AMOSTRAGEM INSTANTÂNEA E PASSIVA NA ANÁLISE DE PESTICIDAS EM ÁGUA DE NASCENTE DO ALTO RIO SÃO LOURENÇO EM CAMPO VERDE - MT ANDRÉ BERTON

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1 UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE ARQUITETURA, ENGENHARIA E TECNOLOGIA - FAET PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS HÍDRICOS AMOSTRAGEM INSTANTÂNEA E PASSIVA NA ANÁLISE DE PESTICIDAS EM ÁGUA DE NASCENTE DO ALTO RIO SÃO LOURENÇO EM CAMPO VERDE - MT ANDRÉ BERTON Cuiabá/MT 2017

2 ANDRÉ BERTON AMOSTRAGEM INSTANTÂNEA E PASSIVA NA ANÁLISE DE PESTICIDAS EM ÁGUA DE NASCENTE DO ALTO RIO SÃO LOURENÇO EM CAMPO VERDE - MT Dissertação apresentada como requisito para a obtenção do título de Mestre em Recursos Hídricos do Programa de Pós-Graduação em Recursos Hídricos da Universidade Federal de Mato Grosso Orientadora: Profª. Drª. Eliana Freire Gaspar de Carvalho Dores Co-orientador: Prof. Dr. Ricardo Santos Silva Amorim Cuiabá/MT 2017

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5 Aos meus pais, a quem devo o encaminhamento para a vida Às minhas irmãs Cristiane e Rosane por estarem sempre me apoiando Ao meu sobrinho Lucas À minha esposa Loise por sempre estar ao meu lado À Tereza Aguiar Vitorio pelo exemplo de fé e vida (in memoriam) DEDICO

6 AGRADECIMENTOS A Deus, pela vida, dons recebidos, direção, sabedoria, proteção e luz na condução deste trabalho. A minha orientadora Profa. Dra. Eliana Freire Gaspar de Carvalho Dores por aceitar o desafio de me orientar e confiar a mim a realização deste trabalho. Pelo conhecimento científico transmitido e grande exemplo de trabalho sério, ético, eficiente, competente e relevante. Com certeza carregarei essas virtudes para minha vida pessoal e profissional. Agradeço imensamente pelo apoio em todas as etapas desse processo e expresso aqui toda a minha admiração e respeito. Muito obrigado! Ao professor Ricardo Santos Silva Amorim por ter aceitado fazer parte do trabalho como co-orientador e pelas contribuições nas coletas de campo. Aos colegas do Laboratório de Análise de Resíduos de Biocidas (LARB), Alicio, Bárbara, Dani, Douglas, Gysellen, Natali e Patryck pelo companheirismo e colaboração nos trabalhos laboratoriais. Ao técnico de laboratório, Jonas, pela grande amizade e imensa colaboração tanto no laboratório quanto nas campanhas de campo. Aos professores do Laboratório de Análise de Resíduos de Biocidas (LARB), em especial à Profa. Dra. Michelle F. Brugnera pelas imensas contribuições, sobretudo pela paciência e dedicação na operação do LC. E, também ao Prof. Dr. Ricardo D. Villa, sempre presente e disposto a ajudar no que precisei. Meus sinceros agradecimentos a ambos. Ao Dr. Fabricio Tomaz Ramos pelo suporte nas análises estatísticas, confecção do mapa da área de estudo e colaboração em uma campanha de campo. Ao Dr. Rômulo Penna Scorza Junior por ter aceitado o convite para compor a banca examinadora na defesa do trabalho. Aos membros da banca de qualificação, Profa. Dra. Michelle F. Brugnera e Dr. Fabricio Tomaz Ramos pelas valiosas sugestões apresentadas para melhorar a dissertação. A Patryck Sassaki, pela grande amizade, companheirismo e imensa ajuda no laboratório tanto na parte de extração quanto na operação do cromatógrafo gasoso. Certamente esse trabalho não teria obtido o êxito alcançado sem a sua colaboração. Meus sinceros agradecimentos. A Leandro Carbo, por ter sido um grande incentivador e ajudado desde o início naquilo que foi necessário. Aos meus pais Rubens e Marta por todo o incentivo e apoio que sempre me deram durante todo o transcurso deste trabalho, sendo fundamentais nesta e em todas as conquistas da minha vida.

7 A minha esposa Loise por me apoiar, dar força e estar sempre ao meu lado em todos os momentos dessa jornada. Ao Instituto Federal por ter me incentivado e concedido afastamento para a realização deste trabalho. Ao proprietário da fazenda Pirassununga, José Carlos Dolphine, por permitir a realização deste estudo e também ao seo Júlio pelas informações fornecidas que muito contribuíram para o sucesso deste trabalho. A todos aqueles que de alguma forma contribuíram para o sucesso deste trabalho, meus sinceros agradecimentos.

8 RESUMO O Rio São Lourenço nasce no município de Campo Verde MT e atravessa os Estados de Mato Grosso e Mato Grosso do Sul, desaguando na região do Pantanal. A área de estudo sofre impacto direto da crescente atividade agropecuária e estudos anteriores mostraram a presença de pesticidas em seus corpos hídricos. Considerando os impactos ocasionados por esses compostos no meio ambiente, objetivou-se com este trabalho avaliar o processo de recuperação realizado em uma das nascentes do rio São Lourenço e seu efeito sobre a contaminação da água por pesticidas e testar, em caráter exploratório e inédito no estado, o uso da amostragem passiva em análises de água. Para tanto, amostras instantâneas de água foram coletadas durante as estações seca e chuvosa, iniciando em dezembro de 2015 e seguindo até a conclusão de uma safra agrícola (junho 2016), tendo sido cultivado na área soja, milho e algodão. Foram utilizados também amostradores passivos para coleta de amostras integradas e as análises realizadas usando métodos de extração desenvolvidos e validados no Laboratório de Análise de Resíduos de Biocidas da UFMT. A identificação e quantificação foram feitas em cromatógrafo a gás acoplado a detector de massas (GC/MS) para os pesticidas atrazina, malationa, trifluralina, metribuzim, lambda cialotrina, permetrina, metolacloro, clorpirifós, endossulfam α, β e sulfato. Os pesticidas carbendazim, carbofurano, carbosulfano, acetamiprido, tiametoxam, piraclostrobina, acetamiprido, diurom, clomazona, epoxiconazole, imidaclopride, metomil e tebuconazole foram analisados em cromatógrafo líquido acoplado a espectrometria de massas em tandem (UPLC-MS/MS). Foram coletadas 95 amostras de água, sendo 56 de água subterrânea e 39 de água superficial. Destas, 61% e 41%, respectivamente, apresentaram resíduos de pesticidas. Houve detecção de oito princípios ativos em água subterrânea e 11 em água superficial, constatando assim a vulnerabilidade da área à contaminação. O herbicida atrazina e o fungicida priraclostrobina foram detectados apenas com o uso do amostrador passivo demonstrando a relevância e utilidade desta estratégia de amostragem na medição de baixas concentrações dos pesticidas. Os pesticidas metolacloro, atrazina, malationa e trifluralina já haviam sido detectados anteriormente, comprovando o grande potencial de contaminação destes pesticidas, seja por escoamento, lixiviação ou por outra via. Dentre estes, trifluralina e malationa apresentaram concentrações acima do permitido pela legislação brasileira vigente para resíduos de pesticidas em matrizes de água. Quanto ao efeito da recuperação da vegetação sobre a contaminação pode-se afirmar que houve uma melhora significativa na contenção dos pesticidas, visto que as concentrações encontradas foram menores do que as reportadas em estudos anteriores. Entretanto, monitoramentos futuros serão importantes para se avaliar os efeitos futuros, uma vez que o processo de recuperação se consolida no longo prazo. Palavras chaves: pesticidas, amostragem passiva, recursos hídricos.

9 ABSTRACT São Lourenço River has its headwaters in the municipality of Campo Verde - MT and runs through the states of Mato Grosso and Mato Grosso do Sul, discharging in the Pantanal region. The study area suffers direct impact of increased agricultural activity and previous studies have shown the presence of pesticides in their water bodies. Considering the impacts caused by these compounds in the environment the objective of this study was to evaluate the recovery process performed in one of the headwaters of the São Lourenço River and its effect on water contamination by pesticides and test in exploratory and unprecedented nature in the state the use of passive sampling for water analysis. Therefore, grab water samples were collected during the dry and rainy season, starting in December 2015 and followed until the end of the harvest season (June 2016), where soy bean, corn and cotton were cultivated. Passive samplers were also used to collect integrative samples and analyzes were carried out using extraction methods developed and validated for Biocidal Residue Analysis Laboratory UFMT. The identification and quantification were made by gas chromatograph coupled with mass detection (GC/MS) for atrazine, malathion, trifluralin, metribuzin, lambda cyhalothrin, permethrin, metolachlor, chlorpyrifos, endosulfan α, β and sulfate. The pesticides carbendazim, carbofuran, carbosulfan, acetamiprid, thiamethoxam, pyraclostrobin, diuron, clomazone, epoxiconazole, imidacloprid, methomyl and tebuconazole were analyzed by liquid chromatography coupled to tandem mass spectrometry (UPLC-MS/MS). A total of 95 water samples were collected, 56 of groundwater and 39 of surface water. Of these, 61% and 41%, respectively, showed pesticide residues. Eight active ingredients were detected in groundwater and 11 in surface water, showing the vulnerability of the area to contamination. The atrazine herbicide and the fungicide pyraclostrobin were detected only with the use of passive sampler demonstrating the relevance and usefulness of this strategy in the sample measurement of low concentrations of pesticides. Metolachlor, atrazine, malathion and trifluralin had been previously detected, proving the great potential of contamination of these pesticides either by runoff, leaching or other means. Among these, trifluralin and malathion showed concentrations above the permitted by Brazilian legislation for pesticide residues in water matrices. Regarding the effect of vegetation recovery on the waters contamination, a significant improvement in retention of pesticides was observed, since the concentrations found were lower than those reported in previous studies. However, future monitoring will be important to assess the future effects, since the recovery process consolidates in the long term. Key words: pesticides, passive sampling, water resources.

