UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS

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1 UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA FACULDADE DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS TICIANA FRANCO PEREIRA DA SILVA AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA, MÉTODOS DE COLETA E TECNOLOGIA DO SÊMEN DE GATOS DOMÉSTICOS UTILIZANDO ÁGUA DE COCO EM PÓ (ACP-117 ) FORTALEZA, CEARÁ 2008

2 TICIANA FRANCO PEREIRA DA SILVA AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA, MÉTODOS DE COLETA E TECNOLOGIA DO SÊMEN DE GATOS DOMÉSTICOS UTILIZANDO ÁGUA DE COCO EM PÓ (ACP-117 ) Tese submetida à Coordenação do Curso de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias da Faculdade de Veterinária da Universidade Estadual do Ceará, como requisito parcial para a obtenção do Grau de Doutor em Ciências Veterinárias. Área de Concentração: Reprodução e Sanidade Animal. Orientadora: Profa. Dra. Lúcia Daniel Machado da Silva FORTALEZA, CEARÁ 2008

3 S586a Silva, Ticiana Franco Pereira Avaliação andrológica, métodos de coleta e tecnologia do sêmen de gatos domésticos utilizando água de coco em pó (ACP-117 )/Ticiana Franco Pereira da Silva. Fortaleza, p. ; il. Orientadora: Profa. Dra. Lúcia Daniel Machado da Silva. Tese (Doutorado em Ciências Veterinárias) Universidade Estadual do Ceará, Faculdade de Veterinária. 1. Gato. 2. Sêmen. 3. Água de coco em pó. I.Universidade Estadual do Ceará, Faculdade de Veterinária. CDD: 636

4 TICIANA FRANCO PEREIRA DA SILVA AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA, MÉTODOS DE COLETA E TECNOLOGIA DO SÊMEN DE GATOS DOMÉSTICOS UTILIZANDO ÁGUA DE COCO EM PÓ (ACP-117 ) Aprovada em 17/04/2008 Tese submetida à Coordenação do Curso de Pós- Graduação em Ciências Veterinárias da Faculdade de Veterinária da Universidade Estadual do Ceará, como requisito parcial para a obtenção do Grau de Doutor em Ciências Veterinárias. BANCA EXAMINADORA: Profa. Dra. Lúcia Daniel Machado da Silva Orientadora Prof. Dr. Alexandre Rodrigues Silva Examinador Prof. Dr. Airton Alencar de Araújo Examinador Profa. Dra. Maria Denise Lopes Examinadora Prof. Dr. Marcos Renato Franzzosi Mattos Examinador Dra. Cristiane Clemente de Mello Salgueiro Examinadora Suplente Dra. Ana Kelen Felipe Lima Examinadora Suplente

5 Aos animais ameaçados de extinção pela ganância do homem, dedico.

6 AGRADECIMENTOS À Fundação Cearense de Apoio ao Desenvolvimento Científico e Tecnológico (FUNCAP) pela bolsa de estudos concedida e ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo apoio financeiro, sem os quais os experimentos não teriam sido possíveis. Ao Centro de Controle de Zoonoses do Município de Fortaleza pelas vacinas antirábicas concedidas aos animais experimentais. À Universidade Estadual do Ceará, que ao longo de 11 anos se tornou a minha segunda casa. Ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias (PPGCV) da Faculdade de Veterinária da Universidade Estadual do Ceará pela oportunidade de realização de mais este sonho. Ao Laboratório de Tecnologia do Sêmen Caprino e Ovino da Universidade Estadual do Ceará na pessoa do Prof. Dr. José Ferreira Nunes e da Dra.Cristiane Clemente de Mello Salgueiro, pelo uso do analisador computadorizado de sêmen e de suas instalações. À Dra. Cristiane, em nome da ACP Biotecnologia, em especial, pela disponibilização do ACP-117 e também por sua participação na banca. À Profa. Dra. Lúcia Daniel Machado da Silva, não só pela orientação há tantos anos, mas por sua paciência, compreensão, fé e disponibilidade; pelo seu exemplo, carinho, dedicação e incentivo; por ter aberto os meus olhos quando necessário; pelo seu ombro amigo, e por tudo mais que é não é possível expressar em palavras! Ao Dr. Ronaldo Gonçalves Morato, meu co-orientador, por sua atenção em vários momentos de desespero mesmo à distância, pelo apoio, incentivo e exemplo. Aos membros da banca examinadora, por terem aceitado participar desta defesa, pelas sugestões, críticas e questionamentos. À Profa. Dra. Maria Denise Lopes, por sua disponibilidade em ajudar sempre que necessário. Ao Prof. Dr. Airton Alencar

7 de Araújo, pelo apoio e incentivo, mas também por sua crítica sempre aguçada e precisa. Ao Prof. Dr. Alexandre Rodrigues Silva, meu amigo e companheiro na odisséia ejaculatória, não só pela sua amizade que só se fortalece a cada dia, mas pelo exemplo na pesquisa e por todas as suas considerações na Tese. À Dra. Ana Kelen Felipe Lima, pela sua participação na banca, mas também por todas as vivências divididas no doutorado (cirurgias, noites de cultivo de folículos, experimentos que não deram certo, etc), e pela ajuda valiosa prestada com os números na fase final da Tese. Ao Prof. Dr. Marcos Renato Franzzosi Mattos, meu amigo, ex- chefe e incentivador, por ter aguçado a minha vontade de trabalhar com felinos e ter possibilitado a realização deste sonho, meu eterno e terno agradecimento. Aos Professores, funcionários e colegas do PPGCV, em especial às secretárias Adriana Maria Sales Albuquerque e Ana Cristina Sabóia do Nascimento pela paciência com minhas múltiplas interrupções e perguntas na coordenação; e aos colegas de doutorado Marcelo José da Ascensão Feitosa Vieira pela ajuda no analisador de sêmen computadorizado e Michelline Maciel, representando todos os outros, pelas conversas rápidas no corredor e pelas angústias de teses compartilhadas! Ao funcionário Selmar Alves da Silva, não só pelo seu trabalho diário na limpeza do gatil, mas por todas as atividades extras que realizou sempre com muita alegria de viver, fosse carregando a ração ou subindo no telhado para caçar os gatos que fugiam! Ao meu funcionário José Aparecido Dias de Oliveira, por toda ajuda com as tarefas domésticas, aliviando a minha carga, mas principalmente por ter tratado os meus animais com todo carinho, fossem os de casa ou os da UECE que insisti tantas vezes em levar para o Spa de engorda Casa da Tia Tici (como minha casa foi apelidada no laboratório!) para que arrumassem um lar ou para um tratamento personalizado. Pela alegria contagiante e pelo pensamento sempre positivo quando mais estava angustiada. A todos os colegas do Laboratório de Reprodução de Carnívoros (LRC) ao logo desses 4 anos fossem estagiários de outras universidades (a quem agradeço em especial à Cibele Cavalcante Souza de Melo, pela ajuda com as fotografias que eu não

