Resultados da análise de ordenação de componente principal (ACP) do ictioplâncton aos pontos amostrais ao longo dos ciclos hidrológicos no Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí Tabela 3. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a enchente de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí Tabela 4. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a cheia de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí

5 ÍNDICE 1. ANÁLISE DE ICTIOPLÂNCTON OBJETIVO MATERIAL E MÉTODOS CONSIDERAÇÕES FINAIS EQUIPE TÉCNICA

6 1. ANÁLISE DE ICTIOPLÂNCTON Estudos sobre distribuição e abundância do ictioplâncton são de extrema importância na determinação dos períodos e locais de desova, tornando-se fundamentais tanto para a taxonomia como para a ecologia das espécies, uma vez que as informações sobre a comunidade ictíica não podem ser consideradas adequadas sem um bom conhecimento da ecologia das fases iniciais do ciclo de vida das espécies. Nos últimos anos têm-se observado um interesse crescente nestes estudos, em decorrência principalmente de sua eficácia na identificação das áreas de reprodução e dos locais de crescimento (NAKATANI, 1994). Sabendo que os estudos do ictioplâncton fornecem evidências para determinar áreas de desova e desenvolvimento inicial, bem como para a tomada de decisões sobre medidas de manejo (NAKATANI et al., 2001), torna-se importante conhecer o papel deste rio para o ciclo de vida das espécies de peixes, contribuindo dessa forma, para determinar áreas de proteção ambiental e, consequentemente, para a preservação das espécies. Na bacia amazônica existem poucos estudos sobre ictioplâncton, sendo que esses estão concentrados, principalmente em ecossistemas de água branca, no sistema Solimões/Amazonas e na região de Manaus. Entre esses estudos destacam-se os de Araújo-Lima (1984 e 1994), Oliveira (1998 e 2000), Araújo-Lima & Oliveira (1998), Leite (2000 e 2004) e Leite et al. (2007). 2. OBJETIVO O principal objetivo do estudo do ictioplâncton na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí é determinar a distribuição espacial (pontos amostrais) e temporal (campanhas) do ictioplâncton identificando os períodos e locais de desova das assembleias de peixes, através dos dados da densidade de ovos e larvas, auxiliando assim no conhecimento da ecologia das fases iniciais do ciclo de vida das espécies. 6

7 3. MATERIAL E MÉTODOS Metodologia de Amostragem Estudos de distribuição e abundância destinados à identificação e delimitação das áreas de desova, requerem: 1) abrangência espacial de amostragem; 2) uma malha adequada para a captura dos menores ovos; 3) dados do volume de água filtrada ou um tempo de amostragem padronizado; 4) o georreferenciamento dos pontos amostrados e 5) caracterização fisiográfica da área com os parâmetros físicos e químicos da água. Essas informações são suficientes para indicar às áreas de desova e permitir a identificação das espécies mais relevantes (NAKATANI et al., 2001). Para o monitoramento da comunidade ictioplanctônica na área de influencia da UHE Jarí foram determinados 17 pontos de amostragem distribuídos ao longo da calha principal do rio Jarí e tributários (os mesmos pontos utilizados para o monitoramento de ictiofauna). Processo de Coleta A metodologia utilizada foi do tipo ativa com rede de plâncton de formato cônico cilíndrica. Consiste, essencialmente, de uma tela de náilon presa pela sua extremidade proximal, através de uma lona, a um aro metálico que se conecta por três cordas a um cabo. E com um copo coletor adaptado na extremidade final. Junto à boca da rede foi acoplado um fluxômetro da marca (General Oceanics) para estimar o volume de água filtrada durante os arrastos(figura 47). 7