10 LISTA DE FIGURAS Figura 1. Dinâmica dos pesticidas no ambiente Figura 2. Imagens antes (acima) e após (abaixo) a recuperação da nascente Figura 3. Frasco de coleta (esquerda) e piezômetro (direita) Figura 4. Perfil de captação dos analitos dos amostradores passivos Figura 5. Alguns amostradores passivos para análises ambientais de água Figura 6. Estrutura do amostrador passivo POCIS Figura 7. Localização da área de estudo Figura 8. Esquema da movimentação da água no solo em uma vertente da área de cabeceira de drenagem do Rio São Lourenço Figura 9. Pontos de coleta de água superficial Figura 10. Compartimento metálico para implantação do amostrador passivo Figura 11. Calibração do POCIS Figura 12. Esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em GC/MS Figura 13. Esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em UPLC MS/MS Figura 14. Esquema simplificado de extração de pesticidas por amostragem passiva Figura 15. Precipitação diária e mensal acumulada na área de estudo entre dezembro de 2015 e julho de Figura 16. Concentrações médias (µg.l -1 ) dos pesticidas detectados em água subterrânea por ponto e data de coleta Figura 17. Concentrações médias (µg.l -1 ) dos pesticidas detectados em água superficial por ponto e data de coleta Figura 18. Diferença entre os amostradores após período de exposição de 14 dias nos pontos P5 (direita) e P7 (esquerda) Figura 19. Concentrações médias (µg.l -1 ) dos pesticidas detectados por ponto e data de coleta... 78

11 LISTA DE TABELAS Tabela 1. Processos envolvendo pesticidas no ambiente Tabela 2. Propriedades físicas e químicas dos pesticidas estudados e índice de GUS Tabela 3. Limites máximos em µg.l -1 para pesticidas em água Tabela 4. Critérios utilizados para avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais Tabela 5. Coordenadas geográficas e descrição dos pontos Tabela 6. Princípios ativos e datas de aplicação na margem esquerda da área de estudo na safra 2015/ Tabela 7. Pesticidas estudados por GC/MS e seus correspondentes íons monitorados, coeficiente de correlação limite de detecção e quantificação Tabela 8. Pesticidas estudados por UPLC-MS/MS e seus correspondentes parâmetros para análise de pesticidas em modo ESI Tabela 9. Parâmetros físicos e químicos analisados em campo Tabela 10. Avaliação do potencial de contaminação em água superficial segundo os critérios de GOSS (1992) Tabela 11. Avaliação do potencial de contaminação em água subterrânea segundo os critérios de GUS (1989) Tabela 12. Mínimo, máximo e mediana (µg.l -1 ) das concentrações dos pesticidas detectados em água subterrânea por ponto de coleta e porcentagem de detecção Tabela 13. Mínimo, máximo e mediana (µg.l -1 ) das concentrações dos pesticidas detectados em água superficial por ponto de coleta e porcentagem de detecção Tabela 14. Porcentagem média de recuperação dos pesticidas (n=5) e níveis de fortificação no adsorvente Tabela 15. Mínimo, máximo e média (µg) das concentrações dos pesticidas detectados na calibração e taxa de amostragem calculada (L.d -1 ) Tabela 16. Parâmetros físicos e químicos analisados em campo no dia da implantação do amostrador... 76

12 LISTA DE ABREVIATURAS CHEMCATCHER do inglês Passive Sampler using Empore Disk (Amostrador Passivo Usando Disco Empore) CONAMA Conselho Nacional do Meio Ambiente GC/MS do inglês Gas Chromatography with Mass Spectrometry (Cromatografia a Gás com Espectrometria de Massa) GUS do inglês Groundwater Ubiquity Score EPA do inglês Environmental Protection Agency (Agência de Proteção Ambiental) HPLC/DAD do inglês High Performance Liquid Chromatography with Diode Array (Cromatografia Líquida de Alta Performance com Arranjo de Diodos) IBAMA Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Renováveis LD Limite de Detecção LQ Limite de Quantificação MESCO do inglês Membrane-enclosed Sorptive Coating (Amostrador com Membrana incluída em revestimento de Sorção) OD Oxigênio Dissolvido PES - Polietersulfona POCIS do inglês Polar Organic Chemical Integrative Sampler (Amostrador Integrativo de Compostos Orgânicos Polares) PRCs do inglês Performance Reference Compounds (Compostos de Desempenho e Referência) PTFE Politetrafluoretileno Rs Taxa de amostragem SPMD do inglês Semipermeable Membrane Devices (Dispositivos de membrana semipermeável) UPLC MS/MS do inglês Ultra Performance Liquid Chromatography with Mass Spectrometry in tandem (Cromatografia Líquida de Ultra Performance com Espectrometria de Massa em Tandem) WHO do inglês World Health Organization (Organização Mundial da Saúde)

13 SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO REVISÃO DE LITERATURA Definição de pesticidas Classificação dos pesticidas Dinâmica de pesticidas no meio ambiente Propriedades físicas e químicas dos pesticidas Limites máximos de pesticidas em água Avaliação do potencial de contaminação das águas Recuperação de matas ciliares Amostragem no monitoramento da qualidade da água Amostragem instantânea Amostragem passiva Princípio de funcionamento Amostradores passivos Calibração do POCIS Compostos de Desempenho e Referência (PRCs) Vantagens e desvantagens do POCIS MATERIAL E MÉTODOS Área de estudo Pontos de amostragem Seleção dos pesticidas analisados Técnicas de amostragem Amostragem instantânea Amostragem passiva Preparação dos amostradores Exposição e recuperação dos amostradores no campo Coletas de água e tempo de exposição dos amostradores Calibração dos amostradores Reagentes... 48

14 3.8 Equipamentos Métodos analíticos Análise da água por GC/MS Análise da água por UPLC-MS/MS Análise do amostrador passivo Condições cromatográficas Preparo das soluções padrões de pesticidas Limpeza das vidrarias Análises físicas e químicas no campo Tratamento estatístico dos dados RESULTADOS E DISCUSSÕES Análises físicas e químicas da água Avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais Amostragem instantânea Pesticidas em águas subterrâneas Pesticidas em águas superficiais Amostragem passiva Ensaios de recuperação Calibração e taxa de amostragem (Rs) Parâmetros físicos e químicos e recuperação do amostrador Pesticidas captados no amostrador passivo CONCLUSÕES REFERÊNCIAS ANEXO I... 89

15 1. INTRODUÇÃO O crescimento na produção agrícola se intensificou bastante no Brasil a partir da década de 1970 trazendo o desenvolvimento econômico e social para diversas regiões. Porém, esse avanço ocasionou também problemas na esfera ambiental como desmatamento, contaminação de rios, águas subterrâneas, ar e solo. Tal fato coloca em perigo o atual modelo de produção implantado, uma vez que o sucesso de empreendimentos dessa natureza depende do manejo sustentável do ambiente e da qualidade dos recursos naturais. No intuito de aumentar a produção agrícola para atender às crescentes demandas do mercado faz-se necessário a utilização constante e cada vez maior de pesticidas, o que muitas vezes é feito sem critérios técnicos adequados e traz consequências para a saúde humana e toda a fauna e flora da região (MARASCHIN, 2003). O surgimento de novas pragas e o uso de produtos transgênicos também pode contribuir para o aumento do consumo de pesticidas. Além disso, o Brasil não possui invernos rigorosos como muitos países do hemisfério norte para conter o desenvolvimento de insetos e ervas daninhas que atacam as lavouras, o que ajuda a explicar o fato de o país ser atualmente o maior consumidor de pesticidas do mundo (MMA, 2015). O rio São Lourenço, um dos principais afluentes da Bacia do rio Paraguai, nasce em Campo Verde MT cuja base econômica desde a sua fundação é a atividade relacionada ao agronegócio, com produção em larga escala de soja, milho e, mais recentemente, o algodão. Todas elas exigem grande quantidade de pesticidas para que se tenha uma produção satisfatória e sabe-se que uma vez inseridos no meio ambiente o destino final desses compostos varia de acordo com as suas propriedades físicas e químicas e das condições ambientais. Sendo assim, essa maciça utilização de insumos agrícolas tem provocado uma preocupação quanto à contaminação do solo, ar e água da região, uma vez que estudos anteriores mostram que já foram encontrados resíduos de pesticidas nessas matrizes ambientais (DORES et al., 2006; CASARA, 2011; NOGUEIRA, 2012; RIBEIRO 2013;). As áreas de nascentes dos rios, especialmente quando degradadas, apresentam elevada vulnerabilidade à contaminação. No local de estudo escolhido para a execução deste trabalho, houve a realização de projetos visando a recuperação da vegetação das nascentes do Rio São Lourenço obtendo resultados muito positivos na sensibilização dos produtores rurais acerca da importância da preservação ambiental e na recuperação da área anteriormente degradada. Todavia, sabe-se que os recursos naturais quase sempre requerem um grande intervalo de tempo para serem completamente recuperados e os impactos na quantidade e 14

16 qualidade de água precisam ser constantemente avaliados para que se confirme a sustentabilidade do sistema e se avalie os efeitos a médio e longo prazo dos trabalhos já realizados. Uma das etapas mais importantes nesse processo de monitoramento das condições da água ao longo do tempo é a forma de coleta do material em campo. Apesar dos inúmeros inconvenientes, como a dificuldade para captar os pesticidas no momento em que atingem os ambientes aquáticos, o grande número de amostras necessárias para que a amostragem seja significativa, maior trabalho e custo de análise em laboratório, a maioria dos programas de monitoramento geralmente utiliza a amostragem instantânea com coletas de água em garrafas e posterior análise em laboratório (VRANA et al., 2005). Uma alternativa para a realização desta tarefa é o uso da amostragem passiva que retém os contaminantes ao longo do tempo de exposição. Essa técnica é pouco citada na literatura nacional e até onde se sabe esse é o primeiro trabalho realizado no estado a utilizar também esse tipo de amostragem. Este trabalho teve como objetivo geral avaliar a qualidade da água superficial e subterrânea em relação à contaminação agrícola por pesticidas em área de nascente recuperada do Rio São Lourenço, no município de Campo Verde MT; e como objetivos específicos: Coletar amostras de água superficial e subterrânea usando estratégia de amostragem instantânea; Utilizar um amostrador passivo para coleta de amostras integradas para a determinação de pesticidas em água superficial em caráter exploratório; Identificar e quantificar pesticidas em amostras de água da região estudada; Verificar o efeito do processo de recuperação implantado sobre a contaminação por pesticidas. 15

17 2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1 Definição de pesticidas A utilização de pesticidas é uma prática antiga e data de aproximadamente 1000 anos a.c. pelos chineses. Entretanto, a produção e uso em larga escala só ocorreram no século XX, após a segunda guerra mundial, com o surgimento de novas tecnologias capazes de sintetizar tais produtos (GAVRILESCU, 2005). No Brasil, a inserção desses compostos ocorreu principalmente após o processo de automação das lavouras iniciado entre as décadas de , com o implemento também de maquinário no processo de produção (PERES, 2003). Segundo a Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos (EPA), um pesticida pode ser definido como qualquer substância ou mistura de substâncias destinada a prevenir, destruir, repelir ou mitigar qualquer praga ou usada como regulador de planta, desfolhante ou dessecante. É comum o uso de termos como agrotóxicos, praguicidas, veneno, defensivos químicos, remédios de plantas representando o mesmo significado. Entretanto, no presente trabalho utilizaremos o termo pesticida por ser mais frequente na literatura científica. 2.2 Classificação dos pesticidas Há um grande número de compostos químicos empregados como pesticidas e devido a isso são adotados critérios para classificá-los. Um deles é quanto ao tipo de organismo-alvo a ser controlado, destacando-se os herbicidas (controle de ervas daninhas), fungicidas (controle de fungos), inseticidas (controle de insetos), acaricidas (controle de ácaros), nematicidas (controle de nematoides) e rodenticidas ou raticidas (controle de roedores). Outro critério se refere ao tipo da estrutura química, como, por exemplo, os organoclorados que são compostos lipofílicos, neurotóxicos, persistentes e altamente tóxicos para os mamíferos, tendo sido banidos em vários países, inclusive no Brasil; os organofosforados que representam a maioria dos inseticidas e são pouco persistentes, mais solúveis em água do que os clorados, porém apresentam toxicidade aguda mais alta; os carbamatos que foram desenvolvidos a partir de produtos naturais e apresentam toxicidade variável, não são bioacumulativos e possuem baixa solubilidade em água; os piretroides que são inseticidas derivados das piretrinas naturais encontradas no ácido crisântemo e possuem 16