8 consegui realizar!), bolsistas, estagiários voluntários, mestrandos e doutorandos pelos momentos bons e ruins compartilhados e pelas vivências trocadas de domingo a domingo. Em especial, aos meus co-orientandos e eternos estagiários: Camila Louise Ackermann e Francisco Tiago Silva Pinheiro, por toda amizade e ajuda prestada, sem a qual os experimentos seriam ainda mais difíceis de serem realizados; ao amigo e terapeuta : Carlos Gabriel Almeida Dias, pela disponibilização não só do aparelho de anestesia, mas também do seu ombro, tempo, conhecimento e amor aos felinos. Ao Leonardo Tavernezi, Raimundo Diones Carneiro, Daniel Falcão Menezes Brilhante, Iran Águila Maciel, Janaína de Fátima Saraiva Cardoso, Antônio Cavalcante Mota Filho e Cláudia Cunha Barbosa por toda ajuda no gatil e nos experimentos. À Henna Roberta Quinto, não só por poder confiar plenamente o gatil em suas mãos quando foi necessário, não só pela sua ajuda na execução da Tese, mas pelos bolos, filmes, textos e conversas partilhadas. À Cynthia Levi Baratta Monteiro e Barbara Sucupira Pereira, pelo apoio neste último ano, pela velha amizade e pela segurança em saber que sempre posso contar com vocês. Aos demais membros da grande família LRC que se confundi e que se tornou parte da minha família durante mais de 7 anos. A todos que tiveram seu sobrenome modificado para TRABALHO!! À amiga e colega veterinária Ana Cristina Paulino Braga, pela ajuda imprescindível nas anestesias para eletrojaculação, transmistindo a segurança necessária não só a mim, mas a toda a equipe. À ex-colega de laboratório e amiga Rita de Cássia Soares Cardoso, exemplo de pesquisadora, pelo companheirismo no laboratório e fora dele, pelas conversas e choros e por toda a ajuda inestimável prestada nas duas partes do experimento. Aos amigos Joaquim Hélder Teixeira Pinheiro, Lucilene Simões Mattos e Alline Ferreira Brasil pelo pensamento positivo mesmo à distância e por todos os momentos que já compartilhamos dentro e fora da universidade. À colega veterinária Rochele Bezerra de Araújo, e ao Instituto Ababy de Conservação- Eco Point pela parceria na coleta paralela de dados biométricos e reprodutivos de felídeos silvestres, mostrando que o estudo da reprodução de felinos faz sentido e vale à pena!

9 À minha fisioterapeuta Mônica Leonardo, pelo seu profissionalismo que nos últimos meses tem transformado e dizimado as dores de braços, punho e ombros cansados de digitação e do gatil. Ao Daniel Couto Uchoa, meu marido, não só pelo seu amor e cumplicidade, mas por compreender as minhas prioridades durante esses últimos e longos 4 anos. Pelos trabalhos divididos no laboratório e no gatil, e pelos quase 10 anos de companheirismo na pesquisa. Por ter sido o responsável pela logística da alimentação dos animais e dos frascos de anestésicos que sempre faltavam na hora errada! Em especial, pelo incentivo, pela paciência, por ter sido meu ponto de equilíbrio nos mais diversos momentos de desespero e desânimo, por não ter me deixado desistir nas tantas vezes que pensei, e por me fazer sorrir logo após uma crise de choro. Aos meus animais experimentais, pelos momentos de conflito, com arranhaduras, mordidas, sustos e fugas, mas também pelos momentos de brincadeira e carinho que me fizeram voltar a ser criança, apesar da seriedade do dia-a-dia. Tudo que fizeram me ensinaram ainda mais a respeitá-los. Aos meus filhos felinos por me ensinarem também sobre manejo e comportamento diariamente, em especial à caçula, Isabel Cristina, pelo exemplo de superação dos limites, mostrando que a natureza nos faz, mas que o resto é por nossa conta. Por ser minha companheira nas muitas horas de leitura e digitação, não deixando que me sentisse só. Aos meus pais: Vilany Franco Pereira da Silva e João de Deus Pereira da Silva, pelo apoio incondicional necessário para a realização de mais este sonho, pelos exemplos de caráter, e por todos os sacrifícios que fizeram em nome da minha educação, saúde e felicidade. Espero não tê-los decepcionado. A Deus, primeiro por ter me feito uma gateira assumida. Agradeço também por ter me permitido chegar até este ponto, por ter me dado vários obstáculos, mas principalmente por ter dado a força necessária para superá-los colocando pessoas e seres especiais em minha vida. A Ele, o meu muito obrigada!

10 Sábio não é aquele que dá as respostas corretas, mas o que faz as perguntas certas. Claude Levi-Strauss

11 RESUMO O objetivo do trabalho foi avaliar: 1) protocolos anestésicos (cetamina/xilazinaprotocolo A, tiletamina/zolazepam- protocolo B, tiletamina/zolazepam e tramadolprotocolo C e isoflurano- protocolo D) empregados para coleta de sêmen eletroejaculação (EEJ) de gatos domésticos em relação à analgesia e segurança; 2) e em relação à obtenção de ejaculado; 3) os parâmetros seminais e biometria da genitália externa de gatos domésticos submetidos ao fotoperíodo equatorial natural e verificar a ocorrência de correlações entre eles; 4) o uso do ACP-117 como diluidor do sêmen de gatos domésticos para inseminação artificial intravaginal; 5) o uso do ACP-117 na criopreservação de sêmen de gatos domésticos. Para alcançar o primeiro e o segundo objetivo, quatorze gatos foram anestesiados e submetidos a 3 séries de choques elétricos (2-6 ma). Os parâmetros de freqüência cardíaca, respiratória temperatura, sensibilidade dolorosa e reflexo palpebral foram aferidos antes e após a indução da anestesia e durante e após a eletroejaculação. Os parâmetros volume, qualidade seminal, a presença de espermatozóides e a contaminação por urina foram avaliados para todos os protocolos após eletroejaculação. A de fim de alcançar o terceiro objetivo, sêmen de 7 gatos coletados por vagina artificial foram avaliados quanto aos parâmetros de volume e qualidade seminal. Foi realizada aferição do peso corporal, da consistência e do volume testicular, do comprimento peniano, verificação do aspecto e do grau de espículas penianas, para correlacionar com a qualidade seminal. Para alcançar o quarto objetivo, 11 ejaculados foram coletados por vagina artificial, analisados quanto aos parâmetros de qualidade seminal e diluído em ACP-117. Fêmeas em estro natural foram inseminadas no 2 e 4 dia do estro pela via intravaginal com o sêmen diluído em ACP-117. E para alcançar o último objetivo, o sêmen coletado por vagina artificial foi avaliado quanto ao volume, coloração, motilidade e vigor espermático, concentração espermática, funcionalidade de membrana plasmática, e porcentagem de alterações morfológicas e espermatozóides vivos e mortos. O sêmen foi diluído em ACP 117 -gema de ovo (50 x 10 6 sptz/ml), submetido ao resfriamento e acrescidos de glicerol (concentração final de 6%). Os ejaculados foram congelados em vapor de nitrogênio líquido e armazenados a C. O sêmen foi descongelado (37 C/ 1 min) e os parâmetros espermáticos foram avaliados. Parte dos ejaculados também foram submetidos ao teste de termorresistência e análise computadorizada de sêmen (CASA). Conclui-se que: 1 e 2) o protocolo D foi o que melhor promoveu analgesia, segurança e rapidez recuperação dos animais, e que este protocolo permite uma melhor coleta de sêmen por EEJ em gatos domésticos; 3) o volume testicular não é um parâmetro preditivo de outros parâmetros reprodutivos; 4) a diluição do sêmen fresco de gatos domésticos com ACP-117 não altera a motilidade e o vigor espermático, mas o protocolo utilizado para inseminação artificial intravaginal necessita ser modificado; 5) e que, o protocolo utilizado para criopreservação de sêmen de gatos domésticos em ACP-117 permite baixa viabilidade in vitro dos espermatozóides pós-descongelação. Palavras-chave: gato, sêmen, água de coco em pó.

