WANESSA DE MELO COSTA

Transcrição

1 UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E AQÜICULTURA WANESSA DE MELO COSTA CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFEROS Brachionus plicatilis Müller, 1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS E DIETA FORMULADA. Recife, PE Fevereiro

2 Livros Grátis Milhares de livros grátis para download.

3 1 UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E AQÜICULTURA WANESSA DE MELO COSTA CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFEROS Brachionus plicatilis Müller, 1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS E DIETA FORMULADA. Dissertação apresentada ao Programa de Pós- Graduação em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura da Universidade Federal Rural de Pernambuco como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura. Orientador: Alfredo Olivera Gálvez, Dr. Recife, PE Fevereiro

4 2 UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E AQÜICULTURA CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFEROS Brachionus plicatilis Müller, 1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS E DIETA FORMULADA. Por: Wanessa de Melo Costa Esta dissertação foi julgada para a obtenção do título de Mestre em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura pelo Programa de Pós-Graduação em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura, e aprovada em sua forma final. Prof. Dr. Paulo Travassos Coordenador do Programa BANCA EXAMINADORA Prof. Dr. Alfredo Olivera Gálvez - Orientador Universidade Federal Rural de Pernambuco Drª. Alitiene Moura Lemos Pereira - Membro externo Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária EMBRAPA - Piauí Prof. Dr. Fernando de Figueiredo Porto Neto - Membro externo Universidade Federal Rural de Pernambuco Prof. Dr. Ronaldo Olivera Cavalli - Membro interno Universidade Federal Rural de Pernambuco Prof. Dr. Sílvio Ricardo Maurano Peixoto - Membro interno (Suplente) Universidade Federal Rural de Pernambuco

5 3 DEDICATÓRIA Aos meus pais, Walter Costa e Vera Lúcia de Melo Costa.

6 4 AGRADECIMENTOS A Deus. À minha família, por todo o apoio durante a minha vida. Ao Programa de Pós-graduação em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), em nome do coordenador prof. Dr. Paulo Travassos, da secretária Selma Santiago e de todos os professores. Ao Departamento de Pesca e Aqüicultura da UFRPE, em nome de todos os funcionários e professores que contribuíram para a minha formação acadêmica. À Coordenadoria da Fundação de Amparo à Ciência e Tecnologia de Pernambuco (FACEPE) que, através da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), me concedeu a bolsa de estudos para o mestrado. Ao professor Dr. Alfredo Gálvez, por me orientar durante o mestrado. Ao professor Ronaldo Cavalli, por suas contribuições neste trabalho. Aos membros da banca examinadora. Ao Laboratório de Piscicultura Marinha da Universidade Federal de Santa Catarina pela concessão da cepa de rotífero utilizada neste trabalho. Ao Laboratório de Limnologia da UFRPE, em nome do professor Dr. William Severi e dos alunos Tereza Paiva, Antony Lima e Márcia Prado pelas análises de água. À M. Sc. Marina Figueiredo, pela nossa grande amizade e por sempre me ajudar. À equipe inicial do zooplâncton do Laboratório de Produção de Alimento Vivo (LAPAVI): Isabela Bacalhau, Emanuell Felipe, Ronaldo Xavier e Jorge Pinheiro. À equipe oficial do zooplâncton do LAPAVI: Ianna Cavalcanti, Gláucia Brito, Renata Nascimento, Yllana Marinho e Ana Paula. À equipe do fitoplâncton pela amizade e pelo suporte em todas as horas necessárias: Danielli Matias, Weruska Costa, Emília Lacerda, Elizabeth Pereira, Nathalia Calazans, Roberta Nery, Renata Alencar, Suzana Maria, Guislaine Souza e Karol Santos. Aos amigos do Laboratório de Maricultura Sustentável: Leônidas Cardoso, Ícaro Gomes, Irũ Guimarães, Henrique Lavander, Ricardo Mendes e André Batista. Aos amigos do mestrado, em especial às amigas Juliana Santos e Sâmia Rocha. Às minhas amigas Maria Zita Tabosa e Elizabeth Siqueira, por tudo! À amiga professora Dra. Fábia Viana, por todos os nossos momentos divertidos! Às amigas Lorena Ávalos, Andrea Santelices e Cláudia Durruty... aquí!!!!!! A Pedro Henrique Barros, pelo carinho, companheirismo e compreensão, sempre! E a todos que passaram pelo LAPAVI e ajudaram a construir essa dissertação.

7 5 RESUMO Os quatro experimentos, divididos em dois artigos, avaliaram o crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis alimentados com microalga e dieta formulada, através da densidade populacional, taxa de crescimento e reprodutiva, tempo de duplicação e produção de ovos dos rotíferos. O artigo 1 avaliou o crescimento populacional de B. plicatilis alimentados com microalga Isochrysis galbana e uma dieta formulada Culture Selco Plus (CSP). No experimento 1, cada unidade experimental foi estocada com 50 rotíferos.ml -1, utilizando microalga I. galbana nas densidades celulares de 50 x 10 4 cél.ml -1 e 500 x 10 4 cél.ml -1, e dieta formulada CSP. Não houve diferença significativa nas densidades diárias dos rotíferos. A densidade final mais alta ocorreu com rotíferos alimentados com microalga na densidade de 50x10 4 cél.ml -1 (268 rotíferos.ml -1 ). No experimento 2, as unidades experimentais foram estocadas com 200 rotíferos.ml -1 e a alimentação foi realizada com as microalgas I. galbana e Nannochloris sp., ambas com densidade celulares de 50x10 4 cél.ml -1 e dieta formulada. Neste experimento, observou-se a maior densidade final (402 rotíferos.ml -1 ) quando os rotíferos foram alimentados com a dieta formulada. Porém, houve diferença significativa (p<0,05) no crescimento populacional diário dos rotíferos. B. plicatilis alcançam densidade populacional mais alta e apresentam múltiplos ovos quando alimentados com dieta formulada (CSP). Artigo 2: experimento 1, foi realizado com três diferentes espécies de microalgas: Chaetoceros calcitrans, na densidade de 2,5x10 4 cél.ml -1, I. galbana e Nannochloropsis sp. na densidade 5x10 4 cél.ml -1 para ambas as espécies. Não houve diferenças significativas entre os tratamentos. No experimento 2, com dieta formulada (CSP) as densidades iniciais de rotíferos foram: 250, 150 e 50 rotíferos.ml -1, tratamentos 1, 2 e 3, respectivamente. A mais alta densidade populacional ao final do cultivo (média de 122 rotíferos.ml -1 ) foi observada quando a densidade inicial foi 250 rotíferos.ml -1 (p<0,05). No tratamento 3, as taxas de crescimento populacional e de duplicação obtiveram valores positivos (0,11±0,09). A taxa reprodutiva foi superior a 0,25 nos tratamentos 2 e 3. As densidades iniciais de rotíferos no cultivo influenciam na densidade populacional e taxas de crescimento e reprodutiva de rotíferos B. plicatilis alimentados com CSP. Palavras-chave: Brachionus plicatilis, microalga, culture selco populacional plus, crescimento

