MANUAL PARA ESTUDO DAS LARVAS DO CARANGUEJO UÇÁ

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1 MANUAL PARA ESTUDO DAS LARVAS DO CARANGUEJO UÇÁ EDUARDO VIANNA DE ALMEIDA PROJETO CARANGUEJO UÇÁ

2 Ficha Catalográfica Almeida, Eduardo Vianna de Manual para Estudo das Larvas do Caranguejo Uçá - Projeto Caranguejo Uçá (Petrobrás Ambiental) - ONG Guardiões do Mar, São Gonçalo - RJ, p.; il.; color.; 16 x 23 cm Inclui referências bibliográficas 1. Ucides cordatus. 2. Caranguejo uçá. 3. Larva planctônica. 4. Técnicas de coleta. 5. Técnicas de laboratório. 6. Estudos de conservação.

3 Apresentação Projetos de Educação e Conservação Ambiental são cada vez mais necessários em nossa sociedade, pois hoje sabemos que a única forma de garantir um futuro melhor para nossos filhos e para a natureza é investindo em educação e na capacitação de jovens. A ONG Guardiões do Mar, em sintonia com esse conhecimento, tem realizado inúmeras ações nos últimos anos. Dentre estas, podemos destacar o desenvolvimento de pesquisas no Projeto Uçá, que conta com patrocínio da Petrobras por meio do Programa Petrobras Ambiental. O caranguejo uçá, assim como muitas outras espécies marinhas, começa sua vida num ambiente diferente dos adultos, com forma corporal e ecologia diferenciadas. Poucas pessoas sabem que caranguejos têm fase larval no início da vida e que fazem parte do plâncton durante um tempo. Menos pessoas ainda sabem que existem técnicas bem desenvolvidas para estudar esses pequeninos e importantes habitantes do mar. Desta forma, uma das iniciativas do Projeto Uçá foi a realização de pesquisas sobre as larvas do uçá, principalmente através de levantamentos da distribuição e das densidades populacionais das larvas de caranguejo nas águas da baía de Guanabara e costa adjacente. O presente manual traz informações básicas sobre técnicas de estudo das larvas do caranguejo uçá e neste contexto, apresenta-se como uma ferramenta aplicável não só na capacitação de pessoas, mas também na conscientização de que os estudos de conservação marinha devem considerar a complexidade do ciclo de vida das espécies. São abordadas questões que podem despertar o interesse dos jovens e estimular o desenvolvimento futuro de novas pesquisas com o caranguejo uçá e demais espécies marinhas. Eduardo Vianna de Almeida Consultor Projeto Caranguejo Uçá; Professor das Faculdades Integradas Maria Thereza Doutorando em Geociências (UFF), Mestre em Zoologia (MN/UFRJ), Biólogo Marinho (UFRJ)

4 CAPÍTULO 1: CONCEITOS GERAIS O caranguejo uçá pertence à espécie Ucides cordatus (Linnaeus, 1763) (Filo Arthropoda; Subfilo Crustacea; Infraordem Brachyura; Família Ucididae) (Figura 1). É uma das espécies mais conhecidas na costa brasileira devido a sua ampla distribuição e uso na alimentação humana. Vive nos manguezais e por isso também pode ser chamado de caranguejo de mangue ou caranguejo verdadeiro. Ocorre desde a Flórida, passando por América Central, Antilhas, norte da América do Sul, Guianas e Brasil, sendo encontrado do Amapá até Santa Catarina. O caranguejo uçá vive principalmente nas porções alagáveis dos manguezais, onde o solo é lamoso e permite a construção de tocas. Alimenta-se de folhas de mangue e ocasionalmente também ingere raízes, cascas, partículas orgânicas encontradas no solo e pequenos invertebrados. Devido a seu hábito escavador e ao consumo de folhas caídas, o caranguejo uçá desempenha importante papel na reciclagem do solo e da matéria orgânica dos manguezais. Figura 1: Caranguejo uçá, adulto na entrada da toca. (Foto: Eduardo Almeida) A reprodução do caranguejo uçá ocorre apenas nos meses mais quentes do ano, normalmente de dezembro a março. No ciclo reprodutivo existe um momento em que machos e fêmeas andam pelo manguezal e se encontram para realizar a fecundação (andada de acasalamento). A espécie é ovípara e a fêmea é capaz de produzir milhares ovos, que ficam aderidos ao seu abdômen durante o desenvolvimento dos embriões (Figura 2). A quantidade de ovos produzidos varia de acordo com o tamanho da fêmea e sua idade, mas pode ir de a mais de , por período reprodutivo. Desta forma, pode-se dizer que a espécie apresenta uma estratégia muito comum dentre os animais: gerar de uma só vez grande número de filhotes para garantir que pelo menos alguns sobrevivam até a fase adulta. Figura 2: Fêmea com ovos no abdômen. Seta amarela indicando a massa de ovos. (Foto: Eduardo Almeida) 01