12 ABSTRACT The aim of this study was to evaluate: 1) the security and analgesia of anesthetics protocols (ketamine/xylazine- protocol A, tiletamine/zolazepam- protocol B, tiletamine/zolazepam and tramadol- protocol C, and isofluorane- protocol D for electroejaculation (EEJ) in domestic cats; 2) and for semen collection; 3) sperm parameters and the genital biometrie of domestic cats under natural equatorial photoperiod and verify the existence of correlation among then; 4) the use of powdered coconut water (ACP-117 ) as seminal extender for intravaginal artificial insemination; 5) the use of ACP-117 for the preservation of domestic cat sperm. To reach the first objective, fourteen toms were anesthetized and submitted to a 3 series of electric stimuli (2-6 ma). The heart rate, respiratory rate, temperature, pain sensibility and eyes blink were analyzed prior and after induction, and during and after electroejaculation. The parameters of semen quality, volume, spermatozoa presence and urine contamination were analyzed for all protocols after electroejaculation. To reach the third objective, the semen of the seven cats were collected by artificial vagina and were analyzed for the parameters of volume, and quality. The analyses of body weight, testicular consistence and volume, penis length and degree of penis spines were used to correlate with semen quality.to reach the fourth objective, queens in natural estrus were submitted to intravaginal artificial insemination in the second and forth day of estrus with semen diluted in ACP-117. To reach the last objective, the semen colleted by artificial vagina was analyzed for the parameters of volume, color, motility, vigour, sperm concentration, acrosomal status, percentual of abnormal spermatozoa, functionality of membrane and the percentual of alive or dead spermatozoa. The semen was initially extended in ACP egg yolk (50 x 10 6 sptz/ml) and submitted to cooling and glycerol addition (final concentration of 6%) The ejaculates were submitted to frozen in nitrogen vapor and stored in liquid nitrogen (-196 C). The samples were thawed (37 C/ 1 min) and the spermatic parameters were analyzed. Part of the ejaculates was also submitted to thermoresistance tests and computer aided semen analysis (CASA). In conclusion: 1 and 2) the protocol D was the best for analgesic parameters, security, speed of recuperation and semen collection by electroejaculation in domestic cats; 3) testicular volume is not trustful to predict another reproductive parameters; 4) the dilution of domestic cat semen in ACP-117 did not affect motility and vigour, but the protocol for intravaginal artificial insemination must be changed; 5) and the protocol used for domestic cat semen criopreservation in ACP-117 allow low in vitro post-thaw viability. Key Words: cat, semen and powdered coconut water.

13 SUMÁRIO Pág. Lista de Abreviaturas e Símbolos......i Lista de Ilustrações......iii 1. Introdução Revisão de Literatura Anatomo-Fisiologia da Reprodução do Gato Doméstico Fotoperíodo e Controle Hormonal Morfologia e Comportamento Sexual Tecnologia do Sêmen Métodos de Coleta Seminal Eletroejaculação Conceito e Histórico Tipos de aparelho Anestésicos utilizados Controle dos parâmetros fisiológicos durante a anestesia e 15 EEJ Posicionamento do animal para EEJ Protocolos de estímulos elétricos Contaminação do ejaculado por urina Falha na obtenção do ejaculado e ejaculação 19 retrógrada Vagina artificial Lavagem vaginal Lavagem Epididimária Lavagem da bexiga urinária Características Seminais Meios e Métodos de Conservação Seminal Água de Coco Inseminação Artificial Justificativa... 34

14 4. Objetivos Experimentos Realizados Capítulo Capítulo Capítulo Capítulo Capítulo Conclusões Perspectivas Referências Bibliográficas Apêndices Anexos

15 i LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS %: porcentos : marca registrada μl: microlitros μm/s micrômetros por segundo : graus C: Graus Celsius A: amperes ABP: proteína transportadora de andrógenos ACP : água de coco em pó CASA: análise computadorizada da motilidade espermática CITES: Convenção sobre o Comércio Internacional das Espécies da Fauna e da Flora Selvagens Ameaçadas de Extinção cm: centímetros ecg: gonadotrofina coriônica eqüina EDTA: ácido etilenodiamino tetra-acético EEJ: eletroejaculação FeLV: vírus leucemia felina FIV: vírus da imunodeficiência felina FSH: hormônio folículo estimulante G: gaus GnRH: hormônio liberador de gonadotrofinas h: horas hcg gonadotrofina coriônica humana Hz: Hertz IA: inseminação artificial IUCN: União Internacional para a Conservação da Natureza e dos Recursos Naturais Kg: quilogramas LH: hormônio luteinizante ma: miliamperes

16 min: minutos ml: mililitros mm: milímetros mosmol/l: miliosmoles por litro MP: motilidade progressiva mrm: movimentos respiratórios por minuto MT: motilidade total n : número ph: potencial hidrogênio SCA: Sperm Class Analyser sptz: espermatozóides T 4 : testosterona Tes: N- Tris- metil 2- ácido sulfônico aminometano TesT: hidroximetil aminometano e N- Tris- metil 2- ácido sulfônico aminometano Tris: hidroximetil aminometano V: Volts VAP: velocidade média da trajetória do espermatozóide μg: microgramas ii