8 6 ABSTRACT The four experiments, divided in two articles, evaluated the population growth of Brachionus plicatilis fed microalgae and formulated diet, by means of population density, growth and reproductive rates, time of duplication and egg production. Article 1 evaluated the population growth of B. plicatilis fed microalgae Isochrysis galbana and formulated diet Culture Selco Plus (CSP). In experiment 1, each experimental unit was stocked with 50 rotifers.ml -1, using microalga I. galbana in the cellular densities of 50x10 4 cells.ml -1 and 500x10 4 cells.ml -1, and CSP. There were no significant differences in the rotifers daily densities. The highest final density occurred in rotifers fed microalga in the density of 50x10 4 cells.ml -1 (268 rotifers.ml -1 ). In experiment 2, the experimental units were stocked with 200 rotifers.ml -1 and feeding was based in the microalgae species I. galbana and Nannochloris sp., both with cellular density of 50x10 4 cells.ml -1 and formulated diet. In this experiment, was observed the highest final density (402 rotifers.ml -1 ) when the rotifers were fed formulated diet. However, there were significant difference (p<0.05) in the daily population growth of the rotifers. B. plicatilis reaches the highest population density and shows multiple eggs when fed formulated diet (CSP). Article 2: experiment 1 was carried out with three microalgae species: Chaetoceros calcitrans, in density of 2.5x10 4 cells.ml -1, I. galbana and Nannochloropsis sp., in density of 5x10 4 cells.ml -1 for both species. There was not significantly difference between treatments. In experiment 2, with formulated diet (CSP), the initial rotifer densities were: 250, 150 e 50 rotifers.ml -1, treatments 1, 2 and 3, respectively. The highest final density at the end of the culture (mean 122 rotifers.ml -1 ) was observed when the initial density was 250 rotifers.ml -1 (p<0.05). In the treatment 3, the rates of population growth and duplication received positive values (0.11±0.09). The reproductive rate was higher than 0.25 in treatments 2 and 3. The initial densities of rotifers in the culture influence population density and growth and reproduction rates of rotifers B. plicatilis fed CSP. Keywords: Brachionus plicatilis, microalgae, culture selco plus, growth population

9 7 LISTA DE TABELAS Artigo 1 Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786, alimentados com microalgas e dieta formulada Tabela 1. Média e desvio padrão da densidade populacional (rotíferos.ml -1 ) de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas em ambos experimentos Tabela 2. Média e desvio padrão das taxas de crescimento específico e tempo de duplicação de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas Tabela 3. Média e desvio padrão da taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas Artigo 2 Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de microalgas e dieta formulada Tabela I. Densidade populacional (rotíferos.ml -1 ) B. plicatilis alimentados com dieta formulada (média±desvio padrão) Tabela II. Taxa de crescimento populacional e tempo de duplicação de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas (média±desvio padrão) Tabela III. Compostos nitrogenados ao final do cultivo de B. plicatilis (média±desvio padrão) Tabela IV. Taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com dieta formulada (média±desvio padrão)... 51

10 8 LISTA DE FIGURAS Artigo 1 Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786, alimentados com microalgas e dieta formulada Figura 1. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 1. 1A: tratamento 1; 1B: tratamento 2; 1C: tratamento Figura 2. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 2. 2A: tratamento 1; 2B: tratamento 2; 2C: tratamento Artigo 2 Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de microalgas e dieta formulada Figura 1. Densidade populacional de B. plicatilis durante o cultivo em beckers de 250 ml. Cada ponto representa a média de quatro réplicas e desvio padrão... 48

11 9 SUMÁRIO DEDICATÓRIA AGRADECIMENTOS RESUMO ABSTRACT LISTA DE TABELAS LISTA DE FIGURAS INTRODUÇÃO...10 REVISÃO DE LITERATURA...12 ARTIGOS A SEREM SUBMETIDOS PARA PUBLICAÇÃO...22 Artigo 1. Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786, alimentados com microalgas e dieta formulada (Submetido à Revista Brasileira de Ciências Agrárias) Resumo...24 Abstract...25 INTRODUÇAO...26 MATERIAL E MÉTODOS...27 RESULTADOS E DISCUSSÃO...28 CONCLUSÃO...34 LITERATURA CITADA...34 Diretrizes para autores - Revista Brasileira de Ciências Agrárias...37 Artigo 2. Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de microalgas e dieta formulada (Submetido à Revista Arquivos de Ciências do Mar do Instituto de Ciências do Mar) Resumo...42 Abstract...43 INTRODUÇÃO...44 MATERIAL E MÉTODOS...45 RESULTADOS E DISCUSSÃO...47 CONCLUSÃO...51 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...51 Diretrizes para autores - Revista Arquivos de Ciências do Mar...55 REFERÊNCIAS...58

12 10 INTRODUÇÃO A produção mundial da aqüicultura no ano de 2004 foi de 59,4 milhões de toneladas e o Brasil apresentou uma produção de t. Durante o período , a captura mundial de peixes cresceu somente 1,1%, enquanto o volume produzido pelas operações de cultivo cresceu 115,8% (FAO, 2006). Os peixes marinhos ocuparam o 5º lugar no ranking de produção em relação aos outros grandes grupos de organismos marinhos cultivados, atingindo cerca de 1,3 milhões de toneladas no ano de 2004, apresentando um aumento de 192% em relação ao ano de 1994 (FAO, idem). Para o cultivo de larvas de várias espécies marinhas de peixes, por exemplo, as microalgas, por estarem na base da cadeia alimentar, são indispensáveis como fonte de alimento (Reitan et al., 1997). Além da alimentação direta de estágios larvais de organismos marinhos, as microalgas podem servir de alimentos para outros organismos utilizados na larvicultura, como rotífero e artêmia (Hamada et al., 1993; Lubzens et al., 1995), que funcionam como recicladores de compostos nitrogenados eliminados pelas

13 11 larvas e também quelantes de alguns metais que se encontram na coluna d água (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, 2002). Quando não se tem o devido conhecimento do hábito alimentar do organismo cultivado, a utilização de alimento vivo na larvicultura apresenta um custo elevado visto que poderá haver perdas excessivas desse alimento. Por isso, os experimentos para determinar a concentração ideal de alimento vivo tornam-se uma alternativa viável nas larviculturas de camarão e peixes marinhos. Uma vez existindo a possibilidade de oscilação na oferta de alimento vivo, como a Artemia, o cultivo de rotíferos em uma larvicultura pode ocasionar uma segurança na alimentação, mesmo que esses organismos não apresentem as mesmas características nutricionais (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, idem). Tendo em vista que a região Nordeste do país tem atualmente uma alternativa promissora para a aqüicultura, sendo ela o cultivo de espécies de peixes pouco estudadas como o beijupirá Rachycentron canadum (Goode, 1884), a viabilidade deste cultivo dependerá também da quantidade e qualidade do alimento ofertado às larvas. O objetivo deste trabalho foi estudar o crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis alimentados com microalga e dieta formulada, através da análise das variáveis densidade populacional, taxa de crescimento e reprodutiva, tempo de duplicação e produção de ovos dos rotíferos.