18 baixa persistência, são fotoestáveis, pouco voláteis e apresentam baixa toxicidade para o homem; os bipiridílios que são derivados da amônia quaternária, largamente utilizados como dessecantes; as triazinas que tem ação herbicida como a atrazina, um dos pesticidas mais usados e que já foi banido em alguns países europeus; os ditiocarbamatos que são fungicidas protetores orgânicos de baixa toxicidade para o homem, facilmente degradados pela luz e hidrolisados pela umidade; além de diversas classes como benzimidazóis, derivados de glicina, difeniléteres, triazolinonas, dentre outras (ZAMBOLIM, 2008). Além dos critérios acima citados, existe também no Brasil uma normatização para o potencial de periculosidade ambiental (PPA) dos pesticidas realizada pelo Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) através da Portaria Normativa n. 84 de 15 de outubro de A classificação do PPA baseia-se nos parâmetros de bioacumulação, persistência, transporte, toxicidade a diversos organismos, potencial mutagênico, teratogênico e carcinogênico, obedecendo a seguinte graduação de Classes: I Altamente Perigoso; II- Muito Perigoso; III- Perigoso e IV Pouco Perigoso (BRASIL, 1996). 2.3 Dinâmica de pesticidas no meio ambiente O comportamento dos pesticidas no meio ambiente é bastante complexo e diversos estudos têm sido feitos para compreender seus mecanismos de atuação. Após a sua entrada nas matrizes ambientais uma série de transformações físicas, químicas ou biológicas podem ocorrer provocando a modificação das propriedades dos componentes e influenciar no seu comportamento, inclusive com a formação de subprodutos com propriedades totalmente diferentes do produto inicial e cujos danos à saúde ou ao meio ambiente também são distintos (MMA, 2015). Pode-se afirmar que o destino final de um pesticida depende das suas propriedades físico-químicas, quantidade e frequência de uso, métodos de aplicação, condições meteorológicas e características bióticas e abióticas do ambiente (KLINGMAN; ASHTON; NOORDHOFF, 1982). Sendo assim, é praticamente impossível determinar um modelo único para o comportamento desses compostos após a sua aplicação, uma vez que essas características variam para cada pesticida e local. Contudo, diversos processos são conhecidos e ajudam a entender a dinâmica desses compostos no meio ambiente, como mostra a Figura 1. 17

19 Figura 1. Dinâmica dos pesticidas no ambiente. Fonte: Spadotto et al. (2010) O estudo e a compreensão desses processos são de extrema importância, pois em alguns casos os pesticidas podem se mover até locais muito distantes do ponto de aplicação. Uma prova disso é a detecção de endossulfam na atmosfera ártica (HALSALL, 2004). Os processos envolvendo pesticidas no meio ambiente podem ser classificados em três tipos: transporte (no ar, solo, água e organismos), transferência (adsorção/dessorção, volatilização, escoamento superficial, lixiviação e captação) e transformação biológica (degradação microbiana), química (hidrólise, oxidação-redução, ionização) ou fotodegradação (GAVRILESCU, 2005). A Tabela 1 fornece informações a respeito desses principais processos: 18

20 Tabela 1. Processos envolvendo pesticidas no ambiente Processo Conceito Fatores que influem Transferência (não altera a estrutura química) Adsorção Volatilização Escoamento Lixiviação Captação Deriva 1 Microbiana Interação do pesticida com as partículas do solo Conversão de um pesticida sólido ou líquido em um gás Movimento sobre uma superfície inclinada Movimento lateral e vertical através do solo Entrada de pesticida em plantas e animais Movimento pela ação do vento Transformação/degradação (altera a estrutura química) Modificação na estrutura provocada pelo metabolismo de microorganismos Temperatura, umidade, característica do solo, ph, natureza do pesticida Temperatura, umidade, característica do solo, modo de aplicação, vento Inclinação da área, tipo de solo e pesticida, presença de vegetação, quantidade de chuva, irrigação Propriedades do pesticida, tipo de solo e aplicação Tipo de planta, solo, pesticida, ph, temperatura, conteúdo de matéria orgânica Velocidade do vento e forma de aplicação, umidade relativa, temperatura Conteúdo de matéria orgânica, temperatura, aeração, umidade, ph Hidrólise Quebra de ligações por reação com água ph, presença de OH - /H + Oxirredução Transferência de elétrons entre espécies Fotodegradação Degradação pela luz (solar) Fonte: Gavrilescu, 2005; 1 Zambolim et al., ph, presença de catalisadores, microorganismos Intensidade da luz, tempo de exposição, método de aplicação, propriedades do pesticida, ambiente aplicado A entrada de pesticidas nos corpos hídricos ocorre através dos mais variados processos acima citados, uma vez que os recursos hídricos agem como integradores dos processos biogeoquímicos de qualquer região. Invariavelmente, uma vez aplicados, os pesticidas têm como principal destino as águas superficiais e subterrâneas (LOURENCETTI, PEREIRA; MARCHI, 2007). Isso ocorre principalmente através da lixiviação e do escoamento superficial. A lixiviação dos pesticidas através do solo tende a atingir as águas subterrâneas contaminando os aquíferos. Já o escoamento favorece a contaminação das águas superficiais com o pesticida em solução ou adsorvido às partículas do solo (FLURY et al., 1996). O 19

21 escoamento é o maior responsável pela entrada de pesticidas nos corpos d água superficiais (FERNANDEZ et al., 2014). 2.4 Propriedades físicas e químicas dos pesticidas Dentre as várias propriedades físico-químicas dos pesticidas que influenciam seu destino no ambiente pode-se destacar: pressão de vapor (Pvap), solubilidade em água (Sw), coeficiente de partição n-octanol-água (Kow), tempo de meia-vida (t1/2), constante da Lei de Henry (Kh) e coeficiente de adsorção (partição) no solo (Koc). A Tabela 2 apresenta os valores dessas propriedades para os pesticidas estudados neste trabalho. A pressão de vapor se relaciona com os processos de volatilização do pesticida e consequente contaminação do ar. Normalmente, apresenta forte relação com a temperatura, o que explica maiores perdas por volatilização em regiões de clima tropical quando comparadas a regiões de clima temperado (SILVA; FAY, 2004). A solubilidade em água é outro importante fator, pois quanto maior o seu valor, maior a tendência de ocorrer transporte no ambiente (LAVORENTI et al., 2003). Por outro lado, pesticidas orgânicos hidrofóbicos possuem baixa solubilidade e tendem a se depositar no sedimento de fundo ou se aderir às substâncias lipofílicas quando são lançados nos corpos hídricos (DELLAMATRICE; MONTEIRO, 2014). A constante da Lei de Henry (Kh) é importante na análise da volatilização do pesticida quando dissolvido em água. Pesticidas com valores de Kh maiores que 10-5 atm.m 3.mol -1 desaparecem rapidamente do solo e aqueles com valores de Kh menores que 10-5 atm.m 3.mol - 1 tendem a se acumular na superfície do solo (NAVARRO et al., 2007). O coeficiente de partição n-octanol-água (Kow) estabelece o caráter hidrofóbico ou hidrofílico do pesticida. Pesticidas hidrofílicos (log Kow < 1) são mais solúveis em água e os pesticidas lipofílicos (log Kow > 4) tendem a ser sorvidos na matéria orgânica do solo e são geralmente menos móveis (REGITANO; BONFLEUR, 2011). A tendência de um pesticida ser adsorvido pelo solo é expressa através do seu coeficiente de adsorção (Koc). Altos valores para este coeficiente indicam propensão para o composto ser adsorvido pelas partículas do solo. Em contrapartida, valores abaixo de 500 indicam provável perda por lixiviação (GAVRILESCU, 2005). O tempo de meia-vida de um pesticida é definido como o tempo necessário para que sua massa inicial seja reduzida pela metade (DELLAMATRICE; MONTEIRO, 2014), 20

22 variando de acordo com a matriz (solo, sedimento, água, ar) na qual ele se encontra. A persistência dos pesticidas no solo é uma informação importante na determinação dos impactos no meio ambiente (SCHNOOR, 1992) e a medida desse parâmetro é feita através da meia-vida do pesticida no solo (GAVRILESCU, 2005). O Instituto Brasileiro do Meio Ambiente através da Portaria n. 84 de 1996 (BRASIL, 1996), classifica os pesticidas para solos e climas tropicais quanto à sua persistência em quatro classes: não persistente (t1/2 < 30 dias), moderadamente persistente (30 t1/2 180 dias), persistente (180 t1/2 360 dias) e altamente persistente (t1/2 > 360 dias). Ressalta-se que tais estudos são baseados em testes de incubação dos solos em laboratório, o que pode diferir dos resultados obtidos no meio ambiente. Contudo, Zambolim et al. (2008) afirma que a dissipação no ambiente não depende somente da meia-vida do pesticida, mas também de outros fatores como sistema de plantio, dose aplicada, características do ambiente e solo e tipo de microrganismos presentes. 21

23 Tabela 2. Propriedades físicas e químicas dos pesticidas estudados e índice de GUS Pesticida Classe Fórmula a P vap (mpa) (25 C) b K h (Pa m 3 mol -1 ) (25 C) c Log K ow ph = 7 (20 C) d S w (mg.l -1 ) (20 C) e t 1/2 (em água) (dias) f t 1/2 (no solo) (dias) K oc g (ml.g -1 ) Acetamiprido I C 10H 11ClN 4 1,73x10-4 5,30x10-8 0, ,7 1, ,40 Atrazina Carbendazim Carbofurano Carbosulfano Clomazona λ-cialotrina H F I,A,N I,N H I C 8H 14ClN 5 C 9H 9N 3O 2 C 12H 15NO 3 C 20H 32N 2O 3S C 12H 14ClNO 2 C 23H 19ClF 3NO 3 0,039 0,09 0,08 0, ,2 2,0x10-4 1,50x10-4 3,60x10-3 5,0x10-5 1,24x10-1 4,20x10-3 2,00x10-2 2,7 1,48 1,8 7,42 2,54 5,5 35 8, , ,005-7,9 6,1 1,6 0, , ,20 2,53 2,28 0,99 3,00-3,28 Clorpirifós Diurom I H C 9H 11Cl 3NO 3PS C 9H 10Cl 2N 2O 1,43 1,15x10-3 4,78x10-1 2,00x10-6 4,7 2,87 1,05 35,6 5 8, , ,17 1,83 α-endossulfam I,A C 9H 6Cl 6O 3S 0,83 1,48 4,75 0, ,10 β-endossulfam I,A C 9H 6Cl 6O 4S 0,83 1,48 4,75 0, End.Sulfato Epoxiconazole Imidaclopride - F I C 9H 6Cl 6O 3S C 17H 13ClFN 3O C 9H 10ClN 5O 2-1,00x10-2 4,00x ,71x10-4 1,70x ,66 3,3 0,57 0,48 7, , ,28 3,74 Malationa Metolacloro Metomil Metribuzim Permetrina Piraclostrobina Tebuconazole Trifluralina Tiametoxam I,A H I,A H I F F H I C 10H 19O 6PS 2 C 15H 22ClNO 2 C 5H 10N 2O 2S C 8H 14N 4OS C 21H 20Cl 2O 3 C 19H 18ClN 3O 4 C 16H 22ClN 3O C 13H 16F 3N 3O 4 C 8H 10ClN 5O 3S 3,1 1,7 0,72 0,121 0,007 2,60x10-5 1,30x10-3 9,5 6,6x10-6 1,00x10-3 2,40x10-3 2,13x10-6 2,00x10-5 1,89x10-1 5,31x10-6 1,00x10-5 1,02x10 1 4,70x ,75 3,4 0,09 1,65 6,1 3,99 3,7 5,27-0, ,2 1,9 36 0, ,4 88 2, , ,6 0, , ,2 a P vap: Pressão de vapor; b K h: Constante da Lei de Henry; c K ow: Coeficiente de partição octanol-água; d S w: Solubilidade em água; e, f t 1/2: Tempo de meia-vida; g K oc: coeficiente de sorção; h GUS Groundwater Ubiquity Score; A : acaricida; F : Fungicida; H : Herbicida; I : Inseticida; N : nematicida; Fonte: Pesticides Properties Database (PPDB, 2016); 1 (RIBEIRO, 2011); 2 (Milhome et al., 2009). GUS h -1,28 2,10 2,19 2,57-1,11 0,06 2,85 0,13 4,69 22