5 Figura 3: Larva zoé do caranguejo uçá, recém-nascida. (Foto: Eduardo Almeida) O desenvolvimento dos embriões dura cerca de 30 dias e após a eclosão dos ovos, existe uma fase larval. As larvas são bem diferentes dos adultos, sendo adaptadas para viver livre e nadar nas águas (Figura 3). Quando chega a hora da eclosão dos ovos (desova), muitas fêmeas se aproximam dos canais de maré. Normalmente existe sincronia da desova com condições ambientais que possibilitem maior sobrevivência das larvas. Em geral, a desova é realizada à noite e nas maiores marés do mês, pois a escuridão e as correntes mais fortes podem evitar a ação de predadores e aumentar a dispersão das larvas na água. A dispersão significa seu espalhamento, levando-as longe de onde foram liberadas. As larvas do caranguejo uçá são classificadas como larvas planctônicas. O termo plâncton define os organismos que vivem livres na coluna d água e que não conseguem vencer as correntes. São diversos os organismos considerados planctônicos: bactérias, protozoários, microalgas e uma grande variedade de animais, tais como crustáceos, moluscos, anelídeos e peixes (Figura 4). O plâncton constituído por animais é chamado de zooplâncton, e contém muitas espécies que aparecem apenas na forma de larvas ou ovos. Esse é o caso da maioria dos caranguejos de água salgada, sendo suas larvas chamadas de zoés. A fase larval dos caranguejos é muito importante, pois é nessa fase que ocorre maior dispersão e aumenta-se a chance de conquistar novos ambientes. Durante os dias de vida no plâncton, a larva pode ser transportada por quilômetros e inclusive chegar a uma população diferente daquela que lhe deu origem. Essa é uma interessante estratégia que expande o território, diminui a competição por espaço e aumenta a variação genética. Estudos anteriores provam que populações com maior variação genética podem ser mais resistentes à estresses ambientais. Figura 4: Organismos integrantes do zooplâncton. Onde A - Copépode, B - Larva de craca (cirripédios), C - Cladócero (pulga d água) D - Ovo de peixe. (Ilustrações: Eduardo Almeida) A vida no plâncton não é fácil e apenas um pequeno percentual de larvas sobrevive às primeiras semanas de vida. Os principais problemas enfrentados pelas larvas são obter alimento e evitar predadores. Larvas de caranguejo alimentam-se de microalgas e de animais do plâncton, mas nem sempre conseguem obtê-los na quantidade adequada. Em relação aos seus predadores, os principais são pequenos peixes e animais filtradores. Além de lidar com estes problemas, as larvas ainda têm que lidar com variações ambientais do meio em que vivem, principalmente variações de salinidade. A salinidade é o nome dado à quantidade de sal dissolvido na água e pode ser decisiva na sobrevivência das larvas. 02

6 As larvas do uçá vivem em águas costeiras por cerca de um mês e neste período realizam diversas mudas (ecdises) que resultam em aumento de seu tamanho e acréscimo de características (seis estágios na fase de zoé). Após este período ocorre uma metamorfose que origina pós-larvas, chamadas de megalopas. As megalopas têm maior capacidade de exploração do fundo e iniciam o retorno ao hábitat dos adultos. Após poucos dias ocorre uma segunda metamorfose, que transforma as megalopas em juvenis. Estes, por sua vez, são pequeninos e bastante semelhantes aos adultos, sendo responsáveis pela colonização dos manguezais. Os diferentes momentos do ciclo de vida podem ser vistos na Figura 5. Figura 5: Fases de vida do caranguejo uçá. (Ilustrações: Eduardo Almeida) As pesquisas sobre larvas são importantes ferramentas para a conservação e manejo das populações do caranguejo uçá. Tudo aquilo que ocorre entre o nascimento do caranguejo e seu retorno ao manguezal é importante para a sobrevivência da espécie. Acompanhar as populações larvais, estimando sua distribuição e suas concentrações nas águas costeiras, pode trazer importantes dados sobre as populações adultas. Infelizmente, ainda são poucos os estudos deste tipo desenvolvidos com o uçá e outras espécies de caranguejo. Para preservar o caranguejo uçá é essencial que as populações estejam reproduzindo bem, gerando muitas larvas e juvenis. Cientes disso, as autoridades brasileiras criaram o período de defeso do caranguejo, onde a captura de adultos é proibida, justamente para permitir que a reprodução ocorra sem problemas. Ainda assim existem muitas pessoas que capturam fêmeas, inclusive ovadas, ignorando que sem a reprodução adequada o caranguejo pode acabar. Se hoje não há larvas, amanhã não existirão adultos. 03

