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1 Itamar Crispim

2 Simpósio Temático - 01/07 e 02/07 Local: Auditório do TECPAR das 8:00 às 18:00 horas 01 de Julho Abertura e Apresentação Institucional Dr. Samuel Goldenberg Doença de Chagas: realidade e desafios Dra. Iriane Eger Biologia celular e atividade de óleos essenciais em Trypanosoma cruzi Dr. Maurílio José Soares Interação Tripanossoma-Hospedeiro Dra. Daniela Parada Pavoni Modulação da resposta imune durante a infecção por tripanossomatídeos Dra. Pryscilla Fanini Wowk Regulação da Expressão Gênica em tripanossomatídeos Dra. Fabíola Barbieri Holetz Desenvolvimento de ferramenta de genética reversa para estudos da biologia, marcadores de virulência e antivirais contra vírus da dengue Dra. Ana Luiza Pamplona Mosimann Uso de modelos experimentais em pesquisa biomédica Me. Giovanny A.C.A. Mazzarotto 02 de Julho Células-Tronco e Terapia Celular Dr. Bruno Dallagiovanna Muñiz Análises em larga escala: Genômica, Transcriptômica e Ribonômica Dr. Christian Macagnan Probst Análise em larga escala: Proteômica Dra. Lyris Martins Franco de Godoy Biologia estrutural: da compreensão de mecanismos regulatórios ao desenho de fármacos - Dra. Tatiana de Arruda Campos Brasil de Souza Engenharia de Proteínas Aplicada a Produção de Antígenos e Anticorpos Recombinantes Dr. Nilson Zanchin Desenvolvimento e produção de kits de diagnóstico para Dr. Marco Krieger Fechamento do Simpósio Temático em Biociências e Biotecnologia Dra. Andréa Rodrigues Ávila

3 Cursos Teórico-Práticos - 03/07 a 12/07 Local: Auditório e Laboratórios do Instituto Carlos Chagas - -PR 03 de Julho 08:30 às 09:30 Apresentação dos responsáveis pelos minicursos e das normas de segurança do ICC Dr. Augusto Savio Peixoto Ramos 09:30 às 17:00 Realização das atividades dos Cursos Teórico-Práticos 04 de Julho a 11 de Julho 09:00 às 17:00 Realização das atividades dos Cursos Teórico-Práticos 12 de Julho 09:00 às 16:00 Apresentação dos Resultados de cada Curso Teórico-Prático 16:00 às 17:00 Encerramento e Confraternização

4 A. Haruo Inoue Cursos Teórico-Práticos I Tecnologia do DNA recombinante: do DNA à proteína Ementa teórica: Fundamentos de biologia molecular: replicação, transcrição, tradução e regulação da expressão gênica. Nesse curso iremos abordar a expressão de genes eucarióticos em Escherichia coli, usando como modelo o gene que codifica uma proteína verde fluorescente (GFP), isolada de uma espécie de água viva (Aequorea victoria). O objetivo do curso é iniciar o aluno nas técnicas de clonagem molecular e expressão gênica de modo que possa eventualmente usar essas ferramentas durante sua vida profissional, para a expressão de genes específicos, seja para obter uma proteína recombinante no seu estado funcional, ou simplesmente para produzir grandes quantidades desta, a fim de gerar antissoro. Atividades práticas: Desenho de primers e PCR, eletroforese em gel de agarose e poliacrilamida, clonagem gênica, transformação em bactérias, expressão e purificação de proteína recombinante em E. coli, ensaios de Western blot. Número de vagas: 04 II Ferramentas expressão gênica de genética reversa para o estudo da Ementa teórica: Fundamentos de técnicas de genética reversa: nocaute gênico, mutagênese, domínio de desestabilização (DD), superexpressão, RNA de interferência. Mecanismos de regulação da expressão gênica por RNAs não-codificantes, em especial os RNAs de interferência (dsrnas e sirnas): (i) Interferência por RNA (RNAi): histórico, mecanismos de ação, moléculas envolvidas, controles experimentais e aplicações biotecnológicas; (ii) Trypanosoma brucei como modelo experimental: estudo da linhagem celular e da construção do sistema induzível de RNAi; técnicas laboratoriais para obtenção de linhagem de transfectantes para silenciamento do gene TbSub2 e análise do fenótipo obtido. Atividades práticas: Busca da sequência alvo de TbSub2 para o silenciamento da expressão gênica; clonagem da sequência selecionada em vetor de RNAi; cultivo de T. brucei, transfecção e seleção das populações transfectantes; indução do silenciamento por RNAi; análise da expressão de TbSub2 por Western blot e microscopia através de imunofluorescência indireta. Número de vagas: 04