24 2.5 Limites máximos de pesticidas em água No Brasil, o Conselho Nacional do Meio Ambiente (CONAMA) estabelece os limites dos pesticidas em águas superficiais e subterrâneas através das resoluções n. 357 de 2005 (BRASIL, 2005) e n. 396 de 2008 (BRASIL, 2008), respectivamente. Já a portaria do Ministério da Saúde n de 2011 (BRASIL, 2011) dispõe sobre os procedimentos de controle e de vigilância da qualidade da água para consumo humano e seu padrão de potabilidade. Contudo, a legislação brasileira estabelece limites para poucos pesticidas utilizados no país e normalmente se recorre a legislações vigentes em outros países. Os Estados Unidos, por meio da EPA (Agência de Proteção Ambiental), estabeleceram limites máximos para cada pesticida individualmente. A Comunidade Europeia define que a concentração máxima individual dos ingredientes ativos de pesticidas deve ser inferior a 0,1 µg.l -1 e a soma de todos os ingredientes ativos presentes não pode exceder 0,5 µg.l -1 em águas destinadas ao consumo humano (EUROPEAN UNION, 1998). A Organização Mundial da Saúde (WORLD HEALTH ORGANIZATION, 2008) também estabelece limites para alguns pesticidas em água destinada para consumo humano. A maioria dos pesticidas estudados nessa pesquisa não são contemplados na legislação nacional nem na Organização Mundial da Saúde (Tabela 3). Tabela 3. Limites máximos permitidos em µg.l -1 para pesticidas em água Pesticida Portaria n o Resolução n o Resolução n o WHO 2.914/ / / Acetamiprido n.c. n.c. n.c. n.c. Atrazina Carbendazim n.c. n.c. n.c. n.c. Carbofurano n.c. 7 n.c. 7 Carbosulfano n.c. n.c. n.c. n.c. λ-cialotrina n.c. n.c. n.c. n.c. Clomazona n.c. n.c. n.c. n.c. Clorpirifós n.c. 30 n.c. 30 Diurom n.c. n.c. n.c. n.c. α-endossulfam 20 n.c. 0,056 0,6 β-endossulfam 20 n.c. 0,056 0,6 End. Sulfato 20 n.c. 0,056 0,6 Epoxiconazole n.c. n.c. n.c. n.c. Imidaclopride n.c. n.c. n.c. n.c. Malationa n.c ,1 n.c. Metolacloro

25 Tabela 3. Continuação Metomil n.c. n.c. n.c. n.c. Metribuzim n.c. n.c. n.c. n.c. Permetrina n.c. n.c Piraclostrobina n.c. n.c. n.c. n.c. Tebuconazole n.c. n.c. n.c. n.c. Tiametoxam Trifluralina n.c.: não contemplado; n.c. 20 n.c. 20 n.c. 0,2 n.c Avaliação do potencial de contaminação das águas A frequência de uso e os tipos de pesticidas aplicados em uma determinada área estão entre os critérios escolhidos para orientar a seleção dos princípios ativos a serem monitorados em um programa de monitoramento. Também é possível a utilização de critérios teóricos de screening (triagem) para a avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais e subterrâneas. Dentre os mais citados na literatura e que serão utilizados nesse trabalho, temse: - Índice de GUS Groundwater Ubiquity Score Este índice foi proposto por GUSTAFSON (1989), sendo calculado por meio dos valores de meia-vida do composto no solo (t1/2) e do coeficiente de sorção à matéria orgânica do solo (Koc), não levando em consideração outras propriedades como solubilidade em água. Este índice avalia a vulnerabilidade de águas subterrâneas, através da equação: GUS = log (t½ solo) x (4 log (Koc)) Eq. (1) As faixas de classificação dos compostos de acordo com sua tendência à lixiviação são: GUS < 1,8 não sofre lixiviação; 1,8 < GUS < 2,8 faixa de transição; GUS > 2,8 provável lixiviação. - Método de GOSS Este método é utilizado para avaliar o potencial de contaminação de águas superficiais e considera a meia-vida do composto no solo (t1/2 no solo), sua solubilidade em água a 25 ºC e 24

26 a constante de adsorção ao carbono orgânico do solo (Koc). As especificações para a avaliação estão descritas na Tabela 4. Tabela 4. Critérios utilizados para avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais (adaptado de GOSS, 1992) T1/2 solo (dias) Koc (ml.g -1 ) Solubilidade em água (mg.l -1 ) Alto potencial de transporte associado ao sedimento ,5 Baixo potencial de transporte associado ao sedimento , , Alto potencial de transporte dissolvido em água > 35 < solubilidade 100 Baixo potencial de transporte dissolvido em água < < 0, Recuperação de matas ciliares Ao longo do processo de ocupação do território brasileiro houve a destruição de boa parte das florestas nativas para dar lugar às cidades, estradas, usinas hidrelétricas e, sobretudo, áreas de cultivo agrícola e pastagens. Essas modificações provocaram uma série de problemas ambientais afetando o ecossistema de forma geral (MARTINS, 2007). O Código Florestal Brasileiro, atualmente regulado pela Lei n , de 25 de maio de 2012 (alterada pela Lei /2012) dispõe sobre a proteção da vegetação nativa e estabelece as regras de proteção das áreas de preservação permanentes. De acordo com esta lei, a mata ciliar é uma área de preservação permanente e a extensão da faixa a ser preservada está relacionada à largura do curso d água (BRASIL, 2012). Sabe-se que a presença da mata ciliar reduz significativamente a possibilidade de contaminação dos cursos d água por sedimentos, resíduos de adubos e pesticidas, conduzidos pelo escoamento superficial da água no terreno. Isto porque atuam como barreira física, funcionando como filtros, retendo restos de pesticidas, poluentes e sedimentos que seriam 25

27 transportados para os rios afetando diretamente a quantidade e a qualidade da água (BRITTO, 2011; MARTINS; DIAS, 2001). Contudo, ainda é possível constatar a ação destruidora do homem em relação a essa questão em diversas regiões, e as florestas e matas ciliares continuam a ser degradadas cedendo lugar para atividade agrícola, pecuária e imobiliária. Segundo Rodrigues e Gandolfi (2009), a agricultura sempre foi e continua sendo o principal fator causador da degradação dos ecossistemas ciliares. Diante da sua importância, a recuperação dessas áreas degradadas é imprescindível para a redução de uma série de danos ambientais, como: a erosão do solo, perda da camada bioativa do solo, assoreamento dos rios, aumento de inundações, perda da biodiversidade local e contaminação dos recursos hídricos (RODRIGUES; LEITÃO FILHO, 2009). A preservação e a recuperação das áreas degradadas aliadas às boas práticas agrícolas estão entre as principais estratégias de mitigação contra a contaminação por pesticidas visando a proteção dos recursos hídricos superficiais e subterrâneos (REICHENBERGER et al.; 2007). Isso ocorre porque a presença da vegetação reduz o escoamento superficial (CARBO, 2009) e favorece os processos de infiltração (MISRA et al., 1996) e adsorção dos pesticidas no solo e absorção pelas plantas (POPOV et al., 2006). Em regiões com terreno inclinado ou montanhoso essa estratégia é ainda mais importante (TANG; ZHU; KATOU, 2012). Carbo (2009) avaliou a influência de uma faixa de contenção (10 m de largura posicionada paralelamente ao curso d água) sobre o escoamento superficial de pesticidas, em área de cultivo de algodão. Foram avaliados os pesticidas com elevada intensidade de aplicação na região de estudo e observou-se uma redução média de 80% no pesticida transportado superficialmente, devido à redução do escoamento ocasionado pela vegetação. A área de estudo do presente trabalho está localizada na microbacia hidrográfica do Rio São Lourenço e foi desenvolvida na principal nascente desse rio. A região se encontra intensamente ocupada pela agricultura, com destruição da mata ciliar em inúmeros pontos. Em data passada desconhecida (anterior a 2001), neste local foi construído um açude de 200 metros de comprimento por 80 metros de largura máxima em cujas margens a vegetação foi integralmente removida. Além disso, a vegetação ciliar ao longo do córrego não contava com a largura preconizada pela legislação vigente, caracterizando assim uma Área de Preservação Permanente Degradada (APPD). Por iniciativa do proprietário da área e posteriormente em parceria com a Universidade Federal de Mato Grosso, foi realizada a recuperação dessa 26

28 vegetação com espécies nativas em uma faixa de 50 m ao longo do córrego, tendo como ideia central a recuperação do ambiente e a regularização ambiental da propriedade (Figura 2). Figura 2. Imagens antes (A) e após (B) a recuperação da nascente. Fonte: Google Earth,

29 2.8 Amostragem no monitoramento da qualidade da água O monitoramento ambiental de forma geral é uma ferramenta que permite avaliar as condições naturais de um local em um determinado tempo, sendo importante na análise da preservação, degradação, conservação e recuperação da região estudada e por fornecer subsídios para a tomada de decisões. Uma etapa fundamental na realização do monitoramento é a obtenção de dados que representem o universo em questão e isso normalmente é feito através da amostragem das variáveis de interesse. A amostragem tem por objetivo fornecer informações que permitam descrever as características do todo, da maneira mais adequada possível, a partir do estudo de uma pequena parte de seus componentes, uma amostra (PORTELLA et al., 2015; BOLFARINE; BUSSAB, 2005). Uma amostra é considerada representativa quando consegue atingir esse objetivo, o que nem sempre é fácil de conseguir. Diversos aspectos como a localização dos pontos, frequência e duração da amostragem, técnicas de coleta e viabilidade econômica devem ser levados em consideração na etapa de delineamento amostral. Entretanto, todas essas escolhas devem ser baseadas nos objetivos que se pretende alcançar ao realizar determinado estudo. No caso específico de análises de pesticidas é imprescindível conhecer as características do solo, declividade do terreno, aspectos hidrológicos, tipo e frequência de pesticidas usados, culturas produzidas, temperatura, ventos, erosão entre outros aspectos Amostragem instantânea A coleta de água superficial e subterrânea normalmente é feita com uso de coletores apropriados com uma abertura para a entrada de água. Na maioria das vezes, para a análise de pesticidas se utiliza como coletores frascos de vidro âmbar (Figura 3), para evitar a fotodegradação, previamente lavados com um detergente não iônico e acetona. Materiais de aço inoxidável e teflon também são indicados e os de plástico são evitados por conter ftalatos e interferirem na análise. Para amostras de água superficial geralmente se mergulha o frasco a uma determinada profundidade e se posiciona o mesmo no sentido contrário ao do fluxo para se evitar a contaminação da amostra. No caso de amostras de água subterrânea onde não é possível coletar diretamente de um poço, utiliza-se da instalação de tubos coletores de água, tipo piezômetros (Figura 3), alinhados e posicionados na direção da maior declividade para a 28

30 coleta de água que posteriormente é colocada em frasco apropriado (FILIZOLA, 2006). Figura 3. Frasco de coleta (esquerda) e piezômetro (direita). A preservação com uso de solução de tiossulfato de sódio a 0,008% (redução de cloretos) quando as amostras são coletadas após passarem por tratamento convencional e hidróxido de sódio para ajuste de ph quando contêm mais de um princípio ativo são muitas vezes recomendadas. Entretanto, quando as amostras são extraídas em um intervalo menor do que 72 horas, o ajuste de ph pode ser descartado. Outra etapa importante no processo de conservação da amostra normalmente realizado é a refrigeração com gelo em caixas térmicas a uma temperatura aproximada de 4 o C até a chegada em laboratório, principalmente quando os pontos de coleta estão situados a grandes distâncias (FILIZOLA, 2006). É comum e importante que se analise alguns parâmetros físicos e químicos (ph, turbidez, condutividade, temperatura do ar e da água) no ato da amostragem em campo, bem como as condições hidrológicas recentes e o nível da água em determinadas situações. Tudo isso ajuda a compreender em mais detalhes o estado momentâneo da região estudada Amostragem Passiva A amostragem passiva com o uso de dispositivos abióticos começou a se desenvolver na década de 1970, sendo inicialmente projetada para análises de poluentes atmosféricos. Os primeiros estudos relatando o uso de amostradores para ambientes aquáticos foram publicados 29