7 CAPÍTULO 2: TÉCNICAS DE ESTUDOS DAS LARVAS DO CARANGUEJO UÇÁ 2.1 COLETA DE LARVAS DO CARANGUEJO UÇÁ Antes de realizar qualquer coleta de organismos, com o objetivo de estudo, é importante obter uma licença de pesquisa junto aos órgãos ambientais. Recomenda-se que os professores e ou responsáveis pelas pesquisas acessem a página do SISBIO ( a fim de obter maiores informações. Para o estudo da distribuição e abundância das larvas do caranguejo uçá são necessárias coletas de plâncton, feitas com redes de arrasto. Estas coletas, chamadas de amostragens, devem ser feitas a partir dos canais de maré dos manguezais e se estender até a desembocadura dos rios mais próximos e à costa adjacente. Recomenda-se planejamento prévio dos locais onde serão feitas as amostragens, mediante uso de carta náutica ou outros recursos (fotos de satélite, etc). Durante o trabalho de campo é importante usar um aparelho GPS portátil (posicionamento global por satélites), para registrar exatamente as coordenadas geográficas onde foram feitas os arrastos. O período ideal para coleta é durante as maiores marés vazantes (baixa-mar de sizígia ou maré viva), especialmente nos primeiros dias de Lua Nova ou Cheia. Os melhores horários são durante a madrugada ou durante o amanhecer, pois o caranguejo uçá faz a desova preferencialmente à noite e em marés com maiores variações do nível do mar. Para verificar a fase da Lua e a condição da maré, deve-se consultar Tábuas de Maré, disponibilizadas pela Diretoria de Hidrografia e Navegação ( As coletas podem ser feitas cerca de um mês após a andada de acasalamento e também nos meses seguintes. Normalmente, isso significa coletas de dezembro a março, mas grandes variações climáticas podem estender, deslocar ou encurtar este período. Na semana que precede a desova, a maioria das fêmeas apresenta massa de ovos visível, com cor escura e tons de negro e marrom. É importante manter contato com catadores de caranguejo das proximidades da área de coleta, pois eles são observadores das atividades dos caranguejos e podem avisar sobre a ocorrência de andadas. Conforme dito anteriormente, amostras de plâncton são obtidas com redes de arrasto e por isso dependem de embarcação motorizada. A embarcação utilizada pode ser de pequeno ou médio porte e deverá apresentar boas condições de trabalho, incluindo o número certo de salva-vidas. Para a proteção da equipe de pesquisa recomendase o uso de trajes que protejam do sol, vento ou chuva. Existem diversos tipos de redes de arrasto e dentre os mais populares está a rede cilíndricocônica (Figura 6). 04 Figura 6: Rede cilíndrico-cônica e coletas de plâncton. Onde A - esquema geral da rede simples, B - arrasto em andamento, C - recolhimento da rede e D - detalhe do copo concentrador de amostra. (Fotos e ilustração: Eduardo Almeida)

