DIVERSIDADE DE CULTURAS ALTERA A ABUNDÂNCIA DE MICRO- ORGANISMOS DO SOLO CROP DIVERSITY ALTER ABUNDANCE SOIL MICRORGANISM

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1 DIVERSIDADE DE CULTURAS ALTERA A ABUNDÂNCIA DE MICRO- ORGANISMOS DO SOLO CROP DIVERSITY ALTER ABUNDANCE SOIL MICRORGANISM Resumo Andreia de Oliveira Vieira (1) Daniela T. S. Campos 1 (2) Sebastião C. Guimarães2 (3) Claudinei Kappes 3 (4) O objetivo deste estudo foi verificar se o aumento da diversidade de culturas por meio da rotação de culturas altera a abundância de micro-organismos nos solos agrícolas. Para isso, foi analisado o número de cópias dos genes de, Fungo e Archaea na camada superficial de solo, sob sistema de produção de monocultura (soja/pousio), de sucessões (soja/milheto e soja/milho), e de rotações ([soja/milheto - soja/crotalária - milho braquiária] e [soja/crotalária - soja/milhobraquiária - braquiária]), implantados a seis anos em solo argiloso. Os sistemas de produção com maior diversidade de plantas aumentam o conjunto de micro-organismos (, Fungo e Archaea). Palavras-chave: Monocultura. Rotação de culturas. Sistemas de produção. Abstract The aim of this study was to verify whether the increase of diversity crop through crop rotation alters the abundance of microorganisms in agricultural soils. To this, was analyzed the number of copies of bacterial, Fungi and Archaea genes in the surface layer of soil in monoculture production system (soybean / fallow) sequences (soybean / millet, and soy / corn), and spins ([soybean / millet - soybean / crotalaria - corn brachiaria] and [soybean / crotalaria - soybean / corn brachiaria - braquiária]), deployed to six years in clay soil. The production systems with greater diversity of plants increases the range of microorganisms (, Fungi and Archaea). Keywords: Monoculture. Crop rotation. Production systems. 1 Introdução A camada superficial do solo regula muita das funções e processos que dão suporte a vida. A biota do solo exerce papel principal deste sistema de suporte. Esta é responsável pela ' Doutoranda em Agricultura Tropical pela UFMT. Docente do Instituto Federal do Mato Grosso. Endereço eletrônico: andreia.vieira@cnp.ifmt.edu.br. % Doutora em Microbiologia Agrícola pela UFV. Docente da Universidade Federal do Mato Grosso. Endereço eletrônico: camposdts@yahoo.com.br. - Doutor em Fitotecnia pela UFLA. Docente da Universidade Federal do Mato Grosso. Endereço eletrônico: sheep@ufmt.br., Doutor em Agronomia pela UNESP. Pesquisador da Fundação MT. Endereço eletrônico: claudineikappes@fundacaomt.com.br.! "#$%&'() %'*,-(

2 ciclagem de carbono (C) e nitrogênio (N), transformação da matéria orgânica MOS) ou sequestro do C, troca de gases e a mitigação de poluentes. Como os resíduos vegetais são a principal fonte de MOS, e os micro-organismos adquirem energia e C no processo de decomposição dessa biomassa, o sistema de produção agrícola adotado influencia os microorganismos e seus processsos. Isto porque diferentes espécies de plantas exsudam diferentes compostos bioquímicos (GRAYSTON et al. 1998) e as comunidades microbianas respondem ao tipo e a diversidade de substratos carbonados exsudados pelas raízes das plantas (JOHNSON, PHOENIX e GRIME, 2008; GRAYSTON, VAUGHAN e JONES, 1996). Assim, maior diversidade de plantas melhora a nutrição dos micro-organismos e consequentemente, os processos como a decomposição e a ciclagem de nutrientes mediados por estes. Diante destas evidências, o objetivo deste estudo foi determinar se o aumento da diversidade de culturas por meio da rotação de culturas aumenta a abundância de microorganismos no solo. 2 Material e Métodos A pesquisa foi desenvolvida com amostras de solos coletadas em um experimento de da Fundação MT), na Estação Experimental Cachoeira, no município de Itiquira, MT (17 09' S, 54 45' W) a 490 m de altitude. O solo é Latossolo Vermelho Distrófico de textura muito argilosa, que foi cultivado por mais de 25 anos com soja/milho e a partir do ano agrícola de 2008/2009, foi implantado o experimento. Os sistemas de produção estão distribuídos no campo segundo o delineamento experimental em blocos casualizados, com quatro repetições, em parcelas de 20 x 45 m. A semeadura foi mecanizada e a adubação realizada de acordo com Sousa e Lobato (2004). Não é realizado adubação nas culturas: milheto, crotalária e braquiária. As amostras de solo foram coletadas durante o ano agrícola 2013/2014, sexto ano de condução do experimento. Foram avaliados: os sistemas soja/pousio (S/P), soja/milheto (S/m), soja/milho (S/M), rotação 1 (soja/milheto - soja/crotalária - milho braquiária (R1)), rotação 2 (soja/crotalária - soja/milho braquiária - braquiária (R2)). A primeira e segunda coleta do solo ocorreram durante o florescimento e colheita da soja nos sistemas S/P, S/m, S/M, na semeadura do milho braquiária e no estádio de grão pastoso no sistema R2 e no estádiovegetativo e frutificação da braquiária no R3. A amostragem do solo foi realizada de acordo com Nunes et al. (2011). O solo coletado foi mantido em caixa térmica com gelo até o! "#$%&'() %'*,-(