14 12 REVISÃO DE LITERATURA Há muito, experiências na aqüicultura têm mostrado que a maioria dos peixes e crustáceos adultos pode ser produzida com base apenas em alimento inerte, embora haja vantagens no fornecimento de alimento vivo. Todavia, as fases larvais da maioria destas espécies dependem inteiramente de alimento vivo (Pillay, 1990). Embora a tendência atual seja o uso de alimentos artificiais em aqüicultura, para muitos organismos o alimento natural ainda é vital. Neste caso, nas larviculturas são produzidas não apenas algas como também zooplâncton para o consumo de larvas de peixes, crustáceos e moluscos (Muller-Fuega, 2000). Em muitos casos, as dietas artificiais para a alimentação de organismos aquáticos não suprem as necessidades nutricionais dos organismos, sendo, por isso, geralmente associadas com alimento vivo. Uma dieta adequada é geralmente específica, atendendo às exigências de uma espécie ou um grupo restrito, significando anos de pesquisa e recursos financeiros empregados para sua elaboração (Pereira, 2001).

15 13 Nutricionalmente, as microalgas são fontes de macronutrientes (proteínas, lipídeos, carboidratos), vitaminas e outros elementos-traço. São ainda, ricas em pigmentos, como astaxantina, zeaxantina, clorofila e ficocianina, que são importantes para peixes e camarões (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, 2002). Na busca de microalgas para uso na aqüicultura, muitas espécies foram e continuam sendo estudadas. As preferidas são as que reúnem qualidades ideais de nutrição e digestibilidade, apresentam tamanho celular adequado e suportam condições de cultivo (Silva et al., 2003). O valor nutricional das microalgas depende, principalmente, da sua composição bioquímica. Embora exista uma grande diferença nas composições das microalgas em função da classe e a espécie que se está trabalhando, as proteínas são sempre o maior constituinte orgânico, seguido usualmente de lipídeos e então pelos carboidratos (Coutteau, 1996). Durante anos, rotíferos e náuplios de Artemia têm sido utilizados como alimento inicial para larvas de peixes marinhos. Além disso, são usados comercialmente para cultivar larvas de camarão marinho e peixes de água doce. Outros zooplâncton como copépodos, protozoas e larvas de ostras também são ofertados, porém rotíferos e cladóceros têm provado ser mais eficientes (Hoff e Snell, 2004). Os rotíferos têm vantagens que propiciam o seu uso na aqüicultura, incluindo alta taxa de reprodução, pequeno tamanho, baixa velocidade de natação na coluna d água, alta qualidade nutricional e facilidade de cultivo (Giliberto e Mazzola, 1981;

16 14 Fulks e Main, 1991; Treece e Davis, 2000; Lubzens et al., 2001; Hoff e Snell, op. cit.). Além disso, é um animal filtrador não seletivo que pode ser alimentado com uma extensa variedade de alimentos, incluindo microalgas, leveduras, bactérias e alimentos inertes (Gatesoupe e Robin, 1981; Gatesoupe et al., 1989). Brachionus plicatilis é um rotífero importante na alimentação primária de larvas de muitos animais marinhos cultivados (Groeneweg e Schluter, 1981; Treece e Davis, op. cit.), especialmente de peixes e crustáceos (Groeneweg e Schluter, 1981; Baskerville-Bridges e Kling, 2000; Gallardo et al., 2000; Lubzens et al., op. cit.; Yoshimura et al., 2003; Assavaaree et al., 2003; Curnow et al., 2006). Características biológicas de Brachionus plicatilis O rotífero B. plicatilis encontra-se de acordo com a taxonomia: Filo Rotifera Classe Monogononta Ordem Ploima Família Brachionidae Gênero Brachionus Espécie B. plicatilis Müller, 1786 Esta espécie apresenta pelo menos 13 variedades (estirpes) diferentes em todo o mundo. Porém, são genericamente agrupadas em dois grandes grupos: os da variedade S e os da variedade L (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, op. cit.).

17 15 Vários autores divergem no que diz respeito ao comprimento das diferentes estirpes de rotíferos. Para Fukusho (1989) apud Arancibia e Medel (2005) a estirpe L possui uma lorica de 100 a 340 µm; Pillay (op. cit.) afirma que a estirpe L possui 300 μm a 350 μm e a S possui 150 μm a 200 μm; Dhert (1996) cita que o comprimento da lorica da estirpe L varia de 130 to 340 µm (média de 239 µm) e da estirpe S varia de 100 to 210 µm (média de 160 µm); Barbieri Jr. e Ostrensky Neto (op. cit.) afirmam que a variedade S possui entre 150 a 220 µm e a variedade L, entre 200 e 360 µm. O tamanho do rotífero é basicamente determinado por características genéticas, além da influência do ambiente. Temperatura, salinidade, tipo e disponibilidade de alimentos podem provocar variações de até 15% no tamanho dos rotíferos (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, idem). Os machos possuem tamanho reduzido e são menos desenvolvidos que as fêmeas: alguns medem apenas 60 µm. O corpo desta espécie possui um número constante de células, cerca de 1000, e o crescimento do animal é assegurado pelo aumento de plasma e não por divisão celular (eutélicos) (Dhert, op. cit.). A epiderme contém uma densa camada de proteína como queratina e é chamada de lórica. A forma da lórica e o perfil dos espinhos e ornamentos permitem a identificação das diferentes espécies e morfotipos (Dhert, idem). Além disso, a lórica da estirpe L possui espinhos obtusos angulados e a da estirpe S possui espinhos pontudos (Dhert, idem). A cabeça possui um órgão rotatório ou corona, a qual é facilmente reconhecida pela ciliação anular e dá qual dá origem ao nome do Filo. A corona retrátil garante locomoção e um movimento giratório da água, o qual facilita a tomada de