31 nos anos 1980 e anos mais tarde surgiram os amostradores para análises em solo e sedimento (KOT-WASIK et al., 2007). Atualmente, vários equipamentos dessa natureza para análises nessas matrizes se encontra disponível no mercado e têm se mostrado uma ferramenta importante na triagem, quantificação e monitoramento espacial de contaminantes orgânicos e inorgânicos do meio ambiente. A escolha do amostrador adequado depende de vários fatores como o tipo de matriz a ser analisada, as características físicas e químicas dos analitos, duração da amostragem, custo, entre outros. Em determinadas situações é necessário e interessante que se utilize mais de um tipo de amostrador para que uma análise mais profunda acerca das condições ambientais de um determinado local seja possível (SEETHAPATHY; GÓRECKI; LI, 2008). A utilização da amostragem passiva apresenta de maneira geral algumas vantagens como a utilização de dispositivos pequenos, leves, simples de manusear e sem a necessidade de fontes de energia externa. Isso pode ser extremamente interessante nos casos em que o local de amostragem se encontra distante do laboratório. Geralmente, são de fácil implantação e tornam os procedimentos de análise em laboratório mais simples após a sua recuperação (KOT-WASIK et al., 2007; MORIN et al., 2012) Princípio de funcionamento A amostragem passiva é baseada no fenômeno de transporte de massa devido a diferença entre os potenciais químicos dos analitos em um dado compartimento ambiental e o material presente dentro de um amostrador (KOT-WASIK et al., 2007). O transporte de analitos não depende de fontes de energia externa e é um processo resultante de várias forças motrizes, incluindo pressão, concentração, temperatura e gradientes de força eletromotriz (GÓRECKI; NAMIÉSNIK, 2002). Quando o dispositivo é exposto ao meio em que se deseja estudar, a coleta de analitos pela sorção através de uma membrana se inicia e ocorre por um processo de difusão molecular de acordo com a 1ª Lei de Fick. Segundo essa Lei ocorre difusão de matéria ou energia em um meio onde não existe inicialmente um equilíbrio químico ou térmico para uniformizar a concentração ou a temperatura. De acordo com o tipo de amostrador, a captação ocorre até que os potenciais químicos da substância a ser analisada no material adsorvente e na matriz da amostra se tornem iguais (equilíbrio) ou até que o período de amostragem seja interrompido. Dependendo do tipo de barreira, geometria do amostrador e o tempo de amostragem, um 30

32 amostrador passivo pode funcionar em três regimes distintos: cinético (linear), pseudo-linear (curvilíneo) ou equilíbrio (SEETHAPATHY; GÓRECKI; LI, 2008; MORIN et al., 2012; HUCKINS et al., 2002). A Figura 4 ilustra como funciona a captação dos analitos no amostrador passivo. Figura 4. Perfil de captação dos analitos pelos amostradores passivos (Adaptado de SEETHAPATHY; GÓRECKI; LI, 2008). Na fase linear de captação, o adsorvente atua como um poço infinito para os contaminantes e a taxa de dessorção dos analitos da fase receptora para a água é desprezível comparada à taxa de captação. Esta fase se estende aproximadamente até que a metade da saturação do adsorvente seja atingida, quando então se torna curvilínea. No final, quando o tempo de exposição aumenta, atinge-se o equilíbrio no momento em que a taxa de captação e dessorção dos analitos se iguala (AHRENS et al., 2015). De acordo com o tipo de captação os dispositivos de amostragem passiva podem ser divididos em dois tipos: amostradores de equilíbrio e amostradores de não-equilíbrio. Nos amostradores que operam no regime de equilíbrio, o tempo de exposição é suficientemente grande para permitir o estabelecimento de um equilíbrio termodinâmico entre a água e a fase receptora (VRANA et al., 2005). Caracterizam-se por atingirem um rápido equilíbrio entre os contaminantes presentes na água a ser amostrada e os contaminantes dentro do amostrador, o que pode ocasionar um retorno dos analitos para a água caso a concentração no meio abaixe. Sendo assim, é importante que concentrações estáveis sejam alcançadas após um determinado tempo. (KOT-WASIK et al., 2007). 31

33 Os amostradores de não-equilíbrio, também conhecidos como dispositivos de amostragem cinética ou integrativa, são aqueles que não atingem um equilíbrio entre a fase receptora e o meio amostrado. Caracterizam-se pela alta capacidade de coletar os analitos de interesse durante o período de amostragem. Admite-se que a taxa de transferência de massa para a fase receptora é linearmente proporcional à diferença entre a atividade química do contaminante na água e aquela na fase receptora. Na fase inicial de exposição, a taxa de dessorção do analito da fase receptora é negligenciável e o amostrador trabalha no regime de captação linear. A vantagem desses amostradores é que podem ser usados onde a concentração de contaminantes na água seja variável e também por captar analitos oriundos de eventos episódicos e em pequenas quantidades, o que geralmente não é detectado pela amostragem tradicional (VRANA et al., 2005). As propriedades físicas e químicas dos analitos também interferem no tipo de regime do amostrador. É possível que os amostradores possam estar em equilíbrio para alguns poluentes ambientais durante a amostragem em campo e não estar em equilíbrio para outros compostos (KOT-WASIK et al., 2007) Amostradores passivos Diversos modelos de amostradores estão disponíveis para uso nas análises ambientais em diferentes matrizes. Basicamente, todos eles são constituídos por uma barreira e um adsorvente. A Figura 5 mostra alguns tipos de amostradores desenvolvidos nas últimas décadas para análises ambientais de água. 32

34 Figura 5. Alguns amostradores passivos para análises ambientais de água. Fonte: KOT et al. (2000); KOT-WASIK et al.(2007). O amostrador SPMD (semipermeable membrane devices) foi desenvolvido em 1990 por Huckins para estudar a biodisponibilidade de compostos hidrofóbicos para organismos aquáticos. O Chemcather (Passive sampler using empore disk) foi criado por Kingston et al. no ano 2000 e analisa compostos orgânicos de uma forma geral. O amostrador MESCO (Membrane-enclosed sorptive coating), desenvolvido em 2001, foi projetado para análise de hidrocarbonetos poliaromáticos, bifenilos policlorados e pesticidas organoclorados. Já o dosímetro cerâmico permite a análise de compostos orgânicos e inorgânicos (KOT-WASIK et al. 2007; KOT et al., 2000). No ano de 1999 foi desenvolvido o Amostrador Integrativo de Compostos Orgânicos Polares (POCIS Polar Organic Chemical Integrative Sampler) que consiste num dispositivo formado por uma fase sólida adsorvente (ou mais de uma) encapsulada por duas membranas microporosas semipermeáveis presas com auxílio de anilhas metálicas (aço inox ou alumínio), como mostra a Figura 6. Esse amostrador foi projetado para simular a exposição respiratória de animais aquáticos a fim de eliminar a utilização de animais em testes (ALVAREZ et al., 2004). Como o próprio nome sugere esse dispositivo permite a amostragem de compostos orgânicos polares (hidrofílicos), especialmente os que apresentam coeficiente de partição 33

35 octanol-água (log Kow) menor que 4,0 (ALVAREZ et al., 2004). Mais de 300 compostos já foram detectados ou quantificados em laboratório ou em campo e cerca de 70 possuem log Kow > 4, demonstrando que a validação do POCIS requer investigações mais profundas (MORIN et al., 2012). Estudos realizados em diferentes ambientes aquáticos (rios, lagos, lagoas, estuários, esgotos, água do mar) relatam a captação de compostos orgânicos como pesticidas, fármacos, hormônios, produtos de cuidados pessoais, esteroides, alquilfenóis e outros poluentes emergentes (MacLEOD et al., 2007; HARMAN et al., 2008; LI et al., 2009; SELLIN et al., 2009; ALVAREZ et al., 2014; BARTELT-HUNT et al., 2011; MUNARON et al., 2011; POULIER et al.,2015; GONZALEZ-REY et al., 2015; TERZOPOULOU; VOUTSA, 2015). Figura 6. Estrutura do amostrador passivo POCIS (SEETHAPATHY; GÓRECKI; LI, 2008) A membrana microporosa do POCIS atua como uma barreira entre o adsorvente e o meio ambiente, permitindo a passagem dos analitos enquanto as partículas em suspensão, coloides e biota (incluindo microrganismos) são excluídas. Diversos tipos de membranas podem ser utilizados no POCIS, tais como polietileno de baixa densidade, fluoreto de polivinilideno, celulose regenerada, copolímero acrílico, náilon, propileno hidrofílico e poliétersulfona. De todas estas, a membrana de poliétersulfona foi a que apresentou maior taxa de captação de analitos polares, durabilidade e mínima formação de biofilme (ALVAREZ et al., 2004). Atualmente, duas configurações do POCIS estão disponíveis no mercado. A configuração genérica, também conhecida como configuração pesticida, é formada por uma 34

36 mistura de três adsorventes: resina de poliestireno-divinilbenzeno hidroxilado (Isolute ENV+)/adsorvente carbonáceo (Ambersorb 1500), 80:20 (m/m), disperso em copolímero estireno-divinilbenzeno (S-X3 Bio Grânulos). Já a configuração farmacêutica é composta por uma fase receptora chamada Oasis HLB, um copolímero hidrofílico-lipofílico equilibrado formado por uma mistura dos compostos N-vinilpirrolidona e divinilbenzeno (ALVAREZ et al., 2004). É interessante ressaltar que embora a configuração genérica tenha sido desenvolvida com o intuito de captar pesticidas e, também alguns hormônios, foram reportadas captações maiores para herbicidas com a configuração farmacêutica (MAZZELLA et al., 2007). Em contrapartida, Li et al. (2010) indicaram em seus estudos que a captação de fármacos foi maior com a configuração pesticida. A configuração farmacêutica é mais usada por ser mais fácil de manipular e também por requerer solventes menos tóxicos na eluição (MORIN et al., 2012). A recuperação dos analitos geralmente é feita com metanol para a configuração farmacêutica e com uma mistura de metanol:tolueno:diclorometano (1:1:8 v/v) para a configuração pesticida (ALVAREZ et al., 2004; THOMATOU et al., 2011; BAYEN, et al., 2014; MAZZELLA et al., 2007). Entretanto, o POCIS é um amostrador versátil e permite a utilização de outros solventes na eluição e também diferentes adsorventes, como o C-18, dependendo das características dos analitos que se deseja estudar (SILVA, 2012). Ao contrário dos amostradores que atingem rapidamente o equilíbrio com o meio amostrado, o POCIS geralmente atua no regime integrativo (linear) de captação e o tempo para que se alcance o equilíbrio é grande (ALVAREZ et al., 2004) Calibração do POCIS O POCIS pode ser usado para fins qualitativos quando implantado no campo para triagem de poluentes. Neste caso, pode ser usado em qualquer um dos três regimes de captação descritos anteriormente, uma vez que o objetivo é apenas detectar quais compostos estão presentes no meio amostrado. Entretanto, na maioria das vezes, o que se faz é uma análise quantitativa de um ou mais poluentes previamente selecionados, já que tal proposta se mostra muito mais interessante e significativa do ponto de vista ambiental. Contudo, a determinação precisa da concentração média de um contaminante presente na água amostrada durante o período de exposição do amostrador é um dos maiores desafios 35