3 laboratório e após homogeneização com peneira (malha 4 mm), armazenado em câmara fria à -20 C até a as análises, que foram realizadas em triplicata. O DNA dos micro-organismos do solo foi extraído utilizando PowerSoil DNA Isolation Kit (MoBio), seguindo as recomendações do fabricante. Após a extração, a integridade e qualidade deste foi avaliada por eletroforese em gel de agarose a 1% (w/v) e a concentração por espectrofotometria. A quantificação dos micro-organismos foi feita no equipamento Step One Plus (Applied Biosystems), utilizando SYBR Green. A amplificação dos genes 16S rrna de foram feitas com os primers Bac 968 e Bac 1387 (MARCHESI et al. 1998). As amplificações dos genes 16S rrna de Archeae foram feitas com os primers Arch 787F e Arch 1059R (YU et al., 2005) e para os genes 18S de fungo foram utilizados os primers EF4f e FUNG5r (VAN ELSAS et al., 2000). Os dados do qpcr foram obtidos com o auxílio do software StepOne (Applied Biosystems). Estes dados submetidos à análise de variância por meio do teste de F e feitas comparações das médias pelo teste de Scott-Knott com nível de significância de 5%. As duas épocas de coletas foram analisadas como subparcelas dentro dos sistemas de produção (parcelas). Para analisar o efeito dos sistemas sobre as três variáveis simultaneamente (, Fungo e Archaea) foi utilizado a análise discriminante canônica. 3 Resultados e Discussão Não foi detectado diferença estatística entre os sistemas de produção e as épocas de avaliação quanto à abundância dos genes de e Fungo (p>0,05) (Tabela 1). Tabela 1 - Número de cópias dos genes de, Fungo e Archaea no solo dos sistemas de produção de soja, em duas épocas na Faz.Cachoeira, Itiquira, MT. Sistemas (Cópias do gene 16S rrna Fungo (Cópias do gene 18S rrna Archaea (Cópias do gene 16S rrna Época 1 Época 2 Época 1 Época 2 Época 1 Época 2 S/P 3,39E09 2,42E09 2,33E06 2,52E06 3,54E05bB 3,46E07aB S/mi 3,52E09 2,46E09 4,20E06 4,68E06 3,06E07aA 4,08E07aA S/M 3,35E09 4,84E09 4,17E06 4,17E06 2,73E07aA 1,86E07aB R1 4,68E09 3,52E09 3,56E06 3,61E06 2,66E07aA 3,64E07aA R2 4,02E09 6,4E09 2,85E06 4,17E06 2,66E07aA 1,87E07aA CV (%) *48,20 **19,04 *55,43 **26,44 *30,79 **28,52 Dentro de cada variável, médias seguidas por letras distintas, minúsculas nas colunas e maiúsculas nas linhas, diferem significativamente pelo teste Scott-Knott (p 0,05). Ausência de letras indicam que não houve diferença entre os sistemas (teste F, p>0,05). S=soja, P=pousio; m= milheto; M=milho; Rotação R, c=crotalária, b=capimbraquiária R1=(S/m)/(s/c)/(Mb); R2=(s/c)/(s/Mb)/(b). CV=Coeficiente de variação, *=CV referente ao fator sistema, **=CV referente ao fator época. Para a abundância de Archeae houve interação entre sistema e época de avaliação! "#$%&'() %'*,-(