8 O modelo mais utilizado em águas costeiras tem 2,0 metros de comprimento e boca com 50 ou 60 cm de diâmetro. A malha é especial, feita de náilon e contendo aberturas de 200 μm. A rede deverá ser equipada com copo concentrador de amostra, cabresto e distorcedor de cabo. Recomenda-se o uso de uma boia ou defensa inflável que deverá ser presa 1,0 m acima do aro para que os arrastos ocorram logo abaixo da superfície. Cada arrasto deve durar de dois a três minutos e a velocidade recomendada é em torno de 1,0 nó (uma milha náutica/hora m/h). Durante um arrasto, grande quantidade de água pode ser filtrada e é importante que seja estimado o volume que passou pela rede. Umas das formas mais utilizadas para fazer esta estimativa é acoplar um fluxômetro mecânico à boca da rede. O fluxômetro é um equipamento dotado de hélice e serve para medir a distância percorrida pela rede na água. Ele possui um marcador de giros de cinco ou seis dígitos e cada giro indica uma distância percorrida (fator de conversão metros por rotação). O fator de conversão varia de acordo com o fabricante e o estado de conservação do equipamento. Num dos modelos mais utilizados, cada giro equivale a distância aproximada de 3,0 cm percorridos na água. Para calcular o volume de água filtrada utilizando-se um fluxômetro, anota-se o número de giros em cada arrasto e aplica-se a seguinte fórmula: Número de giros x fator de conversão (metros/rotação) x área da boca da rede A área da boca da rede deve ser expressa em metros e é calculada da mesma forma que a área de um círculo, multiplicando o número π (3,14) pelo raio ao quadrado (πr²). Como exemplo, numa rede com diâmetro de boca igual a 50 cm (0,5 m) a área da boca equivale a 0,19625 m, pois o raio é de 0,25 m (3,14 x 0,252). O volume filtrado deve ser expresso em m3. Outros equipamentos que são necessários numa coleta: - Cabo de 15 ou 20 m (para puxar a rede); - Balde de 10 l; - Pissetes de 500 ml; - Frascos plásticos de 500 ml cada, em número equivalente ao de amostras; - Prancheta com planilha de campo, lápis e borracha; - Cronômetro ou relógio. Imediatamente após a coleta as amostras devem ser preservadas. Normalmente isso é feito em solução de formaldeído diluído em água local (concentração final de 4%), mas outras substâncias podem ser utilizadas. Organismos gelatinosos tais como águas-vivas, devem ser separados dos demais antes da preservação, pois podem se dissolver e dificultar a análise da amostra. Devem ser tomadas precauções para lidar com o formaldeído durante os estudos, pois é uma substância cancerígena. Caso as larvas sejam coletadas para outros propósitos, tais como análises químicas ou genéticas, deve-se evitar o uso do formaldeído e procurar técnicas mais adequadas de preservação. Recomenda-se que dados ambientais sejam medidos nos mesmos locais onde as amostras forem feitas. Dentre os dados mais importantes podemos citar temperatura, salinidade, ph, oxigênio dissolvido e outros. Existem equipamentos específicos para estas medições, sendo as sondas multiparâmetros um dos mais utilizados. Existe grande variedade de marcas e preços de forma que cada equipe deverá avaliar as possibilidades de trabalhar com estes equipamentos. A maior parte destes equipamentos pode ser adquirida em lojas especializadas, com páginas disponíveis na internet. 2.2 ANÁLISES EM LABORATÓRIO O primeiro passo no laboratório é a retirada do formaldeído das amostras, substituindo-o por água. Isso pode ser feito com um concentrador de amostras, dotado de malha com abertura de 100 µm (Figura 7). 05

9 Deve-se passar a amostra pelo concentrador, armazenar a solução de formaldeído para uso posterior e transferir a amostra para um béquer com água. Amostras de plâncton, usualmente apresentam número muito elevado de organismos, dificultando sua análise por inteiro. Contar e identificar milhares de organismos por amostra pode demorar horas ou dias. Daí surge a necessidade de dividir cada amostra em partes menores. Este processo chama-se subdivisão de amostras e surgiu para facilitar (e possibilitar) os estudos dos diferentes organismos do plâncton. As principais técnicas são a subamostragem e o fracionamento, mas em ambas o princípio geral é o mesmo: analisa-se uma parte da amostra e depois o resultado é extrapolado para a amostra como um todo. O processo de subamostragem geralmente é feito da seguinte forma: dilui-se a amostra a um volume conhecido e após agitá-la, retira-se uma subamostra (também com volume conhecido). Por exemplo, podemos diluir uma amostra a 1000 ml e retirar uma alíquota de 10 ml. Após analisar esta alíquota, o resultado deverá ser multiplicado por 100, afinal 10 ml é um centésimo de 1000 ml. Essa técnica é mais eficiente para organismos muito abundantes no zooplâncton, tais como copépodes, cladóceros, larvas de craca e outros. O volume de diluição e o número de subamostras analisadas dependerão da quantidade de organismos capturados no arrasto. Na técnica de fracionamento, o procedimento é outro. Usualmente divide-se a amostra em duas partes iguais, pega-se uma dessas partes e divide-se novamente, repetindo o processo até atingir frações adequadas para a contagem e identificação dos organismos. Por exemplo, ao dividir uma amostra ao meio obtemos duas frações de ½. Se pegarmos uma dessa frações e dividirmos novamente ao meio, obteremos duas frações de ¼. Novamente o número de fracionamentos dependerá da quantidade de organismos capturados no arrasto. Quando uma fração é analisada, os resultados encontrados deverão ser multiplicados pelo denominador. Se eu analisar a fração de ⅛, depois terei que multiplicar os resultados por oito. Essa técnica é mais eficiente para organismos menos Figura 8: Fracionador de amostras. (Foto: Eduardo Almeida) Figura 7: Concentrador de amostras, com malha de 100µm. (Foto: Eduardo Almeida) numerosos no zooplâncton, tais como larvas de caranguejo, ovos e larvas de peixe e outros. Por fim, existem equipamentos adequados para realizar o fracionamento, sendo um dos mais populares o Fracionador de Folsom (Figura 8). 06