18 16 partículas pequenas de alimento (principalmente algas e detritos). O tronco contém o trato digestório, o sistema excretor e os órgãos genitais. O órgão caraterístico dos rotíferos é o mástax (aparato calcificado na região da boca), que é muito efetivo na trituração de partículas ingeridas. O pé é uma estrutura retratável sem segmentação, finalizando em quarto dedos (Dhert, ibidem). Rotíferos Monogononta possuem heterogenia cíclica, ou seja, alternam gerações partenogenéticas com gerações bissexuais. A reprodução sexual é induzida por fatores internos e externos (Gilbert, 1977; Hagiwara, 1994 apud Assavaaree et al., op. cit.) O tempo de vida dos rotíferos tem sido estimado entre 3,4 a 4,4 dias a 25 ºC (Dhert, op. cit.). Barbieri Jr. e Ostrensky Neto (op. cit.) afirmam que o tempo médio de vida dos rotíferos é de 6 a 8 dias. Dhert (op. cit.) afirma que rotíferos recém eclodidos se tornam adultos após 0,5 a 1,5 dias e as fêmeas nesse tempo começam a liberar ovos a cada quatro horas aproximadamente. Acredita-se que as fêmeas possam produzir dez gerações de descendência antes de sua morte. Brachionus plicatilis tem a vantagem de ser eurífaga e aceitar uma ampla gama de alimentos (Pourriot, 1991; Treece e Davis, op. cit.). Devido às excelentes taxas de crescimento no cultivo em larga escala e ao rendimento obtido no cultivo de rotíferos, as microalgas tem constituído seu alimento tradicional, sendo as espécies mais utilizadas Chlorella vulgaris, Tetraselmis suecica, Nannochloropsis sp., Phaeodactylum tricornutum, Isochrysis galbana e às vezes Dunaliella tertioleta (Pourriot, idem). Sem dúvida, por considerações econômicas e/ou produtivas, as microalgas freqüentemente

19 17 são utilizadas em conjunto ou individualmente com a levedura Saccharomyces cerevisiae (Coves et al., 1991; Treece e Davis, op. cit.). Condições de cultivo O cultivo de rotíferos pode ser feito com base em diferentes tipos de alimento, sendo os mais comuns as leveduras (S. cerevisiae e Candida sp.), algas secas em pó, microalgas e alguns produtos comerciais, sendo utilizados na melhoria de sua qualidade nutricional, a qual é de grande importância para sobrevivência e crescimento de larvas de peixes (Lavens et al., 1992; Nagata e Whyte, 1992; Caric et al., 1993; Fernandez- Reiriz et al., 1993; Sandnes et al., 1994 apud Lie et al., 1997). A dieta formulada mais freqüentemente usada na Europa para o cultivo de rotíferos é Culture Selco utilizável na forma seca. Ela tem sido formulada como um completo substituto da microalga viva e ao mesmo tempo garante a incorporação de altos níveis de EFA (ácidos graxos essenciais) e vitaminas nos rotíferos. A composição bioquímica do Culture Selco consiste de 45% de proteínas, 30% de carboidratos, 15% de lipídeos (33% dos quais são (ω-3) HUFA - ácidos graxos altamente insaturados) e 7% de cinzas. As características físicas são ótimas para a ingestão pelos rotíferos: a partícula, com 7 µm de tamanho médio, permanece em suspensão na coluna d água e não lixivia (Dhert, op. cit.). A qualidade nutricional do rotífero na larvicultura pode ser manipulada pelo seu regime alimentar (Srivastava et al., 2006). De acordo com Dhert et al. (2001), produtos comerciais têm sido formulados de forma a incrementar o conteúdo lipídico e vitamínico dos rotíferos.

20 18 É possível produzir rotíferos com altos valores nutricionais, porém, sua qualidade fica aquém dos valores ótimos, devido a sua baixa qualidade higiênica e diversas outras condições como baixa taxa reprodutiva e velocidade de natação (Dhert et al., idem). Kostopoulou et al. (2006) analisaram as mudanças na estratégia reprodutiva de B. plicatilis sob diferentes regimes alimentares comparando o uso de Selco em relação à levedura de pão S. cerevisiae, ambos associados com a microalga T. suecica e observaram que a densidade e a taxa reprodutiva foram mais altas com levedura, enquanto que a taxa de crescimento específico foi mais alta com Selco. Durante a fase exponencial do cultivo de rotíferos, uma taxa reprodutiva abaixo de 0,25 indica que o cultivo não está em boas condições e provavelmente se manterá estável ou haverá uma queda na densidade populacional e isto normalmente está associado à má qualidade ou à baixa quantidade de alimento, ou ainda, à condições ambientais desfavoráveis (Arancibia e Medel, op. cit.). Utilizando um sistema de recirculação, Suantika et al. (2003) encontraram taxas de crescimento específico de 0,50 para rotíferos alimentados com Culture Selco. Sabe-se que a temperatura afeta a produtividade dos rotíferos (Miracle e Serra, 1989). B. plicatilis é mais produtiva abaixo de 26 ºC (Fielder et al., 2000) e alcança seu ótimo crescimento entre 18 e 25 C (Dhert, op. cit.). Para Hagiwara (1993 e 1994 apud Assavaaree et al., op. cit.), as faixas ótimas de temperatura para reprodução sexual e crescimento populacional de B. plicatilis são 15 a 25 ºC e 25 a 30 ºC, respectivamente.

21 19 Para B. plicatilis, a salinidade é um importante fator ambiental que afeta reprodução e crescimento, tendo ambos influência ecológica e de cultivo (Lubzens et al. 2001; Derry et al apud Lowe et al., 2005). B. plicatilis é uma espécie eurialina, habitando em meios com salinidade entre 2 e 100 (Fengqi, 1996). Para Lubzens (1987), embora B. plicatilis possa suportar largas faixas de salinidade, desde 1 a 97, a ótima faixa para reprodução pode ser inferior a 35. Da mesma opinião são Lubzens et al. (1985) e Snell (1986) apud Lubzens et al. (op. cit.), citando faixa ótima de salinidade para reprodução assexual entre 10 e 25. A taxa de reprodução depende da salinidade, temperatura quantidade e qualidade de alimento e é espécie específica (Snell, 1986; Lubzens, 1987; Miracle e Serra, 1989; Korstad et al., 1989a,b; Hirayama, 1990 apud Lubzens et al., op. cit.). O nível de oxigênio dissolvido na água de cultivo depende da temperatura, densidade de rotífero e tipo de alimento (Dhert, op. cit.). A maioria dos rotíferos podem sobreviver em águas com oxigênio dissolvido a 2 mg.l -1 (Sorgeloos e Lavens, 1996). Fukusho (1989) apud Arancibia e Medel (op. cit.) afirma que B. plicatilis consome 0,7 mg.l -1 de oxigênio/dia, a 20 ºC, aumentando para 1,0 mg.l -1 de oxigênio/dia, a 25 ºC e 1,6 mg.l -1 de oxigênio/dia, a 30 ºC. Pouco se sabe sobre a real importância da intensidade luminosa no cultivo de rotíferos, porém os cultivo interiores se desenvolvem com luz permanente ou parcial, entre 2000 e 5000 lux, com um fotoperíodo de 16:8 horas de luz:escuro. Em todo caso,