37 na utilização desse tipo de amostragem. Para que esta tarefa seja possível é necessário realizar uma calibração do POCIS em laboratório ou no local de amostragem. Segundo Morin et al. (2012), a calibração vincula a quantidade de analito acumulada no amostrador com a sua concentração no meio amostrado, graças à determinação de sua taxa de amostragem (Rs). A taxa de amostragem pode ser definida como o volume de água purificado de um determinado analito em um intervalo de tempo. Por exemplo, se uma substância tem uma taxa de amostragem de 0,250 L.d -1, isso quer dizer que em um dia, 250 ml de 1000 ml de água são purificados dessa substância (VRANA et al., 2005). O valor de Rs pode ser obtido em laboratório pela equação (2): Cw = CsMs/Rst Eq. (2) Cw = Concentração do analito na água (µg.l -1 ); Cs = Concentração do analito no adsorvente (µg.g -1 ); Rs = Taxa de amostragem (L.d -1 ); t = Tempo (d); Ms = Massa de adsorvente no amostrador (g); Conhecendo o valor de Rs é possível estimar a concentração média dos analitos na água durante o período de exposição no campo para amostradores que atuam no regime integrativo, como é o caso do POCIS (HUCKINS et al., 2002). A obtenção da concentração média dos analitos para o regime de captação pseudolinear e de equilíbrio podem ser determinados através de outras equações (AHRENS et al., 2015) e não serão discutidas, uma vez que fogem ao escopo desse trabalho. Vários métodos e sistemas para a realização da calibração são descritos na literatura e todos eles apresentam limitações. A ausência de uma padronização é uma das questões mais problemáticas na utilização da amostragem passiva e a escolha de qual método é mais adequado depende dos objetivos a serem alcançados. A calibração sem uso de fluxo contínuo consiste na exposição dos amostradores a uma pequena quantidade de água fortificada (geralmente 1 a 3 litros) com uma quantidade conhecida dos analitos de interesse. Se for realizada com agitação é necessário que se faça a renovação da água em intervalos regulares (frequentemente diário) para minimizar o decréscimo na concentração dos analitos causado pela captação do amostrador (ALVAREZ et 36

38 al., 2004). Trata-se de um procedimento simples, barato e que permite a utilização de diferentes tipos de água na sua execução. Todavia, não possibilita uma avaliação muito precisa acerca dos impactos relacionados à turbulência existente no meio ambiente e, além disso, gera uma quantidade significativa de resíduos devido à constante renovação da água (HARMAN et al., 2012). Outro método semelhante ao anterior consiste em uma única contaminação da água durante o período de calibração. Altas concentrações iniciais são usadas porque permitem o decréscimo da concentração do analito ao longo do tempo. O uso de amostras controle é importante para a avaliação das perdas de analito por volatilização, degradação ou hidrólise. Também é um processo simples e permite o estudo com diferentes tipos de água. Normalmente a geração de resíduos e o trabalho laboratorial são menores do que o método anterior. É uma técnica bastante útil quando as moléculas não se degradam rapidamente e quando a calibração tem curta duração (HARMAN et al., 2012). A calibração utilizando fluxo de água foi desenvolvida com o objetivo de manter a concentração dos analitos constante mediante a contínua fortificação da água onde os amostradores estão implantados. Além dessa vantagem, são capazes de simular os efeitos de fluxo e turbulência encontrados no meio ambiente e também por possibilitar calibrações por um longo período (HARMAN et al., 2012). Tanques com capacidade para 20 litros ou mais e bombas peristálticas usualmente fazem parte do aparato necessário para este tipo de calibração (MAZZELLA et al., 2007; LISSALDE et al., 2011; FAUVELLE et al., 2012; CHARLESTRA et al., 2012; MORIN et al., 2013). As desvantagens desse método são a formação de biofilme no amostrador, o custo, a grande quantidade de resíduo gerada e soluto necessária. Fatores como a composição química da matriz, ph, carbono orgânico dissolvido, bioincrustação, salinidade, sorção competitiva, temperatura e vazão são características relacionadas ao meio ambiente e interferem na captação do amostrador. Devido a isso, a calibração no local da amostragem (in situ) talvez seja a melhor opção pelo fato de retratar com mais exatidão as condições ambientais da região em que se pretende estudar mais tarde, já que é impossível reproduzir todas elas em laboratório. Nesse método, os amostradores são implantados na região por um determinado período antes da realização do estudo e a calibração é feita por comparação da acumulação dos analitos no amostrador com a concentração média na água obtida através de frequentes amostragens tradicionais (HARMAN et al., 2012). Poucos estudos foram realizados até o momento utilizando esse tipo 37

39 de calibração e isto pode ser explicado porque o método é trabalhoso, caro e demorado. Entretanto, os estudos de Zhang et al. (2008) e Mazzella et al. (2010) mostram que as taxas de amostragem (Rs) obtidas no campo foram maiores do que as obtidas em laboratório, demonstrando ser um método mais confiável Compostos de Desempenho e Referência (PRCs) A calibração feita em laboratório é um procedimento relativamente fácil de executar. Entretanto, como já exposto anteriormente, na maioria das vezes requer um longo período de tempo e não reproduz fielmente as condições encontradas no campo. Tal situação pode ocasionar uma imprecisão nas taxas de amostragem (Rs) obtidas. Uma das maneiras mais promissoras para superar essa limitação e corrigir as taxas de amostragens obtidas em laboratório consiste no uso de compostos de desempenho e referência (PRCs Performance Reference Compounds). Esses compostos não estão presentes no meio ambiente e são colocados no adsorvente antes da implantação do amostrador, funcionando como uma espécie de padrão interno. Normalmente se usam substâncias deuteradas ou marcadas com 13 C para esta finalidade e devem-se considerar condições de trocas isotrópicas entre as moléculas e a fase receptora. A quantidade de PRCs é determinada após a exposição e comparada com os dados da calibração (CARPINTEIRO et al., 2015). A contaminação do adsorvente geralmente se dá pela injeção direta da quantidade desejada dos pesticidas presentes em uma solução com concentração conhecida e posterior evaporação do solvente. Inicialmente é necessário calcular a taxa de eliminação dos compostos de referência (ke) para a calibração feita no laboratório e no local da amostragem. Tal procedimento pode ser realizado usando a equação abaixo (MAZZELLA et al., 2010): ke = ln (CPRC0 / CPRC(t)) / t Eq. (3) CPRC0 = concentração de PRC antes da exposição (µg.g -1 ); CPRC(t) = concentração de PRC após a exposição (µg.g -1 ); t = tempo de exposição (d); Para realizar a correção da taxa de amostragem utiliza-se a equação: 38

40 Rs (corrigido) = (ke (campo) / ke (laboratório)) x Rs (laboratório) Eq.(4) É difícil encontrar PRCs para uso no amostrador POCIS devido ao fato de as interações moleculares com a fase receptora ser baseada no fenômeno de adsorção (troca anisotrópica) (MORIN et al., 2012). Para amostradores onde a interação é baseada no fenômeno de partição (troca isotrópica), como o SPMD, CHEMCATCHER e MESCO, o uso desses compostos é aplicado com sucesso (KOT-WASIK et al., 2007) Vantagens e desvantagens do POCIS Além das vantagens anteriormente atribuídas aos amostradores passivos, o POCIS constitui uma ferramenta capaz de eliminar ou minimizar as inúmeras desvantagens apresentadas pelas técnicas tradicionais de coleta utilizadas na maioria dos programas de monitoramento aquático. Embora apresente resultados quantitativamente mais confiáveis, a amostragem instantânea limita-se a captar informações apenas momentâneas do corpo hídrico. Isso porque os processos ambientais podem ser extremamente dinâmicos e as condições do meio aquático modificadas em um curto espaço de tempo devido a eventos de precipitação, por exemplo (MacLEOD et al., 2007; FERNANDEZ et al., 2014). Sendo assim, uma análise da variação temporal fica comprometida com esse tipo de amostragem e um número muito maior de coletas seria necessário para conseguir os mesmos resultados obtidos pelo amostrador, o que seria trabalhoso, demorado e caro. Como o amostrador fica implantado diretamente na água durante um tempo, ocorre uma integração dos analitos na fase adsorvente permitindo assim a determinação da concentração média ao longo do período amostrado e também a detecção e quantificação de traços de contaminantes (ALVAREZ et al., 2004; THOMATOU et al., 2011; IBRAHIM et al., 2013; POULIER et al., 2015; AHRENS et al., 2015). Essa técnica não exige a coleta e transporte de grandes volumes de água em garrafas para o laboratório, o que diminui o risco de contaminação da amostra ou perda dos analitos por sorção, degradação e volatilização (MORIN et al., 2012; CARPINTERO et al., 2015). Além disso, reduz custos pelo fato de um único dispositivo conseguir amostrar uma grande área, dispensa o uso de bombas, requer poucas análises e evita enormes gastos de energia nos processos de refrigeração, filtração e pré-concentração no laboratório (KOT et al., 2000). 39

41 Os amostradores também são mais vantajosos em relação às técnicas que usam microorganismos para ao monitoramento da qualidade da água. O metabolismo dos organismos utilizados pode influenciar no resultado e a extração dos analitos do tecido animal antes da análise instrumental é complexa (VRANA et al., 2012). Apesar das inúmeras vantagens, esse tipo de amostrador também possui algumas limitações. A principal delas talvez seja a dificuldade em se determinar com precisão a taxa de amostragem feita pela calibração em laboratório ou no campo. Tal fato pode dar margem à dúvida quanto à aplicação quantitativa do amostrador. Mais estudos também se fazem necessários para avaliar se os amostradores são capazes de detectar pequenas variações na concentração ao longo do tempo e sobre a validação no uso de compostos de desempenho e referência (HARMAN et al., 2012; MORIN et al., 2012; LIU et al., 2013). 40

42 3. MATERIAL E MÉTODOS 3.1 Área de estudo A área de estudo está localizada na principal nascente do Rio São Lourenço MT (Figura 7), situada a aproximadamente 7 km da sede do município de Campo Verde MT e sofre forte influência da atividade agrícola. Segundo Silva, A. (2012), a área de drenagem da microbacia é de 5,758 km 2 e possui um perímetro de 9,322 km. Cerca de hectares de área são ocupados pelas cabeceiras do Rio São Lourenço, envolvendo os municípios de Jaciara, Juscimeira, São Pedro da Cipa, Rondonópolis, Poxoréu, Dom Aquino e Campo Verde. Este rio banha os estados de Mato Grosso e Mato Grosso do Sul e desagua no Pantanal, sendo um importante afluente da Bacia do rio Paraguai (SEMA, 2008). Figura 7. Localização da área de estudo. Estado de Mato Grosso (A) e município de Campo Verde (B) (Fonte: SEPLAN-MT, 2012); microbacia do Rio São Lourenço mostrando as curvas de níveis espaçadas a 10 m, utilizando Modelo Digital de Elevação (TOPODATA), e os pontos de coleta de água (C). 41

43 A região de estudo apresenta solos do tipo Latossolo Amarelo no terço superior da vertente, Plintossolo e Latossolo Amarelo Plíntico no terço médio e Gleissolo no fundo do vale (Figura 8). A presença de Latossolo Amarelo na sua porção superior facilita a infiltração da água até grandes profundidades. A ocorrência de Plintossolo e Latossolo Amarelo Plíntico, no terço médio da vertente, provoca infiltração da água da chuva à pequena profundidade, provocando elevado escoamento de subsuperfície. A presença de Gleissolo, na parte inferior da vertente, provoca infiltração à pequena profundidade, logo encontrando o lençol freático, passando então a escoar preferencialmente em superfície (SILVA; SIMÕES, 2004). O lençol freático se encontra a profundidades que variam de 3,4 m a inferior a 1 m ao longo da vertente, sendo altamente vulneráveis à contaminação por pesticidas. Foi observada também a presença de laterita em toda a vertente, o que limita a infiltração de água e favorece o escoamento (CASARA, 2011). As principais características dos solos da região estão descritas no anexo I. Figura 8. Esquema da movimentação da água no solo em uma vertente da área de cabeceira de drenagem do Rio São Lourenço. Fonte: CASARA, A vegetação típica predominante é o cerrado. O clima é do tipo tropical quente e subúmido, com cinco meses de seca (maio - setembro) e período chuvoso (outubro - abril) (PIETRO-SOUZA et al., 2012). A precipitação média acumulada no período de estudo foi de aproximadamente 894 mm e a temperatura média diária do ar variou entre 25 a 35ºC. 3.2 Pontos de amostragem A seleção dos pontos de amostragem foi realizada com base em coletas realizadas em estudos anteriores e levou em consideração a capacidade dos mesmos em retratar as condições da água superficial e subterrânea da região bem como a possibilidade de se realizar uma avaliação na qualidade da água ao longo do tempo. Com auxílio de um GPS foram registradas suas coordenadas geográficas (Tabela 5). 42