8 Figura 1. Rede cônico-cilíndrica com fluxômetro acoplado a boca da rede para estimar o volume de água filtrada durante a coleta do ictioplâncton na área de influencia da UHE Jarí. Durante as campanhas de vazante de 2011 a seca de 2012 as coletas foram realizadas utilizando metodologia proposta por Nakatani et al. (2001). Ao anoitecer, os arrastos foram realizados na horizontal na região média da coluna d água, com duração de 20 minutos por ponto amostral em diferentes profundidades (superfície e fundo). A partir da enchente de 2013 as coletas foram realizadas também no período entre 18:00hs às 06:00hs (18hrs; 10 hrs; 02 hrs e as 06hrs) em diferentes profundidades (superfície e fundo), ou seja, contemplando 08 (oito) coletas com duração de 20 minutos e com intervalos de 4hs. Prevendo-se, para cada local, a realização de coletas para a análise de variação nictimeral, que contemplará um ciclo hidrológico completo até o final do referido programa. As amostras foram realizadas no período noturno visto que os últimos estudos em ambientes dulcícolas, vem se observando uma maior densidade de ovos e larvas durante o período noturno (BIALETZKI et al., 1999; SILVA, 2013). No entanto, alguns estudos relatam que não há diferença significativa nos resultados encontrados ao longo dos diferentes horários amostrados (noturno), como é o caso do estudo realizado por Silva (2013). A maior densidade do ictioplâncton no período noturno confirma a periodicidade diária de deriva dos 8

9 ovos e larvas (BAUMGARTNER, 2001). Como sugere VAZZOLER (1996), os peixes apresentam diversas táticas reprodutivas que variam em função de variações no ambiente, como a qualidade e as flutuações das condições abióticas, a disponibilidade de alimento e a predação, buscando, com isso, garantir o sucesso da reprodução e maximizar a sobrevivência da prole. As desovas ao entardecer são induzidas pela diminuição da intensidade luminosa e pelos maiores valores de temperatura da água registrados neste período (GRAAF et al., 1999). Além disso, a abundância de larvas no período noturno pode estar relacionada com à busca por alimento e fuga de predadores visuais (BAUMGARTNER et al., 1997; BAUMGARTNER, 2001; NAKATANI et al., 1997). Após este procedimento as amostras coletadas foram fixadas em formol a 4% e tamponadas com carbonato de cálcio (1g de CaCO 3 para ml de solução de formalina). As amostras fixadas e preservadas foram etiquetadas de acordo com o local, data, horário e tipo de aparelhos utilizados (Figura 48). Os dados referentes à campanha de vazante de 2013 não contemplam esse relatório, devido ao tempo exigido para as análises, sendo que o mesmo será apresentado no próximo relatório. 9

10 Figura 2. Coleta do ictioplâncton durante o Programa de Monitoramento de Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí. Em todos os pontos foram feitas medições de temperatura, ph e concentração de oxigênio dissolvido na superfície (Figura 49). 10

11 Figura 3. Medição dos parâmetros físico-quimicos nos pontos amostrais durante o Programa de Monitoramento de Ictiofauna ao longo da área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí. Análises dos Dados As amostras foram fixadas em formol a 4% e tamponadas com carbonato de cálcio (1g de CaCO 3 para ml de solução de formalina), e submetidas ao processo de triagem, identificação quando possível e contagem no laboratório em Goiânia GO. Triagem e Contagem No laboratório em Goiânia, os ovos e as larvas foram analisados e separados do restante do plâncton, sob microscópio estereoscópio SZ-SZT em aumento de 10 vezes, sobre placa de acrílico do tipo Bogorov e em placas de Petri (Figura 50). A B 11

12 C Figura 4. A =Triagem das amostras sob microscópio-estereoscópio; B = placa do tipo Bogorov utilizada para triagem de ovos e larvas de peixes; C = consulta a literatura especializada. Para a separação do material coletado foi utilizada uma pipeta, devido à fragilidade dos ovos e larvas. Após a separação do ictioplâncton, os mesmos foram triados em placas de Petri e devidamente etiquetados de acordo com o ponto de amostragem, campanha de coleta (Figura 51). A B Figura 5. Separação do Ictioplâncton coletado durante a oitava campanha do monitoramento de ictioplâncton na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí, em placas de Petri realizadas no laboratório em Goiânia (GO). Identificação Para a identificação e caracterização dos estágios larvais foram utilizados como principais referências os trabalhos de Leite et al. (2007) e Nakatani et al. (2001). A identificação das larvas foi realizada a partir da observação de caracteres morfológicos, merísticos e morfométricos, até o menor nível taxonômico possível. A abundância dos organismos capturados foi 12