10 Estudos sobre a eficiência da subdivisão de amostras apontam que o número mínimo de organismos de um mesmo grupo ou espécie a ser contado nas frações é de 100 indivíduos. Quando a contagem de um táxon (ex. larvas do caranguejo uçá) em uma fração ou subamostra não atingir o limite mínimo de 100 indivíduos, o ideal é continuar contando outras frações ou subamostras e somar os resultados com os anteriores. Isso é feito para que a subdivisão de amostras não resulte em grandes erros na análise. Se analisarmos menos partes do que o necessário, iremos gerar resultados de baixa qualidade. Após a subdivisão da amostra, inicia-se a análise qualitativa e quantitativa. A amostra deverá ser contada e triada em microscópio estereoscópico, também chamado de lupa. Recomenda-se modelos com zoom, aumento de até 80 vezes e iluminação episcópica e diascópica ajustável (iluminação superior e inferior à mesa). Outros utensílios essenciais para esta análise são placas de contagem (Figura 9A), existentes em diversos modelos, e pinças de aço flexível (Figura 9B), necessárias na manipulação dos organismos. Figura 9: Acessórios para análise: A - Placa de contagem; B - Pinças de aço flexível. (Foto: Eduardo Almeida) Os organismos que forem identificados até o nível de espécie devem ser retirados (triados) da amostra e separados em frascos menores, pois muitas vezes sua identificação só poderá ser feita com auxílio de microscópio ótico convencional, com aumentos de 40 a 1000 vezes. Os demais organismos deverão ser separados em grandes grupos e apenas contados. Para identificação geral do zooplâncton existem alguns livros e muitas informações podem ser obtidas na internet, através de manuais e catálogos online. Infelizmente, atlas ou guias para identificação de grandes grupos zooplanctônicos são raros ou de difícil acesso no Brasil. Alguns, disponíveis em institutos estrangeiros, podem ser encontrados em: a) The University of Georgia Marine Education Center and Aquarium: b) UCLA OceanGLOBE & Malibu High School: c) University of Tasmania, Institute for Marine and Antarctic Studies (IMAS): Em relação à identificação de espécies brasileiras, um importante recurso são os catálogos online do Laboratório Integrado de Zooplâncton e Ictioplâncton (IB-UFRJ), disponíveis em: Para finalizar a análise geral de uma amostra, após triagem e contagem do zooplâncton, os resultados deverão ser utilizados junto ao volume filtrado para calcular as densidades populacionais. Para isso, basta dividir o total de organismos de um grupo ou espécie na 07

11 amostra pelo volume do arrasto. O resultado será em organismos por metro cúbico de água (organismos.m-3). Por exemplo, em uma amostra foram encontradas ao todo 1800 larvas de caranguejo. Considerando volume de 12,0 m3 filtrados no arrasto, a densidade foi de 150 larvas de caranguejo por metro cúbico (1800/12 = 150 larvas/m3). Assim como dito anteriormente, os equipamentos para análise laboratorial também pode ser adquiridos em lojas especializadas, com páginas disponíveis na internet. 2.3 IDENTIFICAÇÃO DE LARVAS DO CARANGUEJO UÇÁ Para identificar as larvas do caranguejo uçá é preciso aprender um pouco sobre a anatomia das larvas zoés (Figura 10). Figura 10: Anatomia geral de larva zoé. Onde: A - vista lateral da larva, B- vista ventral do abdômen, C - primeira maxila e D - segunda maxila. Legendas: En - endopodito Ex - exopodito, Bs - base Cx - coxa. (Ilustração: Eduardo Almeida) 08