44 Tabela 5. Coordenadas geográficas e descrição dos pontos Ponto Descrição Coordenadas P1 P2 P3 P4 P5 P6 P7 Piezômetro localizado na cabeceira da nascente Piezômetro localizado na cabeceira da nascente Piezômetro localizado na cabeceira da nascente Piezômetro localizado no entorno da nascente Saída de água do açude 50 metros a jusante do açude 670 metros a jusante do açude após junção com vertedouro lateral 15º37 38 S 55º10 44 O 15º37 38 S 55º10 41 O 15º37 37 S 55º10 42 O 15º37 27 S 55º10 37 O 15º37 16 S 55º10 27 O 15º37 16 S 55º10 24 O 15º36 57 S 55º10 13 O Foram selecionados três pontos amostrais de águas superficiais (P5, P6 e P7) e quatro pontos de águas subterrâneas (P1 a P4). Os pontos P5 e P6 são pontos de saída de água do açude e o ponto P7 corresponde à junção das águas oriundas desses pontos (Figura 9). Os pontos P1 a P4 localizam-se ao redor da área da nascente. A amostragem passiva foi realizada apenas nos pontos P5 e P7. Figura 9. Pontos de coleta de água superficial (A P5; B P6; C P7) 43

45 3.3 Seleção dos pesticidas analisados Dois critérios foram utilizados na seleção dos pesticidas analisados neste trabalho, sendo eles: o histórico de contaminação na região e a existência de métodos validados no laboratório para análise dos mesmos. Apenas cinco pesticidas foram analisados utilizando amostragem passiva (atrazina, piraclostrobina, carbosulfano, acetamiprido e tiametoxam) e a escolha dos compostos levou em consideração a frequência de uso na região e a possibilidade de análise através dessa metodologia. A relação dos pesticidas utilizados na margem esquerda da área de estudo com as respectivas datas de aplicações está apresentada na Tabela 6. Ressalta-se que não foi possível ter acesso à relação dos pesticidas utilizados na margem direita onde foram produzidas as mesmas culturas (soja, milho e algodão) no período de estudo. Tabela 6. Princípios ativos e datas de aplicação na margem esquerda da área de estudo na safra 2015/2016. Data de aplicação Princípio ativo Data de aplicação Princípio ativo 13/11/ /11/ /12/ /03/ /12/ /01/ /01/ /01/ /02/ /02/ /02/ /03/ /03/ /03/2016 Glifosato Mancozeb, Glifosato Azoxistrobina + Ciproconazol Clorpirifós, clorantraniliprole, Piraclostrobina + fluxapiroxade Clorpirifós, Metoxifenozide, Trifloxistrobina + Protioconazol Glifosato, Carfentrazona etílica, Acetamiprido Cadusafós Glifosato, Paraquate Paraquate Glifosato + acetamiprido Tembotriona, Atrazina Tiametoxam, Glifosato Abamectina 22/03/ /03/ /04/ /04/ /04/ /04/ /04/ /05/ /05/ /05/ /05/ /06/2016 Mepiquate, Azoxistrobina + Aproconazol Azoxistrobina + Ciproconazol Carbosulfano, Abamectina, Mepiquate Parationa metílica, Difenoconazol Glifosato, Mepiquate Malationa, Diafentiuron Hidróxido de fentina, Tiofanato metílico Parationa metílica, Abamectina Parationa metílica, Abamectina Parationa metílica, Diafentiuron Parationa metílica, Abamectina, Difenoconazol Fipronil, Mepiquate Malationa 44

46 Os pesticidas acetamiprido, carbendazim, carbofurano, carbosulfano, clomazona, diurom, epoxiconazol, imidaclopride, metomil, piraclostrobina, tebuconazol e tiametoxam foram analisados por UPLC-MS/MS e os pesticidas atrazina, metolacloro, trifluralina, clorpirifós, α- e β- endossulfam e seu metabólito endossulfam sulfato, malationa, metribuzim, permetrina e λ-cialotrina foram analisados por GC/MS. Os demais pesticidas aplicados na área de estudo durante o período de amostragem não foram analisados por não se enquadrarem nos critérios de escolha acima referidos. 3.4 Técnicas de Amostragem Amostragem instantânea As amostras de água superficial foram coletadas em frascos de vidro âmbar de 1 L mergulhando-os a uma profundidade de aproximadamente 30 cm até seu completo preenchimento, exceto para o ponto P6 onde a pouca profundidade não permitia tal procedimento. As amostras de água subterrânea foram coletadas nos piezômetros (instalados em projetos anteriores) por meio de um coletor de aço inoxidável. Após cada coleta, as garrafas foram devidamente vedadas colocando-se papel alumínio entre o frasco e a tampa de plástico para evitar possível adsorção dos pesticidas na tampa devido às suas características pouco polares a medianamente polares. Em seguida, foram mantidas em gelo numa caixa térmica e transportadas até o laboratório após 8 horas no máximo, onde foram armazenadas a 4 ºC até a extração, que não excedeu 30 dias Amostragem passiva Preparação dos amostradores Os amostradores utilizados continham 220 mg de fase sólida Oasis HLB acondicionada entre duas membranas de polietersulfona (PES) com porosidade de 0,1 µm e 130 µm de espessura. Duas anilhas de compressão em aço inoxidável foram usadas para selar o dispositivo, evitando assim qualquer perda do adsorvente. Essa fase receptora é chamada de configuração farmacêutica e se trata de um copolímero hidrofílico-lipofílico equilibrado (N- 45

47 vinilpirrolidona e divinilbenzeno). A área de superfície geométrica total de exposição da membrana (dois lados) corresponde a 45,8 cm Exposição e recuperação dos amostradores no campo No dia da implantação no campo, cada amostrador foi fixado no interior de uma caixa de inox confeccionada com tela (Figura 10) que permitiu a passagem da água através dos amostradores sem alterar o fluxo existente no local. As caixas foram submersas simultaneamente a uma profundidade de 70 cm em cada ponto selecionado para a exposição. Para que a posição se mantivesse a mesma ao longo do tempo, cada caixa foi amarrada a duas barras metálicas devidamente fixadas no local. Após cada ciclo de 14 dias de exposição, os amostradores foram retirados das caixas metálicas, envoltos em folhas de papel alumínio, armazenados em caixa térmica com gelo e transportados ao laboratório. Os procedimentos de extração foram realizados em no máximo 24 horas. Figura 10. Compartimento metálico para implantação do amostrador passivo. 3.5 Coletas de água e tempo de exposição dos amostradores Foram realizadas cinco campanhas de campo nos meses de dezembro de 2015 (17/12) e fevereiro (22/02), março (31/03), maio (16/05) e junho (27/06) de 2016 abrangendo os períodos de chuva e seca da região. No total foram coletadas 95 amostras de água, sendo 56 de água subterrânea e 39 de água superficial. Para cada ponto amostral foram feitas coletas 46

48 em triplicata (exceto quando o volume de água não era suficiente, no caso dos poços de monitoramento). Os amostradores passivos foram implantados em triplicata nos pontos selecionados (P5 e P7) por quatro períodos de 14 dias cada. Os ciclos de amostragem ocorreram nos meses de março (09/03 a 23/03), março-abril (31/03 a 14/04), maio (16/05 a 30/05) e junho-julho (27/06 a 11/07) de Calibração dos amostradores passivos A calibração foi conduzida com base nos procedimentos descritos por Alvarez et al. (2004). Optou-se por realizar a calibração com agitação por apresentar maiores taxas de captação e também representar maior semelhança com as condições ambientais onde os amostradores foram implantados. Foram utilizados béqueres de 1,0 e 1,5 L preenchidos com água destilada (ph= 5,3 5,8) inicialmente fortificados com uma solução mista contendo os pesticidas de interesse, de modo a formar uma solução de concentração igual a 1,0 µg.l -1. Colocou-se um amostrador em cada béquer, sendo estes cobertos com folhas de papel de alumínio para evitar perdas por fotodegradação, evaporação e contaminação externa. Nos béqueres de 1,5 L foram utilizadas hastes metálicas com anilhas de aço inox para sustentar os amostradores. Utilizou-se mesa agitadora para simular condições de turbulência na água a uma velocidade de rotação fixada em 50 rpm. A calibração foi realizada em triplicata com um quarto béquer contendo água não fortificada servindo como um controle em branco e a temperatura ambiente foi monitorada durante o experimento variando entre 25 a 32 o C (Figura 11). O experimento foi realizado durante quatorze dias ininterruptos (mesmo período em que os amostradores ficaram implantados em campo), tendo a solução sido trocada diariamente a fim de manter constante a concentração dos pesticidas. Não foi realizado controle com padrão interno. 47

49 Figura 11. Calibração do POCIS A taxa de amostragem e a concentração média dos analitos na água foram calculadas para cada pesticida durante o período de exposição do amostrador através da equação (2) apresentada no item Reagentes Para a realização das análises foram utilizados os seguintes solventes e reagentes: padrões analíticos de elevada pureza ( 95%) dos pesticidas acetamiprido, atrazina, carbendazim, carbofurano, carbosulfano, λ-cialotrina, clomazona, clorpirifós, diurom, α- endossulfam, β-endossulfam, endossulfam sulfato, epoxiconazole, imidaclopride, malationa, metolacloro, metomil, metribuzim, permetrina, piraclostrobina, tebuconazole, tiametoxam, trifluralina e dos padrões internos terbutilazina e fenantreno-d10 foram adquiridos da Dr. Ehrenstorfer Gmbh (Augsburg, Germany), Sigma-Aldrich Laborchemikalien Gmbh (Riedelde-Haen), Sigma-Aldrich Chemie Gmbh (Steinheim, Germany), sulfato de sódio anidro (Qhemis, ACS); lã de vidro (CAAL); água ultra-purificada (Milli-Q a 18,0 MΩ cm -1 ); fase sólida Supelclean SDVB (Supelco - Sigma-Aldrich, USA); fase sólida C18 (Bakerbond TM octadecyl) (40 μm Prep LC Packing, J.T. Baker); fase sólida Oasis HLB TM (EST LAB INC); n-hexano (99% Sigma-Aldrich); acetona (99,8%, Merck, grau HPLC); metanol (99,9%, M 48

50 Tedia, grau HPLC); acetato de etila (99,8%, M Tedia, grau HPLC); acetonitrila (99,9%, J. T. Baker, grau HPLC); tolueno (99,8%, M Tedia). 3.8 Equipamentos Os equipamentos usados para o desenvolvimento da pesquisa foram: turbidímetro portátil (HACH 2100 Q); sonda multiparâmetros (HACH HQ 40d); balança analítica BEL MARCK 210 A; bomba de vácuo Vacuubrand MZ 2C; cromatógrafo a gás Agilent HP 6890, com detector por espectrometria de massas HP 5973 (GC/MS) com coluna cromatográfica Agilent, capilar, fase HP-5MS (5% fenil metil siloxano), 30 m de comprimento, 250 µm de diâmetro interno e espessura de fase 0,25 µm; cromatógrafo líquido de ultra performance WATERS ACQUITY H acoplado a espectrometria de massas em tandem XEVO TQD (UPLC-MS/MS) com software para obtenção dos dados MassLynx (4.1) e coluna cromatográfica Acquity UPLC BEH C18 (100 mm x 2,1 mm d.i., 1,7 µm de diâmetro de partícula) precedida da coluna de guarda Van Guard TM BEH C18 (5 mm 2,1 mm d.i., 1,7 µm diâmetro de partícula), ambas da Waters; estufa de esterilização e secagem Orion 520 (FANEM ); evaporador rotatório Büchi R-134; mufla Fornitec UL 1400; centrífuga HETTICH UNIVERSAL 320R; Mesa agitadora SP LABOR (SP 180); phmetro HACH senion TM+ (PH 31); sistema de filtração a vácuo Millipore; sistema de extração/eluição a vácuo para cartuchos SPE J.T.BAKER; banho ultrasônico Branson Modelo 3510 sônico. 3.9 Métodos analíticos A análise de resíduos de pesticidas para a amostragem instantânea foi realizada utilizando métodos de extração desenvolvidos e validados no Laboratório de Análise de Resíduos de Biocidas da UFMT. As amostras foram analisadas em triplicata e os resultados expressos como média dos valores obtidos. A cada campanha de campo foi realizada uma análise em branco para controle de qualidade e identificação de possíveis contaminantes. A determinação dos pesticidas captados por amostragem passiva foi realizada utilizando método descrito por Alvarez et al. (2004). 49