13 padronizada para um volume de 10m³ de água filtrada, de acordo com Tanaka (1973), modificado por Nakatani (1994), utilizando-se a seguinte equação: Para a identificação dos ovos, foram adotadas as principais características, segundo Bagenal & Braum (1978; Figura 52). I- Diâmetro do ovo (DO); II- Diâmetro do vitelo; III- Tamanho do espaço perivitelino. Será levado em consideração o tamanho do espaço perivitelino conforme sua participação no volume total do ovo. Podendo ser classificado em: Restrito (0 9,9%); Moderado (10-19,9%); Amplo (20 29,9%); Muito amplo (>30,0%). 13

14 Figura 6. Principais características adotadas para a identificação dos ovos coletados durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí. As larvas foram definidas em quatro estágios de desenvolvimento, sendo: 1. Larval vitelino (com saco vitelínico); 2. Pré-flexão; 3. Flexão e 4. Pósflexão. Foi adotada também a metodologia de Ahlstrom et al. (1976) para a identificação do material coletado com base em informações morfométricas e merísticas (Figura 53). Onde foi levando em consideração parâmetros como: comprimento total; comprimento padrão; comprimento do focinho; diâmetro do olho; comprimento da cabeça; altura da cabeça; altura do corpo; distância do focinho à nadadeira peitoral; distância do focinho à nadadeira pélvica; distância do focinho à nadadeira dorsal; distância do focinho à nadadeira anal; número de miômeros pré-anal; número de miômeros pós-anal; número total de miômeros; número de raios das nadadeiras peitoral, pélvica, dorsal e anal. 14

15 Figura 7. Classificação dos estágios de desenvolvimento de larvas de acordo com a presença/ausência do saco vitelínico e na flexão da notocorda das espécies de peixes coletadas durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna da UHE Santa Antônio do Jarí. 15

16 Para estimar a densidade de ovos e larvas, obtidos a partir das amostragens com redes de plâncton é necessário estimar antes, o volume de água filtrada, obtida a partir da área da boca da rede e do fluxo da água medida pelo fluxômetro. Fórmulas: Calcular o volume filtrado Onde: V = volume de água filtrado (m 3 ) a = área da boca da rede (m 2 ) v = velocidade 20m/min. Cálculo da área da boca da rede é obtido através da fórmula: Onde: a = área da boca da rede; π = 3,14; r = raio da boca da rede. 16

17 A densidade de ovos e larvas na amostra pode ser padronizada para um volume de 10m 3, baseando-se no trabalho de Tanaka (1973), modificado. Sugere-se o uso da seguinte expressão: Onde: Y = número de ovos ou larvas por 10m 3 ; x = número de ovos ou larvas coletadas; V = volume de água filtrada (m 3 ). Ao final de cada período sazonal (vazante, seca, enchente e cheia regional) será realizado a partir de cada matriz (ovos/ larvas) uma análise não paramétrica de Kruskal-Wallis, seguida de uma análise post hoc de análises múltiplas, objetivando verificar se há diferenças significativas entre os pontos amostrais quanto à distribuição de ovos e larvas. Utilizando o programa Statistica 7 (STATSOFT, 2007). 4. RESULTADOS E DISCUSSÃO Durante o período estudado, contemplando sete campanhas (vazante/2011; seca/2011; cheia/2012; vazante/2012; seca/2012; enchente/2013 e cheia/2013) foram coletados um total 142 exemplares, distribuídos em 18 ovos, 95 larvas e 29 juvenis; destes 21 foram classificados em 03 ordens, 07 famílias, 03 subfamílias e 07 gêneros (Tabela 24 e Figura 54). 17