17 iii LISTA DE ILUSTRAÇÕES Revisão de Literatura- Figura 1: Pênis Felino. FONTE: PARAGON e VAISSAIRE (2001). Figura 2: Ritual de acasalamento de felinos domésticos. FONTE: FOGLE (2001). Quadro 1: Protocolos de inseminação artificial em gatas domésticas relatados na literatura. FONTE: ZAMBELLI e MARCO, 2005-modificado. Capítulo 1- Tabela 1: Descrição do número de animais, fármacos, doses e via de administração dos protocolos anestésicos utilizados. Tabela 2: Freqüência cardíaca (média ± erro padrão) de gatos submetidos à eletroejaculação após anestesia com 4 diferentes protocolos. Tabela 3: Freqüência respiratória (média ± erro padrão) de gatos submetidos à eletroejaculação após anestesia com 4 diferentes protocolos. Tabela 4: Temperatura retal (média ± erro padrão) de gatos submetidos à eletroejaculação após anestesia com 4 diferentes protocolos. Tabela 5: Saturação de oxigênio (SpO 2 ) de gatos submetidos à eletroejaculação após anestesia com 4 diferentes protocolos antes, durante e nos intervalos da EEJ. Capítulo 2- Tabela 1: Volume médio (± DP) do ejaculado (com ou sem espermatozóides), máximos e míninos obtidos na eletroejaculação em gatos domésticos utilizando quatro diferentes protocolos anestésicos. Capítulo 3- Tabela 1: Média ± desvio padrão do peso corporal e da biometria dos testículos, comprimento e grau de espículas do pênis de gatos domésticos mantidos em fotoperíodo equatorial natural (n=15). Tabela 2: Média ± desvio padrão dos parâmetros seminais obtidos de ejaculados de

18 iv gatos domésticos mantidos em fotoperíodo equatorial natural coletados por vagina artificial (n= 7). Tabela 3: Tamanho da amostra (N), valores de correlação (r) e de probabilidade (P) obtidos na aplicação da correlação de Sperman entre parâmetros seminais e biométricos de gatos domésticos mantidos em fotoperíodo equatorial natural coletados por vagina artificial. Capítulo 4- Tabela 1: Valores (média ± desvio padrão) obtidos para o sêmen fresco de gatos domésticos e diluído em ACP-117 (n= 11 ejaculados). Capítulo 5- Tabela 1: Avaliação (média ± desvio padrão) do sêmen fresco dos gatos domésticos utilizados (n= 23 ejaculados). Tabela 2: Motilidade e vigor (média ± erro padrão) durante os tempos de avaliação do teste de termorresistência do sêmen dos gatos domésticos após criopreservação em água de coco em pó (ACP-117 ). Tabela 3: Avaliação do sêmen de gatos domésticos a fresco e após criopreservação em água de coco em pó (ACP-117 ) em relação aos parâmetros de percentual de espermatozóides vivos, com funcionalidade de membrana, e alterações morfológicas (integridade acrossomal, percentual de normais e anormais e alterações primárias e secundárias; n= 10 ejaculados). Tabela 4: Análise computadorizada (CASA) do sêmen de gatos domésticos após criopreservação em água de coco em pó (ACP-117 ) em relação aos parâmetros de motilidade total (MT, %), motilidade progressiva (MP, %), velocidade média da trajetória do espermatozóide (VAP, μm/s) e sub-populações de espermatozóides rápidos e lentos (%; n= 10 ejaculados). Gráfico 1: Motilidade média do sêmen fresco de gatos domésticos e nas etapas de criopreservação (diuição inicial, a 15 C, a 4 C, após a glicerolização, e descongelação) utilizados (n= 23 ejaculados) com água de coco em pó (ACP-117 ). Gráfico 2: Vigor médio do sêmen fresco de gatos domésticos e nas etapas de criopreservação (diuição inicial, a 15 C, a 4 C, após a glicerolização, e descongelação) utilizados (n= 23 ejaculados) com água de coco em pó (ACP-117 ).

19 v Apêndices- APÊNDICE 1: Anel de pêlo na base do pênis de um gato doméstico. APÊNDICE 2: Vagina artificial para coleta de sêmen de gatos domésticos. A- Montagem da vagina com tubo plástico de 1,5 ml sem tampa e borracha de conta-gotas. B- Amostra de seminal. APÊNDICE 3: Coleta de sêmen de um gato doméstico com uso da vagina artificial. APÊNDICE 4: Biometria do pênis de um gato doméstico com paquímetro. APÊNDICE 5: Eletroejaculação. A- Aparelho para eletroejaculação utilizado nos experimentos (Eletrojet, Electrovet, Brasil). B- Exposição peniana para colocar o tubo de coleta de sêmen antes da aplicação dos choques elétricos em um gato doméstico anestesiado. APÊNDICE 6: Monitoração da saturação de oxigênio durante a eletroejaculação, utilizando oxímetro de pulso digital através de sensor localizado na língua do animal (Oxifast 9504, Takaoka ). APÊNDICE 7: Esfregaço de sêmen felino a fresco corado com azul de bromo fenol. Seta amarela- espermatozóides corados totalmente ou parcialmente corados (mortos). Seta verde- espermatozóides descorados (vivos). Aumento de 400x. APÊNDICE 8: Análise computadorizada (Sperm Class Analiser ) após descongelação do sêmen de gato doméstico criopreservado em ACP-117 acrescido de 20% de gema de ovo e 6% de glicerol. Pontos amarelos- espermatozóides imóveis. Traçados vermelho, verde e azul: trajetória de espermatozóides rápidos, médios e lentos, respectivamente. Pontos brancos- grumos de gema de ovo. Aumento de 100x. Anexos- ANEXO 1: Composição e modo de preparo do corante Rosa de Bengala. ANEXO 2: Composição e modo de preparo do corante Azul de Bromofenol. ANEXO 3: Composição da água de coco anão maduro. FONTE: NUNES e COMBARNOUS, 1995.

20 1. INTRODUÇÃO A criação doméstica de gatos vem se expandindo e, em muitos países e nas maiores capitais do mundo, o número de gatos superou já o de cães (FUNEZ, 1998; SOUZA, 2000). No Brasil, espera-se que em 2020, a população felina igualar-se-á à canina (SOUZA, 2000). Atribui-se a esta expansão mundial, o fato dos gatos necessitarem de menor espaço e menos cuidados do que os requeridos pelos cães (CORRADA e GOBELLO, 2000). O aumento da criação alavanca um mercado de produtos e serviços especializados, além de criar uma demanda por biotecnologias, em especial as reprodutivas, já que muitos criam não só por hobby, mas também como uma atividade comercial. Isto gera a necessidade dos criadores em potencializar a capacidade reprodutiva de seus animais (SILVA JÚNIOR, 2002). Em comparação aos cães, há menos pesquisas sobre características reprodutivas a serem disponibilizadas aos técnicos e proprietários de gatos (GRUFFYDD-JONES, 1988). Embora diversas biotécnicas já tenham sido desenvolvidas para gatos domésticos, são encontrados poucos trabalhos sobre machos felinos, principalmente no que se refere às pesquisas sobre características reprodutivas, fisiológicas e biotécnicas aplicadas. Entre as biotecnologias já desenvolvidas para gatos domésticos estão, a sincronização de estro e superovulação (SILVA et al., 2001), a transferência de embriões (MATTOS et al., 2001), a manipulação e criopreservação de folículos ovarianos pré-antrais (LIMA et al., 2006), a clonagem (SHIN et al., 2002) e a conservação de sêmen (ZAMBELLI et al., 2002). Além de serem animais de companhia, os gatos têm importante papel como modelo experimental, permitindo o aperfeiçoamento do conhecimento dos processos biológicos e reprodutivos a serem aplicados aos felídeos selvagens (LUVONI et al., 1999; LUVONI et al, 2003). Entretanto, diferenças entre as diversas espécies são perceptíveis na biologia reprodutiva de felídeos e devem ser consideradas na extrapolação de protocolos experimentais (SILVA, 2003). A Família Felinae é composta de duas subfamílias, 13 gêneros, 36 espécies das quais 10 são neotropicais, e destas, oito são encontradas no Brasil. Apesar de sua larga distribuição natural por quase todos os biótipos, com exceção da Austrália, Madagascar e da Antártica, apenas o