12 Seu corpo tem duas partes principais: cefalotórax (com carapaça) e abdômen. Alguns apêndices podem ser encontrados no cefalotórax, são eles: primeiro par de antenas (antênulas), segundo par de antenas, primeiras maxilas (maxílula), segundas maxilas, mandíbula e dois pares de maxilípedes. Alguns apêndices tem ramificação, sendo um dos ramos chamado de endopodito e o outro de exopodito. O abdômen tem seis segmentos e termina em uma furca caudal, chamada télso. Ao longo do corpo estão distribuídas inúmeras cerdas, sendo seu número e localização muito importante na identificação das espécies. As cerdas são estruturas fininhas, que lembram muito pelos, mas que ocorrem somente nos invertebrados. A identificação poderá ser feita com base no artigo científico Ucides cordatus cordatus (Linnaeus, 1763) (Crustacea, Decapoda). Complete larval development under laboratory conditions and its systematic position, de Rodrigues & Hebling (1989) (disponível em e no capítulo Larval Decapoda, de Gerhard Pohle e colaboradores, do livro South Atlantic Zooplankton, organizado por Demetrio Boltovskoy (Editora BACKHUYS PUBLISHERS, 1ª edição, 1999). As larvas do caranguejo uçá tem como características principais: 1 - Presença de espinho dorsal e espinho rostral, mas ausência de espinhos laterais na carapaça; 2 - Télso triangular, com longos espinhos e suave arco mediano; 3 - Espinhos laterais no segundo e terceiro segmento abdominal; 4 - Apenas duas cerdas na antena 2; 5 - Endopodito da segunda maxila com 3 cerdas (2+1); 6 - Endopodito do segundo maxilípedes apenas com cerda terminais. Para determinar o estágio das larvas, de zoé 1 a 6, basta observar o número de cerdas terminais (as mais longas) do primeiro maxilípede: zoé 1 - quatro cerdas, zoé 2 - seis cerdas, zoé 3 - oito cerdas, zoé 4 - dez cerdas, zoé 5 - dez ou onze cerdas e zoé 6 - onze a treze cerdas. Em relação à identificação da megalopa, deve-se considerar: 1 - Espinho rostral orientado para baixo (inclinação ventral); 2 - Carapaça lisa, sem espinhos ou demais projeções; 3 - Cinco cerdas no endopodito da primeira maxila e três no endopodito da segunda (2+1); 4 - Dez cerdas no epipodito (projeção triangular) do terceiro maxilípede. Para visualizar muitos dos detalhes da anatomia larval é necessária dissecção. Tal procedimento permite ver cada apêndice em detalhes, especialmente aqueles que não conseguimos visualizar tão facilmente, tal como as maxilas. Recomenda-se o uso de dois estiletes com pontas muito afiadas e finas, tal como agulhas para insulina. A disseção pode ser feita em microscópio ótico e a larva deve estar mergulhada em alguma substância mais densa, tal como álcool em gel. Com um dos estiletes se segura a carapaça e com o outro são retirados os apêndices. 09