18 Tabela 1. Classificação taxonômica do ictioplâncton coletado durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí. Táxon Ciclo Hidrológico Vazante Seca Enchente Cheia Seca Enchente Cheia Família Curimatidae 1 Família Characidae Subfamília Tetragonopterinae Ordem Characiformes Hemigrammus sp. 26 Bryconamericus sp. 2 Subfamília Cheirodontinae Serrapinnus sp. 2 Subfamília Bryconinae Brycon sp. 2 Família Anostomidae 18

19 Leporinus sp. 2 Família Cichlidae Ordem 2 Perciformes Plagioscion sp. 2 Família Sternopygidae Ordem Gymnotiformes Eigenmannia sp. 1 Família Gymnotidae Gymnotus sp. 1 NI AD 19

20 Ovo com o diâmetro igual a 11,41mm e classificado no desenvolvimento embrionário de clivagem inicial. Ovo com diâmetro aproximado de 9,4mm Ovo com diâmetro de 27,06mm e classificado como clivagem inicial. Ovo com diâmetro de 15,78mm e caracterizado no estágio de embrião inicial. Ovo com diâmetro aproximado de 7,76mm em relação ao seu desenvolvimento embrionário caracterizado como clivagem inicial. Ovo com diâmetro de 12,41mm e especificado no estágio de desenvolvimento embrionário de embrião inicial. 20

21 Ovo com diâmetro aproximado de 12,12mm e em seu estágio de desenvolvimento embrionário classificado como embrião inicial. Larva do tipo larval vitelino Larva no início da pré-flexão Larvas do Gênero Plagioscion sp. Larva da Família Curimatidae Larva do Gênero Hemigrammus sp. 21

22 Larva no final da Pós-flexão Larva da Família Curimatidae Larva no final da pós-flexão do Gênero Brycon sp. Larva da Família Curimatidae Larva do Gênero Serrapinnus sp. Larva do Gênero Brycon sp. 22

23 Larva da Família Cichlidae Larva do Gênero Bryconamericus sp. Larva da Subfamília Tetragonopterinae Larva do Gênero Eigenmannia sp. Juvenil do Gênero Hemigrammus sp. Figura 8. Ictioplâncton coletado durante o Programa do Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí. 23

24 As larvas apresentaram as maiores contribuições com 66,90%, seguidas dos juvenis com 20,42% enquanto os ovos obtiveram as menores contribuições com 12,69% (Figura 55 A). Com relação às larvas, o estagio Larval-vitelino foi o mais representativo com 67% do total de larvas analisadas (Figura 55 B). A B Figura 9. A = Percentual do ictioplâncton em ovos, larvas e juvenis e B = Percentual dos estágios de desenvolvimento das larvas coletados durante o Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí. Avaliando o ictioplâncton em uma escala espacial, verifica-se que os ovos e larvas foram mais representativos no fundo (ovos = 9,15%; larvas = 56,34%), no entanto juvenis foram mais representativos na superfície com 16,90% (Figura 56A). Com relação aos pontos, levando-se em conta os dados das sete campanhas de monitoramentos, verificou-se que os ovos foram mais representativos no ponto P11 (localizado no rio Iratapuru) com 09 exemplares, as larvas foram mais representativas no ponto P14 (jusante da cachoeira) com 40 exemplares e os juvenis foram mais representativos no ponto P16 (Igarapé Arapíranga) com 25 exemplares. Os pontos que apresentaram maior contribuição do ictioplâncton estavam localizados a jusante a cachoeira (Figura 56B). No entanto quando avaliamos a densidade, verifica-se que o maior valor de densidade para o ictioplâncton foi encontrado nos pontos: P11 e P10 para ovos (0,038 ovos/10m 3 ) e no P14 (3,26 larvas/10m 3 ; 1,82 juvenis/10m 3 ; Figura 56C). Demonstrando assim a importância do tributário Pacanari para os sítios 24