21 gato doméstico (Felis silvestris catus), uma subespécie do gato selvagem europeu, apresenta distribuição cosmopolita. As 36 espécies de felídeos estão classificadas nos Apêndices I e II da Convenção sobre o Comércio Internacional das Espécies da Fauna e da Flora Selvagens Ameaçadas de Extinção (CITES) em diferentes graus de ameaça de extinção. As espécies que ocorrem no território brasileiro estão classificadas desde a categoria de aproximadamente ameaçado a ameaçado de extinção na categoria vulnerável, segundo a IUCN- União Internacional para a Conservação da Natureza e dos Recursos Naturais (OLIVEIRA, 1994; CITES, 2007; IUCN, 2007; SILVA e ADANIA, 2007). Esses animais são ameaçados pela caça furtiva para troféu, a caça predatória para comércio de peles e comércio de animais vivos (GASPARINI e PRADA, 1997). A ação deletéria do homem, além de caçá-los, destrói o hábitat natural, criando ilhas de matas, causando um isolamento genético destes animais. Conseqüentemente, esta perda de variabilidade genética afeta a espermatogênese, a ovulação, aumenta a susceptibilidade desses animais a doenças e aumenta a mortalidade perinatal. Há um consenso geral que a manutenção da diversidade genética de uma espécie é dependente da reprodução. Neste contexto, a aplicação de técnicas de reprodução assistida surge como importante ferramenta na conservação de espécies selvagens ameaçadas de extinção, na medida em que pode minimizar a perda da variabilidade genética por meios de programas reprodutivos (MORATO e BARNABE, 1998). Uma alternativa bastante discutida para a preservação de espécies e da variabilidade genética é o banco de genoma, o qual armazenaria à longo prazo, material genético criopreservado, incluindo gametas e embriões de espécies ameaçadas de extinção (MORAIS, 1999). Além disto, percebe-se atualmente uma demanda dos criadores comercias de gatos domésticos pelos serviços de avaliação andrológica e inseminação artificial (IA- STORNELLI e STORNELLI, 2001). Para o uso comercial da IA em gatos, um dos entraves são os protocolos de conservação do sêmen felino. A conservação de sêmen, seja pelo resfriamento ou pela congelação, permite o transporte de material genético de animais de alto valor comercial por longas distâncias, facilitando significativamente a criação comercial e possibilitando, também, a troca de sêmen entre populações selvagens geograficamente isoladas, restaurando o vigor genético (LUVONI et al., 2003).

22 2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1. Anatomo-Fisiologia da Reprodução do Gato Doméstico Fotoperíodo e Controle Hormonal A estacionalidade reprodutiva observada em outras espécies animais ainda é controversa nos machos de felinos domésticos. Esta está diretamente relacionada com o número de horas de luz diárias (fotoperíodo) a quais os animais estejam submetidos em localizações geográficas onde exista marcada variação da duração do dia durante o ano (STORNELLI, 2007). Entretanto, há divergências entre os trabalhos realizados ao longo do ano em diferentes localizações. Há quem afirme não haver variação na qualidade ou quantidade de espermatozóides recuperados de epidídimo de gato doméstico (38 de latitude Norte - SPINDLER e WILDT, 1999) até a ocorrência de moderada sazonalidade (52 de latitude Norte - BLOTTNER e JEWGNOW, 2007). Trabalhos realizados na cidade de La Plata - Argentina, localizada a 34 de latitude Sul, com recuperação de espermatozóides de epidídimo de gato doméstico demonstraram a presença de variação na quantidade e na qualidade espermática em diferentes épocas do ano (STORNELLI et al., 2004; TITTARELLI et al., 2004). O número de espermatozóides recuperados e o percentual de espermatozóides vivos é maior em epidídimos de gatos castrados submetidos a mais de 11h de luz/dia (STORNELLI et al., 2004; TITTARELLI et al., 2004). Reyna et al. (2006c) observaram concentração espermática significativamente superior em epidídimos de gatos castrados na primavera que no inverno. Estudos histológicos dos testículos por microscopia óptica demonstraram também uma significativa quantidade de células de Leydig e de túbulos seminíferos em estágio de amadurecimento avançado em amostras obtidas na primavera que as obtidas em outono-inverno (REYNA et al, 2005bc e 2006ab). À observação por microscopia eletrônica, testículos de gatos castrados no verão possuíam uma grande quantidade de túbulos seminíferos com muitas espermátides maduras e espaço intersticial com numerosas células de Leydig com grande quantidade de gotas lipídicas citoplasmáticas. Estas imagens foram relacionadas à maior produção espermática e

23 hormonal, tomando-se por base a estação reprodutivas das fêmeas felinas (REYNA et al, 2005a). Assim como nas demais espécies domésticas, o aumento da testosterona (T 4 ) no sangue periférico, quer por produção endógena pelas células de Leydig ou aplicação exógena durante um tratamento, promove feedback negativo sobre o eixo hipotalâmico hipofisário, bloqueando a descarga pulsátil de hormônio liberador de gonadotrofinas (GnRH), fato que também suprime a liberação de hormônio luteinizante (LH), suprimindo também a liberação da T 4 pelas células de Leydig. Os estrogênios são produzidos pelas células de Leydig e de Sertoli. A relação estrogênios e testosterona possuem uma ação moduladora na secreção de LH e hormônio folículo estimulante (FSH) na hipófise anterior. A inibina pode bloquear a secreção de FSH pela hipófise. As células de Sertoli produzem também a ABP (proteína transportadora de andrógenos), que se liga a T 4, o que permite uma taxa elevada deste hormônio nos túbulos seminíferos e epidídimo (MIALOT, 1988). As concentrações de testosterona podem ser acompanhadas através de dosagens sangüíneas seriadas em gatos domésticos (TSUTSUI et al., 1990). A excreção de mais de 70% dos hormônios esteróides, incluindo a testosterona, nas fezes e na urina destes animais facilita as interações reprodutivas, assim como possibilita o monitoramento das concentrações fisiológicas destes hormônios de forma não invasiva tanto do gato doméstico como de outros felídeos em cativeiro ou em vida livre (MORAIS et al., 2002). Considera-se que aproximadamente 4,5 ciclos são necessários para o processo de espermatogênese seja completado. Assim, estima-se a espermatogênese em 46,8 dias (FRANÇA e GODINHO, 2003) Morfologia e Comportamento Sexual No gato doméstico, o pênis encontra-se na posição ventral ao escroto, normalmente voltado para trás, mas fazendo uma reversão após a ereção, penetrando de cima para baixo (JOHNSTON et al., 1996). Pode haver um osso peniano vestigial (PARAGON e VAISSAIRE, 2001). Cerca de dois terços de sua superfície encontra-se recoberto de papilas córneas (100 a 200), variando de 0,75 a 1mm de comprimento e