5 Cassiano Batista Jaiesa Zych III Células-Tronco: da biologia básica a possíveis aplicações Ementa teórica: Técnicas e noções de cultivo, caracterização, indução da diferenciação e análise da expressão gênica e de proteínas em células-tronco. Atividades práticas: Cultivo de células-tronco; caracterização imunofenotípica; diferenciação celular envolvendo condições de cultivo, indução da diferenciação e colorações; análise da expressão gênica em células pré e pós-diferenciação; aplicações das células-tronco em terapia celular. IV Microscopia Óptica e Fluorescência Ementa teórica: Fundamentos da Microscopia óptica e de fluorescência; Funcionamento e manutenção do microscópio óptico e de fluorescência; Diferença entre campo claro, contraste de fase e DIC; Métodos de coloração e visualização celular. Atividades Práticas: Funcionamento e manutenção do microscópio óptico e de fluorescência; Iluminação de Koehler; observação de células em campo claro, DIC e contraste de fase; preparo e observação de células por microscopia de fluorescência; métodos de coloração e visualização em microscopia óptica e fluorescência; aquisição e edição de imagem (Photoshop).

6 Itamar Crispim Giovanny A.C.A. Mazzarotto V Virologia - Diagnóstico de Flavivírus Ementa teórica: Princípios de Biossegurança. Flavivírus - aspectos gerais, replicação, patogênese, resposta imune frente a infecções e diagnóstico. Atividades práticas: Isolamento e titulação viral; diagnóstico de vírus através de PCR; análise de infecção por imunofluorescência, ELISA e citometria de fluxo; ensaio de neutralização viral. VI Proteômica Uma abordagem funcional na era pósgenômica Ementa teórica: A Proteômica se propõe a analisar amplamente o conjunto de proteínas expressas em um conjunto de células ou tecido, ou seja, o proteoma. Nesse curso, o objetivo é apresentar aos alunos conceitos básicos e metodologias atuais em análises de expressão de proteínas em larga escala, através de abordagens proteômicas, bem como suas aplicações em questões biológicas. O curso habilitará o aluno tanto na experimentação quanto no acesso à literatura específica. Serão abordados os seguintes tópicos: Introdução a proteínas, proteômica e espectrometria de massas; Métodos de preparo de amostras para análise proteômica; Abordagens proteômicas para o estudo de interações protéicas e sinalização celular e aplicações da proteômica em pesquisa, biotecnologia e indústria. Atividades práticas: Extração de proteínas, separação de proteínas por SDS-PAGE, digestão enzimática de proteínas em solução e em gel, purificação de peptídeos, identificação e quantificação de proteínas por espectrometria de massas (LC-MS/MS).

7 Foto: Nilson Zanchin VII Sistemas de Expressão, Purificação e Caracterização de Proteínas Ementa teórica: Estudo dos vários sistemas de expressão de proteínas recombinantes, estudo dos princípios de cromatografia líquida e estudos sobre os métodos de caracterização de proteínas do ponto de vista estrutural. Atividades práticas: ensaios de expressão de proteínas recombinantes, purificação de proteínas por cromatografia líquida utilizando sistema automatizado, caracterização de proteínas por dicroísmo circular e espalhamento dinâmico de luz. Número de vagas: 04 VIII Métodos moleculares aplicados ao diagnóstico de doenças infecciosas Ementa Teórica: Princípios básicos e novas abordagens de Diagnóstico Molecular e Imunodiagnóstico de doenças infecciosas. Dentre as técnicas a serem exploradas: métodos de extração de ácidos nucleicos; Princípios da PCR em Tempo Real (ensaios singleplex, multiplex); tecnologia de microfluídica, abordando a técnica de Microrranjo Líquido por LUMINEX. Atividades práticas: Métodos de extração de ácidos nucleicos e PCR Tempo Real para o diagnóstico de HCV e malária; Tecnologia de microarranjo líquido (Luminex); novas abordagens para o diagnóstico molecular de infecções de corrente sanguínea.

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