25 P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 P8 P9 P10 P11 P12 P13 P14 P15 P16 P17 Ovos Larvas e Juvenis Abundância (%) Analise de Ictioplâncton AHE- Jari de reprodução das assembleias de peixes local do rio Jarí. O maior valor encontrando no ponto P14 com relação a densidade do ictioplâncton foi encontrado durante a campanha de enchente de 2013 que corroboram com o pico reprodutivo de grande parte das espécies de peixes do rio Jarí. As análises estatísticas não paramétricas kruskal-wallis e PCA (analise de componente principal) indicarão se essas representações são significativas ou não Superficie Fundo A Ovos Larvas Juvenis Ictioplâncton Ovos Larvas Juvenis B Pontos de amostragem 25

26 Densidade (org/10m3) Analise de Ictioplâncton AHE- Jari C B Ovos Larvas Juvenis P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 P8 P9 P10 P11 P12 P13 P14 P15 P16 P17 Pontos de amostragem Figura 10. Distribuição espacial de ictioplâncton, A = Distribuição do ictioplâncton quanto à profundidade na qual foi coletado; B = Distribuição espacial (17 pontos amostrais) A e C = Densidade (org/m 3 ) por ponto amostral ao longo do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Jarí. Análise não paramétrica de kruskal-wallis demonstrou que apenas a contribuição das larvas no P14 e juvenis no P16 foram significativas, de acordo com o valor do p: ovos (p = 0,49); larvas (0,0014) e juvenis (p = 0,0015). Os resultados encontrados para ovos foram variáveis, mas foram maiores que nos demais pontos, porém, não significativos. Os resultados supracitados corroboram com os resultados encontrados na Análise de Componente Principal (ACP), onde se verificou para o primeiro eixo uma maior contribuição de larvas no ponto P14, correspondendo a 66,25% e no segundo eixo com juvenis no ponto P16, com 54,34% (Tabela 25 e Figura 57). As análises revelam a ocorrência de atividades reprodutivas nos pontos P14 (rio Pacanarí) e P16 (Igarapé Arapiranga) indicando que estes ambientes se caracterizam como locais preferenciais para a desova, principalmente quanto ao ponto P14. Essa maior preferência pode estar relacionada com abrigo e alimento em abundância para as formas jovens. 26

27 Tabela 2. Resultados da análise de ordenação de componente principal (ACP) do ictioplâncton aos pontos amostrais ao longo dos ciclos hidrológicos no Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí. Item Eixo 1 Eixo 2 (%) (%) Eigenvalues 83,26% 16,74% Pontos de amostragem P P P P P P P P P P P P Ictioplâncton Ovos Larvas Juvenis

28 P Juvenis Factor 2 : 16.74% P14 P8 P3 P12 P4P6 P9 P10P15 P11 Factor 2: 16.74% Larvas Ovos Figura 11. Resultados Factor da 1 análise : 83.26% de ordenação de componente principal (ACP) do ictioplâncton aos pontos amostrais Factor 1: ao 83.26% longo dos ciclos hidrológicos no Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influência da UHE Santo Antônio do Jarí. 28

29 Larvas e Juvenis Ovos Analise de Ictioplâncton AHE- Jari Quando se avalia a distribuição temporal do ictioplâncton coletado na área de influencia do estudo, verifica-se que na campanha realizada durante a enchente de 2013 período do pico reprodutivo de grande parte das espécies de peixes do rio Jarí, foi onde ocorreu a maior representatividade de ictioplâncton durante todo o estudo, com um total de 115 exemplares (Figura 58). Segundo Vazzoler (1996) as maiores concentrações de ictioplâncton coincidem com o período de desova da maioria das espécies, se concentrando assim nos meses mais quentes e com maior índice pluviométrico. Durante a seca de 2011 e cheia de 2012 não foram coletados exemplares de ovos e larvas. Larvas Juvenis Ovos Figura 12. Distribuição temporal do ictioplâncton coletado durante o Programa de Monitoramentos de Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí. Com relação às variações nictemerais verifica-se que na campanha da enchente de 2013, o pico de coleta de ovos e larvas foi no período das 23:00h e para os juvenis foi na madrugada (02:00h da manhã; Tabela 24 e Figura 59). Já na avaliação nictemeral realizada durante a cheia de 2013 o maior valor de ovos foi atribuído ao período das 18:40 e de larvas das 19:40h e nenhum exemplar de juvenil foi coletado. É importante observar que nessa última campanha os períodos de picos de ovos e larvas ocorrem em períodos mais cedo (18:40 a 19:40h), como também foi observado uma menor 29