24 direcionadas à base peniana (JOHNSTON et al., Figura 1). Estão completamente desenvolvidas na maturidade sexual, aproximadamente aos 9 meses, e são andrógeno-dependentes, podendo ser classificados em uma escala de 0 a 3, onde zero é ausência de espículos e três são espículos no tamanho máximo para a espécie (MORAES et al, 2002; SILVA et al., 2003). Nas espécies comprovadamente de ovulação induzida, incluindo-se os gatos domésticos, a ovulação ocorre na dependência da cópula (BAKKER e BAUM, 2000). Isso ocorre devido à estimulação de mecano-receptores (somato-sensoriais) presentes na vagina através do contato com as centenas de espículas penianas (BANKS, 1986; CHRISTIANSEN, 1988). Os testículos estão na bolsa escrotal ao nascimento, mas só serão mais facilmente palpáveis as 6 a 8 semanas de vida. As células de Leydig estão maduras aos 5 meses de idade, sendo encontrados espermatozóides no ejaculado logo após este período (FELDMAN e NELSON, 1996). Os testículos possuem em média de 1,5 x 1 x 1 cm cada (JOHNSTON et al., 2001). Para identificação de parceiros e facilitação das interações sexuais, os felinos utilizam os sinais olfativos (glândulas de cheiro na cabeça, pescoço, cauda e almofadas das patas), visuais (arranhaduras) e sonoros, com um vasto repertório de vocalizações (MORAIS, 1999; MORATO, 2001). Os feromônios e outras substâncais alelomiméticas são substâncias químicas voláteis deixadas por fezes e urina ou secretadas por glândulas cutâneas que são perceptíveis ao sistema olfatório e que iniciam respostas endócrinas ou comportamentais em indivíduos da mesma espécie exercendo o seu efeito sobre a atividade reprodutiva via sistema hipotalâmico, gerando pulsos de GnRH (REKWOT et al., 2001). Na fase pré-cópula o gato doméstico observa a fêmea a uma certa distância e só se aproxima quando sente segurança do momento ideal, pois uma fêmea no cio pode ser extremamente agressiva antes e após o coito. Ele monta sobre a fêmea, morde sua nuca, fixando-a, e a gata só permite a intromissão peniana quando está plenamente receptiva (FUNEZ, Figura 2). Na maior parte das espécies felinas, a ovulação é induzida pela cópula através da estimulação exercida pelos espículos penianos nos mecano-receptores vaginais. Entretanto, fêmeas de gato maracajá não submetidas à cópula apresentaram dosagens de progesterona fecais compatíveis com a ocorrência de ovulação, além de corpos lúteos visíveis à

25 laparoscopia (MOREIRA et al., 2001). Os machos desta mesma espécie não possuem espículos penianos (MORAIS et al, 2002). Figura 1: Pênis Felino 1- Orifício uretral externo; 2- Espículos penianos; 3- Osso peniano; 4- Prepúcio. FONTE: PARAGON e VAISSAIRE (2001).

26 D Figura 2: Ritual de acasalamento de felinos domésticos. Na seqüência, o macho: A- Observa o interesse da fêmea; B- Cheira a genitália da fêmea; C- Aproxima-se da nuca da fêmea; D- Realiza a tentativa de monta na fêmea; E- Realiza fixação na nuca da fêmea; F- Realiza a penetração (cópula) e ejaculação; G- Afasta-se após a cópula. FONTE: FOGLE (2001).

27 2.2. Tecnologia do Sêmen Métodos de Coleta Seminal Eletroejaculação Conceito e Histórico A eletroejaculação (EEJ) teve sua primeira aplicação prática em 1936 por Gunn para ovinos na Austrália, mas teve uso científico relatado para felídeos somente no final da década de 60 para onça pintada (CARVALHO, 1968) e de 70 para gatos domésticos (PLATZ e SEAGER, 1978; MIES FILHO, 1982). A técnica original de EEJ consistia em fazer passar uma corrente elétrica pela medula ao nível da 4ª vértebra lombar, sendo o aparelho provido de dois pólos, um deles introduzido no reto do animal e o outro adaptado à região lombar depois de raspados os pêlos. Somente em 1945, Laplaud e Cassou modificaram para bovinos e suínos o primitivo sistema de Gunn, introduzindo o eletrodo bipolar em anéis. Esta modificação reduziu significativamente a extensão das excitações necessárias à coleta de sêmen, além de não haver mais a necessidade da forte amarração do animal, podendo-se realizar a EEJ na posição de estação, diminuindo os riscos de acidentes e fraturas (MIES FILHO, 1982). A EEJ é considerada o método de eleição para obtenção de sêmen felino, especialmente para felídeos silvestres, já que possibilita o manuseio do animal vivo (MORAIS et al., 2002). Este método possibilita análises andrológicas em animais de alto valor genético ou animais silvestres que não permitem avaliação sem anestesia devido à sua agressividade ou por não serem treinados para ejaculação em vagina artificial (MORATO e BARNABE, 1998). Baseia-se na indução do reflexo ejaculador através de estímulos elétricos, com a introdução de uma sonda trans-retal lubrificada conectada a um estimulador elétrico, no assoalho da ampola retal do animal anestesiado (SILVA et al., 2004a). É considerado o método ideal para aplicação clínica em casos de questionamento por parte de criadores e proprietários do status reprodutivo de seus animais. É utilizada não só para avaliação andrológica, mas principalmente para obtenção de sêmen para estudos de conservação e inseminação artificial, eliminando o