22 20 se utilizar microalgas como alimento, convém manter luz contínua superficial com o objetivo de permitir o desenvolvimento permanente destas (Rivas et. al, 1990 apud Arancibia e Medel, op. cit.). Rotíferos se desenvolvem em níveis de ph em torno de 6,6. Sob condições de cultivo, os melhores resultados são obtidos com ph próximo de 7,5 (Dhert, op. cit.). Arancibia e Medel (op. cit.) afirmam que a literatura mostra uma ampla faixa de tolerância a ph dos rotíferos (entre 5 e 10). Hirayama (1990) apud Arancibia e Medel (op. cit.) observou que em tanques de produção em larga escala, rotíferos suportam ph entre 7,1 e 7,5 quando alimentados com levedura. Poucas informações sobre a toxicidade de compostos nitrogenados como amônia, uréia, nitrito e nitrato que se acumulam no meio de cultivo de rotíferos, são disponíveis (Arancibia e Medel, op. cit.). Altos níveis de amônia não-ionizada são tóxicos para rotíferos, mas, se cultivados em condições com concentrações de NH 3 inferiores a 1 mg.l -1 parece não provocar problemas ao cultivo (Dhert, op. cit.). Hoff e Snell (op. cit.) e (Coves et al., 1990 apud Sorgeloos e Lavens, op. cit.) também recomendam que o nível de amônia livre (tóxico) nos cultivos de rotíferos não excedam 1 mg.l -1. Estudos que caracterizaram a atividade da enzima protease em larvas de diferentes espécies de peixes marinhos concluíram que devido ao baixo desenvolvimento do trato digestivo durante as primeiras 2 ou 3 semanas após a eclosão, peixes marinhos são fortemente dependentes de enzimas exógenas fornecidas pelo

23 21 alimento vivo (Díaz et al., 1997). Isso foi confirmado por vários experimentos mostrando melhor crescimento de larvas alimentadas com organismos vivos (Dabrowski, 1979; Lauff e Hofer, 1984; Munilla-Moran et al., 1990; Kolkovski et al., 1993; Walford e Lam, 1993 apud Díaz et al., idem). Em contraste, alguns autores têm sugerido que, em algumas espécies, no momento da primeira alimentação, os níveis das principais enzimas podem ser bastantes para permitir a digestão da presa ou uma dieta artificial (Baragi & Lowell, 1986; Cahu e Zambonino, 1994 apud Díaz et al., idem). Portanto, estudos com alimento vivo e dieta formulada são indispensáveis para definir, tanto quanti como qualitativamente, o tipo de dieta adequada destinada às larvas de peixes, além de obter conhecimento a cerca do manejo desses alimentos a fim de alcançar resultados satisfatórios nas larviculturas e conseqüentemente, na engorda dos peixes.

24 ARTIGOS A SEREM SUBMETIDOS PARA PUBLICAÇÃO 22

25 23 Artigo 1 Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786, alimentados com microalgas e dieta formulada

26 24 Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786, alimentados com microalgas e dieta formulada Population growth of the rotifer Brachionus plicatilis Müller, 1786, fed microalgae and formulated diet Wanessa de M. Costa 1, Marina B. Figueiredo, Ronaldo O. Cavalli, Alfredo O. Gálvez Resumo O presente trabalho avaliou o crescimento populacional de Brachionus plicatilis alimentados com microalgas e dieta formulada em dois experimentos. No experimento 1, cada unidade experimental foi estocada com 50 rotíferos.ml -1, utilizando a microalga Isochrysis galbana nas densidades celulares de 50 x 10 4 cél.ml -1 e 500 x 10 4 cél.ml -1, e uma dieta formulada Culture Selco Plus (CSP). Não houve diferença significativa nas densidades diárias dos rotíferos. A densidade final mais alta ocorreu com rotíferos alimentados com microalga na densidade de 50x10 4 cél.ml -1 (268 rotíferos.ml -1 ). No experimento 2, as unidades experimentais foram estocadas com 200 rotíferos.ml -1 e a alimentação foi realizada com as microalgas I. galbana e Nannochloris sp., ambas com densidade celulares de 50 x 10 4 cél.ml

27 25 Abstract The present study evaluated the population growth of Brachionus plicatilis fed microalgae and a formulated diet in two experiments. In experiment 1, each experimental unit was stocked with 50 rotifers.ml -1, using the microalga Isochrysis galbana in the cellular densities of 50 x 10 4 cells.ml -1 and 500 x 10 4 cells.ml -1, and formulated diet Culture Selco Plus (CSP). There were no significant differences in the rotifers daily densities. The highest final density occurred with rotifers fed microalga in the density of 50x10 4 cells.ml -1 (268 rotifers.ml -1 ). In experiment 2, the experimental units were stocked with 200 rotifers.ml -1 and the feeding was based on the microalgae I. galbana and Nannochloris sp., both in the cellular density of 50 x 10 4 cells.ml -1 and CSP. In this experiment, the highest final density (402 rotifers.ml -1 ) was observed when the rotifers were fed formulated diet. However, there were significant difference (p<0.05) in the daily population growth of the rotifers. B. plicatilis reaches the highest population density and shows multiple eggs when fed formulated diet (CSP). Keywords: zooplankton, Isochrysis galbana, Nannochloris sp., culture selco plus

28 INTRODUÇÃO Experiências na aqüicultura têm mostrado que juvenis e adultos de peixes e crustáceos podem ser produzidos com base apenas em dietas formuladas, embora haja vantagens no fornecimento de alimento vivo. Todavia, as fases iniciais da maioria destas espécies ainda dependem quase que exclusivamente do fornecimento de alimento vivo (Pillay, 1990). Durante anos, rotíferos e náuplios de Artemia têm sido utilizados como alimento inicial para larvas de peixes marinhos. Os náuplios de Artemia também são utilizados comercialmente para cultivar larvas de camarão marinho e peixes de água doce. Outros zooplanctontes, como copépodos, protozoas e larvas de ostras também são utilizados, porém rotíferos e cladóceros têm provado ser mais eficientes para as larviculturas (Hoff & Snell, 2004). Rotíferos Brachionus plicatilis são indispensáveis na larvicultura de uma grande quantidade de peixes marinhos devido a características como pequeno tamanho ( μm), reduzida mobilidade e permanência na coluna d água, capacidade de produção em larga escala, facilidade de manejo em termos de assimilação de substâncias enriquecedoras e bactericidas, e ampla faixa de tolerância a mudanças no meio de cultivo (Giliberto & Mazzola, 1981; Hirayama, 1985; Sorgeloos & Léger, 1992; Hoff & Snell, 2004). Vários estudos foram realizados de forma a melhorar a qualidade e a produção de rotíferos, enfocando a utilização de emulsões de lipídios, microalgas, leveduras e várias dietas inertes (Mourente et al., 1993; Lie et al., 1997; Kostopoulou et al., 2006). A espécie de microalga utilizada na alimentação de B. plicatilis pode afetar sua qualidade nutricional, incluindo seu tamanho, composição química e nas condições microbiológicas do cultivo (Reitan et al., 1997). Dhert et al. (2001) afirmaram que quando microalgas de boa qualidade são disponibilizadas em grandes quantidades, elas se constituem numa excelente dieta para os rotíferos, principalmente por fornecerem altos níveis de ácidos graxos essenciais. Dentre as várias espécies de microalgas, o conteúdo específico de ácidos graxos essenciais DHA 22:6 ω-3 em Isochrysis galbana, e seu relativamente fácil cultivo em larga escala, a faz ser um atrativo em laboratórios comerciais (Lubzens et al., 1985; Whyte & Nagata, 1990; Sukenik & Wahnon, 1991; Mourente et al., 1993, apud Dhert et al., 2001). Porém, na maior parte do tempo, a produção de algas demanda muito