30 representatividade do ictioplâncton nessa ultima campanha quando comparado com o resultado da campanha anterior (Tabela 26 e Figura 59). Tabela 3. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a enchente de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí. Pontos Horário Ovos Larvas Juvenis P1 0,92 0,00 0,00 0,86 P4 0,12 0,00 0,86 0,00 P4 0,14 0,00 1,73 0,00 P6 0,09 0,00 0,86 0,00 P9 0,03 0,00 2,61 0,00 P8 0,97 0,00 22,61 0,00 P8 0,13 0,00 0,86 0,00 P10 0,05 0,00 1,73 0,00 P10 0,16 0,00 0,00 0,86 P10 0,17 0,00 0,86 0,00 P14 1,00 1,74 30,43 0,00 P14 0,17 0,00 1,74 0,00 P14 0,33 0,00 0,86 0,86 P14 0,16 0,00 1,73 0,00 P15 0,93 0,00 0,00 0,86 P16 0,92 0,00 0,00 6,96 P16 0,93 0,00 0,86 0,86 P16 0,08 0,00 0,86 13,04 P16 0,10 0,00 1,73 0,00 P16 0,25 0,87 0,00 0,00 P16 0,26 0,00 1,73 0,86 30

31 Percentual (%) Analise de Ictioplâncton AHE- Jari Ovos Larvas Juvenis Horário Figura 13. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a enchente de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na área de influencia da UHE Santo Antônio do Jarí. Tabela 4. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a cheia de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí. Pontos Horario Ovos Larvas Juvenis P3 19: P3 20: P6 19: P10 18: P11 18: P12 19:

32 Percentual (%) Analise de Ictioplâncton AHE- Jari Ovos Larvas Juvenis :40 20:10 19:10 18:00 18:40 19:40 Análise nictemeral Figura 14. Variação nictemeral ao longo dos pontos amostrais durante a cheia de 2013 do Programa de Monitoramento da Ictiofauna na UHE Jarí. 5. CONSIDERAÇÕES FINAIS Diante dos dados apresentados, a maior ocorrência do ictioplâncton foi atribuída à campanha de enchente de 2013 e a menor ocorrência durante a seca de 2011 e enchente de 2012, onde não foi coletado nenhum exemplar do ictioplâncton. Nota-se uma maior representatividade de ictioplâncton nos pontos P14 e P16 a jusante da cachoeira e nos pontos P10, P11 (localizados a montante da cachoeira). Desses pontos amostrais apenas o ponto P8 está localizado na calha principal do rio Jarí. Os demais pontos estão localizados nos tributários, demonstrando assim a importância da conservação desses tributários, considerados como possíveis habitats críticos para a desova da ictiofauna do rio Jarí, 32

33 6. EQUIPE TÉCNICA Coordenação: Biólogo Gustavo Ribeiro Aloisio CRBIO4: EQUIPE DE CAMPO E ESCRITORIO: Bióloga MSc. RhuânaThayná B. Nascimento CRBIO 4: Biólogo Esp. Murilo Luiz de Castro Estagiária Anna Carolina N. Moreira Geógrafo José Aloisio da Silva Formatação Michelle Moreira de Souza CRBIO:80786/04 P Universidade Católica de Goiás CREA:608710/D-GO Universidade Unopar(Gestão Ambiental) LABORATÓRIO: LIFE LIMNOLOGIA 33

34 Ambiental Consultoria, Estudos e Projetos Ltda. Rua 118-A, n. 77, qd. F-37, lt. 05 CEP Setor Sul Goiânia Goiás. Fone Fax: (62) [email protected]