28 contato físico necessário no momento da cópula ou coleta por vagina artificial e reduzindo risco de transmissão de doenças; bem como, possibilitando o fracionamento do ejaculado para utilização em mais de uma fêmea em gatis comerciais (PLATZ e SEAGER, 1978; TEBET et al., 2006). Os estudos de eletroejaculação em animais domésticos como cães e camundongos, além de serem úteis para o desenvolvimento e uso da técnica na própria espécie, são utilizados para o desenvolvimento de protocolos em seres humanos nos casos de problemas neurogênicos decorrente de injúria espinhal, cirurgias retroperineais, esclerose múltipla ou neuropatias diabéticas que resultam na ausência de ejaculação (PINEDA et al., 1987; PINEDA e DOOLEY, 1991; OHL et al., 1994; CAZES, 2006; MUNO et al., 2006). A EEJ é realizada também em uma ampla gama de espécies não domésticas, entre elas lobos - Canis rufus (GOODROWE et al., 1998; GOODROWE et al., 2001), cães selvagens africanos - Lycaon pictus (WARD et al., 2006), raposas voadoras selvagens - Pteropus spp.(jong et al., 2005), panda gigante - Ailuropoda melanoleuca (SPLINDER et al., 2004), urso marrom de Hokkaido - Ursos arctos yesoensis (ISHIKAWA et al., 2002), cateto - Tayassu tajacu (COSTA e PAULA, 2005), chinchila - Chinchilla lanigera (BUSSO et al., 2005), macaco-prego- Cebus apella (ARAÚJO et al., 2007), quatis - Nasua nasua (PIRES FILHO et al., 2005; QUEIROZ, 2007; VIANA et al., 2007) e irara- Eira barbara (MORGADO et al., 2007). Em felídeos, já foi realizada, entre outras espécies, em leões - Panthera leo (SWANSON, 2003), onças-pintadas - Phantera onca (MORATO et al., 1998; MORATO et al., 2001; PAZ et al., 2000; PAZ et al., 2003), pumas - Puma concolor (WILDT et al., 1988), guepardos - Acinonyx jubatus (WILDT et al., 1983; HOWARD et al., 1993; ROTH et al., 1995), tigres - Panthera tigris (DONOGHUE et al., 1992; BYERS et al., 1989) e tigres siberianos - Panthera tigris altaica (SCHMEL et al., 1990), leopardos - Phantera pardus (JAYAPRAKASH et al., 2001), leopardos das neves - Uncia uncia (ROTH et al., 1994), gatos leopardo - Felis bengalensis (HOWARD e WILDT, 1990), leopardos nebulosos - Neofelis nebulosa (WILDT et al., 1986; PUKAZHENTHI et al., 2006), jaguatiricas - Leopardus pardalis (MORAIS et al., 2002; QUEIROZ, 2003; TEBET, 2004), gatos-do-mato pequeno - Leopardus tigrinus (MORAIS et al., 2002; TEBET, 2004; ERDMANN et al., 2005), gatos maracajás -

29 Leopardus wiedii (MORAIS et al., 2002) e gatos de Palla - Otocolobus manul (SWANSON et al., 2006) Tipos de aparelho Existem vários modelos de aparelhos de EEJ, alguns utilizam corrente elétrica contínua, outras alternada (WILDT, 1996). O aparelho pode ser fabricado sob medida para uso em felinos (PLATZ e SEAGER, 1978; DOOLEY et al., 1983) ou pode-se adquirir o mesmo tipo utilizado para bovinos (MORATO e BARNABE, 1998). A sonda deve possuir o tamanho adequado ao porte da espécie, sendo aproximadamente do diâmetro das fezes do animal (WILDT, 1996). Para carnívoros, a que permitiu melhores respostas ejaculatórias foi as que possuíam tiras longitudinais ao invés de circulares (HOWARD, 1999). Em geral, a sonda trans-retal possui três eletrodos, um positivo, um negativo e um neutro em tiras longitudinais dispostas paralelamente (MORATO e BARNABE, 1998; SILVA et al., 2004). Platz e Seager (1978) descreveram a manufatura de uma sonda para gatos domésticos de 1 cm de diâmetro por 12 cm de comprimento e 3 eletrodos inoxidáveis ventrais de 5 cm. Os mostradores podem expressar tensão elétrica (voltagem) e intensidade de corrente (amperagem), mas recomenda-se o uso do mostrador de voltagem para facilitar o procedimento, já que os protocolo de estímulos elétricos para felídeos são descritos nesta unidade (PLATZ e SEAGER, 1978; DOOLEY et al., 1983; MORATO e BARNABE, 1998). Em geral, aparelhos com mostradores de voltagem e amperagem não estão facilmente disponíveis no mercado nacional brasileiro. A maior parte das descrições nacionais se referem a aprelhos portáteis com monitor em miliamperagem. Um opção para utilização de aparelhos com os dois mostradores é a aquisição de aparelho importado (ERDMANN, 2005), ou nos nacionais a solicitação para inclusão de mais um mostrador. Entretanto Pineda et al. (1984) descrevem para gatos domésticos certa correspondência da tensão elétrica aplicada com a intensidade de corrente, utilizando uma onda elétrica sinusoidal de 60Hz de freqüência. Segundo estes autores, uma descarga de 2V corresponde ao intervalo de 20 a 30 ma, e de 3V de 30 a 40 ma.

30 Os aparelhos adquiridos podem ser manuais, automáticos ou podem possuir as duas opções de estimulação. Os automáticos, desencadeam a sequência de choques sem a ação do operador, necessitando-se de um único operador para todo o procedimento de EEJ, além de fornecem maior precisão na aplicação dos choques (DOOLEY et al., 1983; SILVA et al., 2003; ERDMANN et al., 2005; LIMA et al., 2007). Os aparelhos atuais possuem alimentação através de cabos ligados a tomadas elétricas ou por baterias portáteis e automotivas. Antigos aparelhos possuíam alimentação por dínamos, produzindo energia eletromagnética através de uma manivela (MIES FILHO, 1982) Anestésicos utilizados A EEJ é um procedimento simples, rápido e prático (MORAIS et al., 2002). Embora os primeiros estudos em felinos domésticos e silvestres tenham sido realizados somente com a contenção física sem auxílio de anestesia (CARVALHO, 1968; SCOTT, 1970; MIES FILHO, 1974), aos moldes do realizado para animais de produção, a EEJ em felinos, seja em domésticos ou silvestres necessita da aplicação de anestésicos para contenção do animal, evitando riscos à equipe, mas implicando ao animal os riscos envolvidos no procedimento anestésico. Assim, a qualidade da anestesia deve ser suficiente para executar a colheita de sêmen com eficácia e promover analgesia ao animal durante o procedimento (ERDMANN, 2005). Há um variável número de combinações farmacológicas e variações de doses entre autores. Tiletamina, zolazepam e três doses distintas de xilazina foram testadas para gato-do-mato (ERDMANN, 2005). As combinações de cetamina e midazolam, e cetamina, midazolam e butorfanol foram testadas para jaguatirica e gatodo-mato pequeno (TEBET, 2004). Dentre os protocolos anestésicos mais utilizados para EEJ em gatos domésticos e felídeos silvestres estão: cloridrato de cetamina (PLATZ e SEAGER, 1978; ZAMBELLI et al., 2002; PUKAZHENTNI et al., 2006) e as associações de cloridrato de cetamina e xilazina (MORAIS et al., 2002) e tiletamina e zolazepam (PUKAZHENTNI et al., 1999; MORAIS et al., 2002; MORATO et al., 2002; TEBET et al., 2006). Outras associações também já foram utilizadas com este propósito para gatos domésticos como: tiletamina, zolazepam e morfina; tiletamina,