29 27 trabalho, não sendo economicamente viáveis para a alimentação do rotífero (Coutteau & Sorgeloos, 1997). O presente trabalho teve como objetivo estudar o crescimento populacional de rotíferos B. plicatilis através das taxas de crescimento específico e reprodutiva e produção de ovos, alimentados com dieta formulada e microalga em diferentes densidades. MATERIAL E MÉTODOS Realizaram-se dois experimentos com rotíferos Brachionus plicatilis alimentados com diferentes dietas monoalgais (alimento vivo) e uma dieta formulada (CSP - Culture Selco Plus, INVE N.V., Bélgica). Os experimentos foram realizados no Laboratório de Produção de Alimento Vivo (LAPAVI) do Departamento de Pesca e Aqüicultura da Universidade Federal Rural de Pernambuco. A cepa de B. plicatilis foi obtida no Laboratório de Piscicultura Marinha (LAPMAR) da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC), sendo mantida sob as condições ideais para a espécie, no LAPAVI para fins experimentais. No experimento 1, com duração de quatro dias, os rotíferos foram alimentados com microalga Isochrysis galbana, em duas densidades, e com CSP. Três tratamentos foram então estabelecidos: I. galbana nas concentrações de 50 x 10 4 cél.ml -1 (Tratamento 1) e de 500 x 10 4 cél. ml -1 (Tratamento 2) e CSP (Tratamento 3). A dieta formulada foi fornecida de acordo com as especificações do fabricante, ou seja, 0,7, 0,5 e 0,4 g de CSP para cada milhão de rotíferos nos dias 1, 2 e 3, respectivamente. A densidade inicial de rotíferos foi de 50 rotíferos.ml -1. No experimento 2, realizado durante cinco dias, os tratamentos foram Nannochloris sp. na densidade de 50 x 10 4 cél.ml -1 (Tratamento 1), I. galbana na concentração de 50x10 4 cél. ml -1 (Tratamento 2) e CSP nas mesmas quantidades do experimento 1 (Tratamento 3). Neste experimento, as unidades foram inicialmente inoculadas com 200 rotíferos.ml -1. Em ambos os experimentos, os rotíferos foram cultivados em recipientes plásticos transparentes cilindro-cônicos, com volume útil de 1,5 L. Uma pedra porosa, colocada no centro de cada recipiente, forneceu aeração constante. Lâmpadas fluorescentes proviam cerca de 3000 lux, num fotoperíodo de 24 h de luz. A água do mar, com salinidade 34, foi previamente filtrada em areia e filtro tipo cartucho, porosidade 3 μm.

30 28 As microalgas foram provenientes do banco de cepas do LAPAVI, onde são rotineiramente mantidas utilizando o tipo de cultivo semi-contínuo com meio Conway (Walne, 1974). As microalgas utilizadas nos dois experimentos se encontravam na fase exponencial de crescimento. Em cada unidade experimental, a quantidade residual de microalgas (não consumidas pelos rotíferos) foi estimada diariamente a partir do segundo dia de cultivo com uma câmara de Neubauer. Desta forma, através da determinação da densidade celular, foi calculado o volume do meio de cultivo de microalga a ser adicionado em cada uma das unidades de cultivo de rotíferos. Para avaliar o crescimento populacional de B. plicatilis foram realizadas contagens diárias dos indivíduos de cada unidade experimental, em câmara de Sedgewick-Rafter através de uma sub-amostra, fixada em formalina a 4%. Nesta oportunidade também foi estimada a quantidade de ovos para analisar a produção de múltiplos ovos. A taxa de crescimento específico (r) foi estimada pela equação: r = (lnn 1 lnn 0 )/t (Omori & Ikeda, 1984), onde N 0 = densidade inicial de rotíferos (indivíduos.ml -1 ), N 1 = densidade de rotíferos após o período de cultivo (t) e t = período de cultivo (dias). O tempo de duplicação (d) foi calculado de acordo com a equação: d = ln2/r e a taxa reprodutiva (O/F) pela relação de ovos por fêmea. Diariamente foram mensuradas as variáveis oxigênio dissolvido e temperatura com um analisador multi-parâmetro (YSI 55, EUA), enquanto a salinidade e o ph foram medidos com refratômetro (Atago, S10-E) e medidor de ph eletrônico (ph Meter Tec-2, Tecnal), respectivamente. Em ambos os experimentos, foi aplicado o delineamento inteiramente casualizado, com três tratamentos e quatro repetições. Os resultados foram tratados estatisticamente através do teste de Kolmogorov-Smirnov para normalidade, teste de Cochran para homogeneidade e, em seguida, análise de variância - ANOVA. Diferenças significativas entre as médias (p<0,05) foram testadas pelo teste de Duncan. RESULTADOS E DISCUSSÃO Os resultados das taxas de crescimento específico e reprodutiva, tempo de duplicação e produção de ovos estão descritos a seguir. As variáveis hidrológicas salinidade, temperatura, ph e oxigênio dissolvido não apresentaram variações significativas (p>0,05) entre os tratamentos ao longo destes experimentos.