4 (p<0,05) (Tabela 1), com destaque para valores muito baixos no S/P, com apenas 3,5405 cópias dos genes indicadores desse domínio, mas somente na primeira época de amostragem; na segunda época estimou-se em 3,46E07 o número de cópias. Diferenças entre médias da primeira e segunda épocas não apresentam tendência definida, com significância estatística apenas no S/P, com maior abundância na segunda época, e no S/M, com maior abundância na primeira época. Ao analisar o efeito conjunto das três variáveis simultaneamente (nº de cópias dos genes de, Fungo e Archaea) com os dados das duas épocas, por meio da análise discriminante canônica e do teste estatístico multivariado de Wilks` Lambda, verificou-se que o S/P difere dos demais sistemas de produção (p<0,05) e a primeira componente canônica (dimensão 1) explica 77,20 % da máxima variação total dos dados (Figura 2). Figura 2 - Análise de discriminante canônica da abundância dos genes de, Fungo e Archaea em função dos sistemas de produção de soja, em duas épocas na Faz.Cachoeira, Itiquira, MT. Can2 (21.5%) S/P R2 R1 S/M S/m Archaea Fungo S=soja, P=pousio; m= milheto; M=milho; Rotação=R, c=crotalária, b=capim-braquiária, R1=(S/m)/(s/c)/(Mb); R2=(s/c)/(s/Mb)/(b). Embora, tenha se verificado que o número de cópias de Archaea no S/P é instavel entre as épocas e que este não se difere dos outros sistemas quanto a esta variável na época 2, percebeu-se que com a análise da abundância dos três grupos (, Fungo e Archaea) simultaneamente, quaisquer dos sistemas envolvendo sucessão ou rotação de culturas melhorou a abundância do conjunto desses micro-organismos em relação à monocultura da soja, corroborando informações sobre a importância da diversidade de plantas para o aumento da comunidade microbiana do solo (Figura 2). 4 Conclusões Can1 (77.2%) Os sistemas de produção com maior diversidade de plantas aumenta o conjunto de micro-organismos (, Fungo e Archaea).! "#$%&'() %'*,-(

5 5 Agradecimentos/ Apoio financeiro Aos bolsistas que auxiliariam no projeto, ao CNPq pela concessão de recursos e à Fundação MT, pela infraestrutura e apoio técnico. Referências GRAYSTON, S. J, WANG, S., CAMPBELL, C. D, EDWARDS, A. C. Selective influence of plant species on microbial diversity in the rhizosphere. Soil Biology Biochemestry, v. 30, p , GRAYSTON, S. J., VAUGHAN, D., JONES, D. Rhizosphere carbon flow in trees, in comparison with annual plants: the importance of root exudation and its impact on microbial activity and nutrient availability, Applied Soil Ecology, v.5, p , JOHNSON, D.; PHOENIX, G. K.; GRIME J. P. Plant community composition, not diversity, regulates soil respiration in grasslands. Biology Letters, v. 4, p MARCHESI, J. R.; SATO, T.; WEIGHTMAN, A. J.; MARTIN, T. A; FRY, J. C.; HIOM, S. J.; DYMOCK, D.; WADE, W. G. Design and evaluation of useful bacterium-specific PCR primers that amplify genes coding for bacterial 16S rrna. Applied and Environmental Microbiology, vol. 64, n. 2, p , NUNES, R. S.; LOPES, A. A. C.; SOUZA, D. M. G., MENDES, I. C. Sistemas de manejo e os estoques de carbono e nitrogênio em Latossolo de Cerrado com a sucessão soja-milho. Revista Brasileira da Ciência do Solo, v.35, p , SOUSA, D. M. G. de; LOBATO, E. (Ed.). Cerrado: correção do solo e adubação 2. ed. Brasília, DF:Embrapa Informação Tecnológica, p. YU, Y.; LEE, C.; KIM, J.; HWANG, S. Groupspecific primer and probe sets to detect methanogenic communities using quantitative realtime polymerase chain reaction. Biotechnology and bioengineering, v. 89, n. 6, p , VAN ELSAS, J. D.; DUARTE, G. F. KEIJZER-WOLTERS, A.; SMIT, E. Analysis of the dynamics of fungal communities in soil via fungal-specific PCR of soil DNA followed by denaturing gradient gel electrophoresis. Journal Microbiological Methods, v. 43, p , 2000.! "#$%&'() %'*,-(