31 zolazepam, butorfanol e acepromazina (TEBET et al., 2006), cetamina e medetomidina (AXNÉR et al., 1998; ZAMBELLI et al., 2007), propofol (CHATDARONG et al., 2006), propofol e buprenofina (CHATDARONG et al., 2006), indução anestésica com propofol e anestesia epidural com lidocaína (LEITE et al., 2006), metoxamina (DOOLEY et al, 1991) ou anestesia inalatória com a indução anestésica à base cetamina, diazepam, tiopental sódico, tramadol e manutenção anestésica com isoflurano (SILVA et al., 2004b). Tebet (2004) realizou EEJ com dois diferentes protocolos para gato doméstico, obtendo melhores resultados com a associação de tiletamina, zolazepam e um opióide, a morfina, para gatos domésticos. Isto provavelmente se deveu à analgesia mais profunda promovida pelo opióide que a associação da tiletamina, zolazepam à acepromazina e butorfanol. Em resultados preliminares bastante satisfatórios, SILVA et al. (2004b) utilizaram a anestesia inalatória com a indução anestésica à base de cloridrato de quetamina, diazepam, tiopental sódico e manutenção anestésica com isoflurano por EEJ em gatos domésticos. Uma desvantagem do uso de determinados fármacos é a diminuição do volume seminal. Quando a atropina é utilizada para diminuir a sialorréia comum na anestesia com tiletamina e zolazepam, este fato pode ser observado (PLATZ e SEAGER, 1978; MORATO et al., 2002). As características de alguns fármacos utilizados para contenção química e anestesia para EEJ em felídeos estão abaixo relacionadas: Cetamina: é um anestésico dissociativo, ou seja, que promove interrupção do fluxo de informações para o córtex sensitivo e depressão seletiva de alguns centros cerebrais, com concomitante estímulo de áreas límbicas (ANDRADE, 2002). Tiletamina: é utilizada exclusivamente em combinação ao zolazepam. Produz analgesia intensa no sistema muscular esquelético e os sinais clínicos obtidos são semelhantes à cetamina. Na recuperação da anestesia podem ocorrer delírios e alucinações (FANTONI e CONTOPARSSI, 2002).

32 Isoflurano: é um agente anestésico inalatório geral administrado e eliminado por via inalatória que promove analgesia, relaxamento muscular e inconsciência. Uma grande vantagem do seu uso frente aos anestésicos dissociativos é a alta potência e o maior controle do plano anestésico, a indução e recuperação rápidas, além do fato do efeito tempo não ser um limitante, já que devido à sua baixa solubilidade somente 0,2% deste fármaco é biotransformado, gerando ausência de efeitos cumulativos e conseqüente baixa toxicidade renal e hepática (ANDRADE, 2002). Xilazina: relaxante muscular que apresenta efeitos cardio-pulmonares que incluem bradicardia, bloqueio átrio-ventricular de primeiro, segundo e terceiro grau, redução do débito cardíaco e aumento inicial da pressão arterial, seguido de hipotensão duradoura, devido aos seus efeitos sedativos de α-2 agonista (ANDRADE, 2002). O efeito do uso da xilazina na EEJ já foi estudado em cães (DOOLEY et al., 1990) e bodes (MARTIN et al., 2003), mas em relação ao aspecto de produção de ejaculação retrógrada. Medetomidina: é um agonista α 2 -adrenérgico com importante ação sedativa e analgésica, mais potente que xilazina e que pode produzir, por si só, anestesia. Este agente tem sido empregado para promover analgesia e sedação no período pósoperatório e nas unidades humanas de tratamento intensivo, sendo seguro para uso também em felinos (BREARLEY, 1994; AXNÉR et al., 1997 e 1998; VILLELA e NASCIMENTO JR., 2002; ZAMBELLI et al., 2006). Zolazepam: benzodiazepínico de efeito anti-convulsivante, ansiolítico, hipnótico e relaxante muscular, sendo utilizado somente em combinação com a tiletamina (ANDRADE, 2002). Diazepam: promove depressão respiratória de pequena monta, e embora seja bastante comum e útil como medicação anti-convulsivante, é amplamente usado na indução anestésica, promovendo redução da dose anestésica em até 50% (ANDRADE, 2002).

33 Morfina: analgésico opiáceo usado no tratamento da dor aguda e crônica e na medicação pré-e pós-operatória. Amplamente utilizada em gatos, e segura na doses recomendadas, não promovendo excitação (ANDRADE, 2002; ROBERTSON, 2007). Tramadol: agente analgésico de ação central, estruturalmente relacionado à morfina e codeína (CASSU e LUNA, 2003) e de uso relativamente recente na Medicina Veterinária quando comparado à morfina. É conhecido por não causar a depressão respiratória comumente causada pela morfina, nem tampouco efeitos cardiovasculares graves (ANDRADE, 2002). Propofol: anestésico intravenoso, classsificado como um alquil-fenol, é um agente hipnótico com período de latência curta e duração de efeito ultracurta. Promove rápida perda de consciência (20 a 40 segundos) após administração. Em bolus mostrouse eficiente para EEJ e diferentemente da cetamina, promove uma diminuição das concentrações séricas de cortisol, e demonstrou não indução de dor ou estresse durante a EEJ (CARTER et al., 1984; CHATDARONG et al., 2006). Os protocolos dissociativos mais utilizados (cetamina e xilazina; tiletamina e zolazepam) são descritos como seguros e eficazes para EEJ de diversas espécies de felídeos (MORAIS et al., 2002; MORATO et al., 2002). Algumas combinações farmacológicas apresentam a vantagem de possuírem antagonistas específicos. Nestas duas combinações anestésicas citadas, a xilazina pode ser revertida por antagonistas como a ioimbina (ANDRADE et al., 2000; EMÍLIO et al., 2004) e o zolazepam pelo flumazenil, acelerando o tempo de retorno anestésico e inibindo os efeitos indesejados desses fármacos. Outra anestesia relatada, com o uso da medetomidina pode ser revertida com o atipamezol (AXNÉR et al., 1997). As anestesias que utilizam opiódes podem ser revertidas com naloxona ou ioimbina (ANDRADE, 2002; CASSU e LUNA, 2003). PLATZ e SEAGER (1978) relatam que a EEJ com anestesia utilizando-se a cetamina pode ser executada rotineiramente uma vez por semana sem efeitos causados pela anestesia ou pela inserção da sonda no reto do animal. A capacidade de ejaculação do gato não é afetada pela estimulação elétrica e anestesias repetidas (PINEDA et al., 1984).

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