13 Referências bibliográficas CAPITULO 1 Almeida, E.V Variações espaço-temporais das larvas de crustáceos decápodes no estuário do Rio Macaé-Rj. Dissertação de Mestrado, Programa de Pós Graduação em Ciências Biológicas (Modalidade Zoologia). Museu Nacional, UFRJ, Rio de Janeiro. 77p. Anger, K The Biology of Decapod Crustacean Larvae. Crustaceans Issues, 14. Ed. A.A. Balkema Publishers/ Lisse/ Abingdon/ Exton (PA)/ Tokyo. 419 p. Bonecker, A.C.T.; Bonecker, S.L.C. & Bassani, C Plâncton marinho. Em: Renato Crespo Pereira & Abílio Soares-Gomes (orgs.). Biologia marinha. Rio de Janeiro: Interciência, 2ª ed., Capítulo 9, pp Capaldo, P.S Salility preferences in the stage-i-zoeae of 3 temperate zone fiddler-crabs, genus Uca. Estuaries, 16:, Castilho-Westphal, G.G; Ostrensky, A.; Pie, M.R. & Boeger, W.A Estado da arte das pesquisas com o caranguejo-uçá, Ucides cordatus. Archives of Veterinary Science, 13 (2): Charmantier, G Ontogeny of osmoregulation in crustaceans: a review. International Journal of Invertebrate Reproduction and Development. 33: Costa, P. V Predação de larvas de caranguejo (infraordem Brachyura) por peixes no rio dos Pinheiros. Dissertação (Mestrado em Ciências Veterinárias) Setor de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Paraná, Curitiba. 73 p. Diele, K Life history and population structure of the exploited mangrove crab U. cordatus (L.) (Decapoda: Brachyura) in the Caeté estuary, North Brazil. Tese (Doutorado na área de especialidade 2 Biologia/Química) - Zentrum für Marine Tropenökologie, Universität Bremen, Bremen. 103p. Epifanio, C.E. & Garvine, R.W Larval transport on the Atlantic continental shelf of North America: a review. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 52 (1): Forward, R.B Behavioral responses of crustacean larvae of salinity change. Biological Bulletin, 176: Freire, A.S Dispersão larval do caranguejo de mangue Ucides cordatus (Linnaeus 1763) em manguezais da Baía de Paranaguá, Paraná. Tese de Doutorado (Oceanografia Biológica), Instituto Oceanográfico da Universidade de São Paulo. São Paulo, 67p. Hattori, G.Y. & Pinheiro, M Fertilidade do caranguejo de mangue Ucides cordatus (Linnaeus) (Crustacea, Brachyura, Ocypodidae), em Iguape (São Paulo, Brasil). Revista Brasileira de Zoologia, 20 (2): Knowlton, R.E Larval developmental processes and controling factors in decapod Crustacea, with emphasis on Caridea. Thalassia Jugoslavica, 10: McConaugha, J. R Export and reinvasion of larvae as regulators of estuarine decapod populations. American Fisheries Society Simposium, 3: Melo, G.A.S Manual de identificação dos Brachyura (caranguejos e siris) do litoral brasileiro. São Paulo, Ed. Plêiade, 1ª ed, 603 p. Morgan, S.G The timing of larval release. Em: McEdward, L.R. (ed), Ecology of Marine Invertebrate Larvae. Boca Raton, Flórida, CRC Press, pp Nordhaus, I.; Wolff, M. & Diele, K Litter processing and population food intake of the mangrove crab Ucides cordatus in a high intertidal forest in northern Brazil. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 67: Pechenik, J.A Environmental influences on larval survival and development. Em: Giese, A.C., Pearse, J.S. & Pearse, V.B. (eds). Reproduction of Marine Invertebrates, n 9. Palo Alto, CA: Blackwell, pp Pinheiro, M.; Baveloni, M. D. & Terceiro, O.S.L Fecundity of the mangrove crab Ucides cordatus (Linnaeus, 1763) (Brachyura, Ocypodidae). Invertebrate Reproduction and Development, 43 (1): Rodrigues, M.D. & Hebling, N. J Ucides cordatus cordatus (Linnaeus, 1763) (Crustacea, Decapoda). Complete larval development under laboratory conditions and its systematic position. Revista Brasileira de Zoologia, v. 6, n. 1, p Rodrigues, M.D Desenvolvimento pós-embrionário de Ucides cordatus (Linnaeus, 1763) (Crustacea, Decapoda, Gecarcinidae). Dissertação, Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho, São Paulo. 101 p. Simith, D.J.B. & Diele, K O efeito da salinidade no desenvolvimento larval do caranguejo - uçá, Ucides cordatus (Linnaeus, 1763) (Decapoda: Ocypodidae) no Norte do Brasil. Acta Amazonica, 38 (2): Young, P.S Catalogue of Crustacea of Brazil. Série Livros 6, Rio de Janeiro Ed. Museu Nacional, 717 p. 10