31 29 As médias das densidades populacionais de B. plicatilis ao longo do experimento 1 estão representadas na Tabela 1. Não foram encontradas diferenças significativas na densidade de rotíferos entre os tratamentos (p>0,05). Tabela 1. Média e desvio padrão da densidade populacional (rotíferos.ml -1 ) de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas em ambos experimentos Table 1. Mean and standard deviation of the population density of B. plicatilis fed different diets in both experiments Dieta Dia Experimento 1 Isochrysis galbana (50) 38±7,9 ª 127±28,9 ª 268±88,2 ª Isochrysis galbana (500) 46±18,4 ª 107±52,7 ª 199±58,3 ª Culture Selco Plus 59±9,1 ª 156±21,0 a 228±46,0 a Experimento 2 Isochrysis galbana (50) 210±66,3 ª 177±15,1 ª 199±29,7 ª 182±121,4 b Nannochloris sp. 167±76,3 ª 112±22,7 b 130±21,2 ª 154±14,5 b Culture Selco Plus 168±63,8 ª 207±45,6 a 196±68,6 a 401±116,3 a Dentro de cada experimento, letras diferentes na mesma coluna indicam diferenças significativas Within each experiment, different letters in the same column indicate significant differences Para o primeiro e o terceiro dia do experimento 2 não foram observadas diferenças significativas entre os tratamentos (p>0,05). Por outro lado, foram identificadas diferenças significativas (p<0,05) para o 2 e 4 dias. No segundo dia, os rotíferos alimentados com I. galbana e CSP apresentaram um maior crescimento populacional em relação aos alimentados com Nannochloris sp. (p=0,0053). No quarto dia, a densidade de rotíferos alimentados com CSP foi significantemente maior que nos demais tratamentos (p=0,0111) (Tabela 1). De acordo com Dhert et al. (2001), a alimentação e o conseqüente enriquecimento nutricional de rotíferos são baseados na administração contínua de compostos nutricionais essenciais durante seu cultivo. Rotíferos alimentados seguindo essa estratégia são nutricionalmente mais estáveis. Essa estratégia de alimentação é mais comum em cultivos contínuos ou em sistemas de recirculação. O modelo japonês de produção de rotíferos faz uso da pasta da microalga Chlorella condensada suplementada com vitaminas e HUFA (Fu et al., 1997 apud Dhert et al. 2001), enquanto o modelo europeu trabalha com uma dieta completamente formulada. Culture Selco é provavelmente a dieta mais usada no cultivo de rotíferos na Europa por ter excelente composição de ácidos graxos essenciais, particularmente ácidos graxos altamente poli-insaturados (HUFA) (Léger et al., 1989 apud Dhert et al. 2001). Segundo o fabricante, CSP tem 15,6 mg.g -1 de matéria seca de HUFA (ω-3).

32 30 Os resultados do experimento apontaram que a maior densidade final do cultivo ocorreu quando os rotíferos foram alimentados com CSP. Esse resultado possivelmente foi alcançado por causa da composição deste alimento, a qual preencheria de forma mais satisfatória as exigências nutricionais, resultando num maior crescimento da espécie aqui estudada. O tipo de alimento afeta a estrutura da população de B. plicatilis, resultando em significativas diferenças na taxa de crescimento (Kostopoulou et al., 2006). Essas diferenças também foram observadas no experimento 2, no qual foi observado que CSP proporcionou taxa de crescimento mais elevada que as microalgas, as quais resultaram em valores negativos (Tabela 2).

33 31 uma queda na densidade populacional e isto normalmente está associado à má qualidade ou à baixa quantidade de alimento, ou ainda, à condições ambientais desfavoráveis (Arancibia & Medel, 2005). No experimento 1, a taxa reprodutiva foi superior a 0,25 em todos os tratamentos, indicando que a alimentação e as condições ambientais foram favoráveis ao cultivo (Tabela 3). Kostopoulou et al. (2006) analisaram as mudanças na estratégia reprodutiva de B. plicatilis sob diferentes regimes alimentares comparando o uso de Selco em relação à levedura de pão Saccharomyces cerevisiae, ambos associados com a microalga Tetraselmis suecica e observaram que a densidade e a taxa reprodutiva foram mais altas com levedura, enquanto que a taxa de crescimento específico foi mais alta com Selco. No experimento 1, não houve diferenças significativas na taxa reprodutiva. No experimento 2, essa taxa foi mais alta quando os rotíferos foram alimentados com I. galbana e com CSP (Tabela 3). A diferença entre as taxas reprodutivas de rotíferos alimentados com I. galbana dos experimentos 1 e 2 pode estar relacionada à densidade do rotíferos (50 e 200 rotíferos.ml -1 nos experimentos 1 e 2, respectivamente) e à concentração de microalga oferecida, a qual foi constante (50x10 4 cél.ml -1 ) do início ao fim dos experimentos. Tabela 3. Média e desvio padrão da taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas Table 3. Mean and standard deviation of the reproductive rate of the B. plicatilis fed different diets Dieta Taxa reprodutiva (ovos/fêmea) Experimento 1 T1 - Isochrysis galbana (50) 0,45±0,03 ª T2 - Isochrysis galbana (500) 0,45±0,09 ª T3 - Culture Selco Plus 0,38±0,03 ª Experimento 2 T1 - Isochrysis galbana (50) 0,14±0,01 ª T2 - Nannochloris sp. (50) 0,09±0,03 b T3 - Culture Selco Plus 0,25±0,04 ª Dentro de cada experimento, letras diferentes na mesma coluna indicam diferenças significativas Within each experiment, different letters in the same column indicate significant differences Kostopoulou et al. (2006) afirmaram que rotíferos alimentados com levedura e Culture Selco possuíam um maior número de fêmeas com múltiplos ovos, fato também observado no experimento 1, tanto no tratamento com microalga quanto com CSP (Figura 1). Porém, fêmeas com múltiplos ovos, no experimento 2, foram observadas apenas no tratamento com CSP (Figura 2).

34 32 A 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% B 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% C 100% 80% 60% 40% 20% 0% Tempo (dias) Rotíferos sem ovos Rotíferos com 1 ovo Rotíferos com 2 ovos Rotíferos com 3 ovos Rotíferos com 4 ovos Apenas ovos Figura 1. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 1. 1A: tratamento 1; 1B: tratamento 2; 1C: tratamento 3 Figure 1. Percentage of B. plicatilis with and without eggs on the experiment 1. 1A: treatment 1; 1B: treatment 2; 1C: treatment 3

35 33 A 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% B 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% C 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% Tempo (dias) Rotíferos sem ovos Rotíferos com 1 ovo Rotíferos com 2 ovos Apenas ovos Figura 2. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 2. 2A: tratamento 1; 2B: tratamento 2; 2C: tratamento 3 Figure 2. Percentage of B. plicatilis with and without eggs on the experiment 2. 2A: treatment 1;2B: treatment 2; 2C: treatment 3 Segundo Martínez-Fernández et al. (2006), I. galbana possui alto teor de lipídios. Patil et al. (2007), estudando a composição de ácidos graxos de 12 microalgas com possível uso na aqüicultura, reportaram que a microalga I. galbana possui alto teor de DHA nos ácidos graxos poliinsaturados. No presente trabalho, esses altos teores de

36 34 lipídios e DHA podem ter refletido no desempenho reprodutivo dos rotíferos alimentados tanto com a espécie de microalga citada quanto com a dieta formulada. CONCLUSÕES A dieta formulada Culture Selco Plus (CSP) interfere positivamente nas taxas de crescimento específico e reprodutiva e na produção de ovos de rotíferos Brachionus plicatilis. Estes resultados são devido ao melhor valor nutricional que CSP proporciona aos rotíferos. LITERATURA CITADA Arancibia, A. S.; Medel, A. V. Cultivo de alimento vivo para larvas de peces marinos. In: Arancibia, A. S. Cultivo de peces marinos. Coquimbo: ImprentaImagen. Facultad de Ciências del Mar, p Coutteau, P. Micro-algae. In: Lavens, P.; Sorgeloos, P. FAO Fisheries Technical Paper 361- Manual on the production and use live food for aquaculture. Roma. 295p, Coutteau, P.; Sorgeloos, P. Manipulation of dietary lipids, fatty acids and vitamins in zooplankton cultures. Freshwater Biology, v.38, p , Dhert, P.; Rombaut, G.; Suantika, G.; Sorgeloos, P. Advancement of rotifer culture and manipulation techniques in Europe. Aquaculture, v.200, p , Giliberto, S.; Mazzola. A. Mass culture of Brachionus plicatilis with integrated system of Tetraselmis suecica and Saccharomyces cereviseae. Journal World Mariculture Society, v.12, n.2, p , Hirayama, K. Biological aspects of the rotifer Brachionus plicatlis as a food organism for mass culture of seeding. Coll. Franco-Japonais Océanogr. v.8, p , Hoff, F.H.; Snell, T.W. Plankton culture manual. Sixth edition. Florida, USA: Florida Aqua Farms, Inc., p.

37 35 Kostopoulou, V.; Miliou, H.; Katis, G.; Verriopoulos, G. Changes in the population structure of the lineage Nevada belonging to the Brachionus plicatilis species complex, batch-cultured under different feeding regimes. Aquaculture International, v.14, p , Lie, Ø.; Haaland, H.; Hemre, G.I.; Maage, A.; Lied, E.; Rosenlund, G.; Sandnes, K.; Olsen, Y. Nutritional composition of rotifers following a change in diet from yeast and emulsified oil to microalgae. Aquaculture International, v.5, p , Martínez-Fernández, E.; Acosta-Salmón, H.; Southgate, P. C. The nutritional value of seven species of tropical microalgae for black-lip pearl oyster (Pinctada margaritifera, L.) larvae. Aquaculture, v.257, p , Mourente, G., Rodriguez, A.; Tocher, D.R.; Sargent, J.R. Effects of dietary docosahexaenoic acid (DHA;22 :6n-3) on lipid and fatty acid compositions and growth in gilthead sea bream (Sparus aurata L) larvae during first feeding. Aquaculture, v.112, p.79 98, Omori, M.; Ikeda, T. Methods in marine zooplankton ecology. Wiley: New York, p. Patil, V.; Källqvist, T.; Olsen, E.; Vogt, G.; Gislerød, H. R. Fatty acid composition of 12 microalgae for possible use in aquaculture feed. Aquaculture International, v.15, p.1-9, Pillay, T. V. R. Aquaculture: principles and practices. Fishing News Books, Blackwell Science Ltd., p. Reitan, K. I.; Rainuzzo, J. R.; Øie, G.; Olsen, Y. A review of the nutritional effects of algae in marine fish larvae. Aquaculture, v.155, p , Sorgeloos, P.; Léger, P. Improved larviculture outputs of marine fish, shrimp and prawn. Journal of the World Aquaculture Society, v.23. n.4, p , 1992.

38 36 Suantika, G.; Dhert, P.; Sweetman, E.; O brien, E.; Sorgeloos, P. Technical and economical feasibility of a rotifer recirculation system. Aquaculture, v.227, p , Walne, P. Culture of bivalve mollusk, 50 years of experience at Conway. Fishing New (books), Farham p.

39 37 Diretrizes para autores - Revista Brasileira de Ciências Agrárias O trabalho submetido à publicação deverá ser cadastrado no portal da revista. O cadastro deverá ser preenchido apenas pelo autor correspondente que se responsabilizará pelo artigo em nome dos demais autores. Só serão aceitos trabalhos depois de revistos e aprovados pela Comissão Editorial, e que não foram publicados ou submetidos em publicação em outro veículo. Excetuam-se, nesta limitação, os apresentados em congressos, em forma de resumo. Os trabalhos subdivididos em partes I, II..., devem ser enviados juntos, pois serão submetidos aos mesmos revisores. Solicita-se observar as seguintes instruções para o preparo dos artigos. Composição seqüencial do artigo a) Título: no máximo com 15 palavras, em que apenas a primeira letra da primeira palavra deve ser maiúscula. Como chamada referente ao título, deve-se usar n?-índice que poderá indicar se foi trabalho extraído de tese, ou apresentado em congresso, entidades financiadoras do projeto e, necessariamente, a data (Recebido para publicação em / / ) em que o trabalho foi recebido para publicação; b) Nome(s) do(s) autor(es): por extenso apenas o primeiro nome e o último sobrenome e separados por vírgula, e somente a primeira letra do nome e dos sobrenomes deve ser maiúscula. Colocar referência de nota no final do último sobrenome de cada autor para fornecer, logo abaixo, endereço institucional, incluindo telefone, fax e . Os autores pertencentes a uma mesma instituição devem ser referenciados por uma única nota. A condição de bolsista poderá ser incluída. Não deve ser colocado ponto ao final de cada nota; c) Os artigos deverão ser compostos por, no máximo, 6 (seis) autores; d) Resumo: no máximo com 15 linhas; e) Palavras-chave: no mínimo três e no máximo cinco, não constantes no Título; f) Título em inglês no máximo com 15 palavras, ressaltando-se que só a primeira letra da primeira palavra deve ser maiúscula; g) Abstract: no máximo com 15 linhas, devendo ser tradução fiel do Resumo; h) Key words: no mínimo três e no máximo cinco; i) Introdução: destacar a relevância do artigo, inclusive através de revisão de literatura; j) Material e Métodos; k) Resultados e Discussão; l) Conclusão devem ser escritas de forma sucinta, isto é, sem comentários nem explicações adicionais, baseando-se nos objetivos da pesquisa; m) Agradecimentos (facultativo); n) Literatura Citada. Quando o artigo for escrito em Inglês ou em Espanhol, o título, resumo e palavraschave deverão também constar, respectivamente, em Português e em Inglês, mas com a seqüência alterada, vindo primeiro no idioma principal. Edição do texto a) Processador: Word for Windows; b) Texto: fonte Times New Roman, tamanho 12. Não deverá existir no texto palavras em negrito; c) Espaçam-ento: duplo entre o título, nome(s) do(s) autor(es), resumo e abstract; simples entre item e subitem; e no texto, espaço 1,5; d) Parágrafo: 0,5 cm;