14 Referências bibliográficas CAPITULO 2 Boltovskoy, D. (org.) Atlas del Zooplancton del Atlantico Sudoccidental y metodos de trabajo com el zooplancton marino. INIDEP, Mar del Plata, 935 p. Boltovskoy, D. (org.) South Atlantic Zooplankton. Backhuys Publishers, Leiden, 1705 p. Bonecker, A.C.T. & Castro, M.S. (orgs.) Atlas de larvas de peixes da região central da Zona Econômica Exclusiva Brasileira. Rio de Janeiro: Museu Nacional, 214 p. Bonecker, S.L.C. (org.) Atlas do Zooplâncton da região central da Zona Econômica Exclusiva Brasileira. Rio de Janeiro: Museu Nacional, 232 p. Calazans, D. (org.) Estudos Oceanográficos: do instrumental ao prático. Ed. Textos, Pelotas, 464 p. Fraser, J.H The history of plankton sampling. In: Tranter, D.J. (ed.) Zooplankton sampling. Paris, Unesco Press. pp.: Frontier, S Cálculo del error em el recuento de organismos zooplanctónicos. In: Boltovskoy, D. (ed.). Atlas del Zooplancton del Atlántico Sudoccidental y métodos de trabajo com el zooplancton marino. INIDEP, Mar del Plata, pp.: Griffiths, F.B., Brown, G.H., Reid, D.D. & Parker, R.R Estimation of sample zooplankton abundance from Folsom splitter sub-samples. Journal of Plankton Research, 6 (5): McEwen, G.F., Johnson, M.W. & Folsom, T.R A statistical analysis of the performance of the Folsom plankton sample splitter, based upon test observations. Archives for Meteorology, Geophysics, and Bioclimatology (Ser. A), 7: Pohle, G.; Fransozo, A.; Negreiros-Fransozo, M.L. & Mantelatto, F.L.M Larval Decapoda (Brachyura). Em: Boltovskoy, D. (org.). South Atlantic Zooplankton. Backhuys Publishers, pp Ré, P., Azeiteiro, U.M.M. & Morgado, F Ecologia do Plâncton marinho e estuarino. Editora Afrontamento, Porto, Portugal, 140 p. Rodrigues, M.D. & Hebling, N.J Ucides cordatus cordatus (Linnaeus, 1763) (Crustacea, Decapoda). Complete larval development under laboratory conditions and its systematic position. Revista Brasileira de Zoologia, 6 (1): Rodrigues, M.D Desenvolvimento pós-embrionário de Ucides cordatus (Linnaeus, 1763) Crustacea, Decapoda, Gecarcinidae). Dissertação, Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho, São Paulo, 101 p. Roger Harris, R.; Wiebe, P.; Lenz, J.; Skjoldal, H-R. & Huntley, M. (orgs.) ICES Zooplankton Methodology Manual. Hardbound, Ed. Academic Press, 684 p. Suthers, C. & Rissik, D Plankton: A Guide to Their Ecology and Monitoring for Water Quality. Ed. Csiro Publishing, 256 p. 11

15 Considerações finais O presente manual apresentou uma série de técnicas e informações necessárias para quem deseja trabalhar com a dinâmica populacional das larvas do caranguejo uçá. Como pôde-se perceber, a variedade de técnicas e o conjunto de conhecimentos necessários são vastos, mas que isso não sirva de desestímulo. Para os interessados em iniciar estudos com larvas de caranguejo, sejam alunos ou professores, recomenda-se o contato com equipes experientes no trabalho com zooplâncton. Os laboratórios de pesquisa estão espalhados em universidades de todo o país, em departamentos de biologia marinha, oceanografia, zoologia e ecologia. Existem oportunidades de estágio, tanto para estudantes de terceiro grau, quanto aqueles do ensino médio, via programas de popularização da ciência. Para se trabalhar com plâncton o perfil esperado é o de pessoas com interesses tanto nos trabalhos de campo, quanto em laboratório. É preciso atenção, uma boa capacidade de observação e ser paciente para lidar com organismos tão diminutos, mas tão cheios de informações. Espero ter contribuído com o despertar do interesse científico. Bons estudos! Agradecimentos À toda equipe da Guardiões do Mar e Projeto Uçá por permitir a elaboração deste manual. Um abraço especial para Graça Bispo pela dedicação e paixão pela conservação! Às pessoas que permitiram a minha entrada no mundo do zooplâncton, os doutores Lohengrin Fernandes, Márcia Castro, Ana Bonecker e Sérgio Bonecker. À Janaina Felix pelo constante incentivo e revisão do presente estudo. Às Faculdades Integradas Maria Thereza (Famath), por fornecer espaço para minhas pesquisas nos últimos anos. Finalmente a Petrobras através do Programa Petrobras Socioambiental, patrocinador deste e de tantos outros projetos de conservação. 12

16 PROJETO CARANGUEJO UÇÁ twitter.com/guardioesdomar (21) facebook.com/projetouca