51 3.9.1 Análise da água por GC/MS A extração dos pesticidas das amostras de água foi realizada baseando-se na metodologia descrita por Dores et al. (2006) com algumas modificações realizadas por Nogueira (2011). A Figura 12 mostra o esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em GC/MS. Figura 12. Esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em GC/MS. Uma alíquota de 500 ml foi filtrada em membrana de fibra de vidro (0,47 µm) e ph ajustado para 6,5-7,5. Utilizando um sistema a vácuo transferiu-se o volume de água para cartucho empacotado com 1000 mg de fase sólida C-18 (sílica porosa ligada a radicais octadecil) previamente ativada com 10 ml de metanol e 10 ml de água deionizada. Após centrifugação do cartucho, os analitos foram eluídos com porções sequenciais de 10 ml de 50

52 acetato de etila, 10 ml de hexano:acetato de etila (7:3 v/v) e 5 ml de hexano e recolhidos em balão passando por um funil contendo lã de vidro e aproximadamente 2 g de sulfato de sódio. Foram adicionadas 5 gotas de tolueno ao eluato, concentrando-se até quase secura em evaporador rotatório (40º C, 90 rpm, 270 mbar). O concentrado (1,0 ml) foi retomado em tolueno e transferido para um vial contendo 100 µl de fenantreno d10 a 1,0 µg.ml -1 como padrão interno Análise da água por UPLC MS/MS A metodologia adotada para extração dos pesticidas das amostras de água por UPLC- MS/MS foi adaptada do método desenvolvido no Laboratório de Análise de Resíduos de Biocidas (LARB) da UFMT por Carbo et al. (2008), com inclusão de 4 pesticidas feitas por Ribeiro et al. (2013). Filtrou-se 500 ml da amostra de água em membrana de fibra de vidro 0,47 µm com subsequente ajuste do ph na faixa de 7,0 a 7,5. A alíquota foi então passada por cartucho empacotado com 200 mg de estireno - divinilbenzeno (SDVB) previamente ativado com 5 ml de metanol e 5 ml de água deionizada. Após centrifugação do cartucho, os analitos foram eluídos com 3 porções de 5 ml de metanol:acetonitrila (7:3 v/v). O extrato foi concentrado em evaporador rotatório (40 ºC, 80 rpm, 300 mbar) e retomado em acetonitrila, sendo posteriormente transferidos para um vial contendo 50 µl de terbutilazina a 100 mg.l -1 como padrão interno. Diluiu-se o extrato a 50% em água deionizada e filtrou-se em membrana de PTFE 0,20 µm antes da injeção. A Figura 13 mostra o esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em UPLC MS/MS. Considerando que o referido método utilizado foi validado para análise por HPLC/DAD, o limite de detecção do equipamento foi calculado para o UPLC-MS/MS com base na menor concentração (0,005 µg.ml -1 ) utilizada para a construção da curva de calibração, obtendo-se um valor de 0,02 µg.l -1 para todos os pesticidas analisados por esta técnica. Tal resultado levou em consideração a quantidade de padrão interno e o volume utilizado na extração (0,5 L). Os limites de quantificação do método foram considerados os mesmos referidos no método publicado por Ribeiro et al. (2013) uma vez que o UPLC- MS/MS é mais sensível e seletivo do que o HPLC/DAD e é capaz de determinar os LQs do método publicado. 51

53 Figura 13. Esquema simplificado de extração de pesticidas em água para análise em UPLC MS/MS Análise do amostrador passivo A extração dos pesticidas captados através dos amostradores passivos foi realizada com base nos procedimentos descritos por Alvarez et al. (2004). No laboratório, cada amostrador foi aberto e a fase sólida transferida para cartuchos contendo uma frita de teflon com porosidade de 20 µm. Os cartuchos foram então colocados em um sistema de vácuo durante 20 minutos para secagem da fase receptora. Em seguida, os pesticidas foram extraídos por eluição com duas porções de 20 ml de metanol. O eluato foi recolhido em balão passando por um funil contendo lã de vidro e 2 g de sulfato de sódio para a retirada de água. Concentrou-se em evaporador rotatório (40 ºC, 90 rpm, 270 mbar) e transferiu-se o extrato 52

54 para um vial contendo 100 µl de fenantreno d10 a 1,0 µg.ml -1 e 50 µl de terbutilazina a 100 µg.ml -1 como padrões internos. Tomou-se 500 µl do extrato, diluiu-se em 500 µl de água deionizada e filtrou-se em membrana de PTFE 0,20 µm antes da injeção no UPLC- MS/MS. O restante do extrato foi utilizado para análise em GC/MS. A Figura 14 mostra o esquema simplificado de extração de pesticidas por amostragem passiva. Figura 14. Esquema simplificado de extração de pesticidas por amostragem passiva. Foram realizados ensaios de recuperação para se avaliar a eficiência da extração. Para isso, contaminou-se diretamente 220 mg do adsorvente com os pesticidas de interesse, usando uma solução dos pesticidas em acetona (1,0 µg.l -1 ) em volume suficiente para atingir dois 53

55 níveis de fortificação (1,0 e 2,0 µg). Após a evaporação do solvente (acetona), realizou-se o processo de extração e de determinação acima referido (Figura 14). Os testes foram feitos em quintuplicata e os resultados foram apresentados como a média das massas obtidas para cada pesticida Condições cromatográficas A determinação dos pesticidas por GC/MS foi realizada utilizando as seguintes condições: volume de injeção - 1,0 μl (modo splitless sem divisão); gás de arraste hélio pureza de 99,9999%; fluxo do gás 1,0 ml min -1. A programação de temperatura do forno foi: temperatura inicial 92 C (2,5 min), rampa 15 C min -1 até 175 C (13 min) e rampa 20 C min -1 até 280 C (15 min). A Tabela 7 fornece mais informações sobre os pesticidas analisados por GC/MS. Tabela 7. Pesticidas estudados por GC/MS e seus correspondentes íons monitorados, coeficiente de determinação limite de detecção e quantificação. ÍON PESTICIDA r 2 LD LQ SEC. SEC. (µg.l -1 ) (µg.l -1 PRINCIPAL ) 1 2 (m/z) Atrazina 0,9997 0,03 1 0, ,1 200,1 215,2 λ-cialotrina Clorpirifós α-endossulfam β-endossulfam Endossulfam Sulfato Fenantreno D -10* Malationa Metolacloro Metribuzim Permetrina Trifluralina 0,9992 0,9971 0,9996 0,9934 0,9963 0,9995 0,9977 0,9977 0,9985 0,9982-0,03 1 0,06 1 0,03 1 0,08 1 0,03 1 0, ,08 1-0,22 1 0,22 1 0,10 1 0,22 1 0,20 1 0, , ,0 198,9 240,8 194,9 271,6 187,2 173,1 162,2 182,0 163,0 306,1 197,0 196,9 194,9 236,8 273,6 188,2 125,0 238,2 198,0 183,1 264,1 208,0 313,9 238,8 206,9 386,8 189,2 127,1 240,2 199,1 184,1 290,1 * Padrão interno; 1 NOGUEIRA (2011); - Não validado; SEC 1 e SEC 2: íons secundários usados para identificação dos analitos. As análises no cromatógrafo líquido acoplado a espectrometria de massas em tandem (UPLC-MS/MS) foram realizadas utilizando gradiente de eluição com eluente A sendo uma solução aquosa de ácido fórmico (0,01%) e amônia (0,05%) e o eluente B acetonitrila com ácido fórmico a 0,01%. As análises iniciaram com 15% do eluente B que foram aumentando linearmente até 50% em 2,04 min, e então para 70% em 2,72 min e 95% em 3,94 min. Essa composição permaneceu até 4,62 min antes de ser retornada para os 15% iniciais em 4,76 54

56 min, seguido por um tempo de reequilíbrio de 0,24 min, dando um tempo total de corrida de 5 min. A vazão de fase móvel foi de 0,61 ml.min -1 e a temperatura da coluna mantida a 40 C. Foram injetados volumes de 10 µl do extrato. Essa condição foi determinada através da conversão das condições propostas pelo método validado e descrito por Carbo et al. (2008) com o uso de uma calculadora presente no software do UPLC-MS/MS. A Tabela 8 mostra os parâmetros para análise dos pesticidas avaliados através do UPLC-MS/MS Preparo das soluções padrões de pesticidas As soluções estoque foram preparadas individualmente a partir dos padrões primários dos pesticidas, na concentração aproximada de 100 μg.ml -1. Os pesticidas analisados por UPLC-MS/MS foram preparados em acetonitrila e os analisados por GC/MS, em tolueno. Para as análises envolvendo o amostrador passivo foram preparadas as mesmas soluções utilizando-se metanol como solvente. A partir da solução estoque de cada pesticida, foi preparada uma solução intermediária mista com concentração aproximada de 10 μg.ml -1, tanto para o GC/MS quanto para o UPLC-MS/MS. As soluções de trabalho, utilizadas para construção das curvas analíticas, foram preparadas por meio de diluições sucessivas a partir da solução intermediária mista, nas concentrações aproximadas de 0,10; 0,50; 1,0; 2,0 e 5,0 μg.ml -1 para GC/MS, e para UPLC- MS/MS 0,005; 0,01; 0,025; 0,05; 0,1; 0,25; 0,5 μg ml -1. Ressalta-se que para análise por cromatografia líquida diluiu-se as soluções finais a 50% com água ultra-purificada. Como padrão interno, foi utilizada solução de fenantreno-d10 com concentração aproximada de 1,0 μg.ml -1 (análise por GC/MS) e terbutilazina com concentração aproximada de 100,0 μg.ml -1 (análise por UPLC-MS/MS). As soluções estoque, mista e de trabalho foram armazenadas em frasco de vidro com tampa de teflon e mantidas sob refrigeração (-20 ºC). O período para utilização das soluções estoque e mista foi de no máximo 6 meses. 55

57 Tabela 8. Pesticidas estudados por UPLC-MS/MS e seus correspondentes parâmetros para análise de pesticidas em modo ESI +. ENERGIA MASSA INTERVALO DE VOLTAGEM TRANSIÇÃO DE LDI PESTICIDA MOLAR MONITORAMENTO (g.mol -1 (m/z) ) (min) a DO CONE b COLISÃO (µg.ml (V) -1 ) (ev) Acetamiprido Carbendazim Carbofurano Carbosulfano Clomazona Diurom Epoxiconazole Imidaclopride Metomil Piraclostrobina Tebuconazole Terbutilazina* Tiametoxam 222,67 191,21 221,26 380,50 239,70 233,09 329,76 255,66 162,21 387,80 307,82 229,71 291,71 1,0-1,75 0,75-1,5 1,75-2,5 4,25-4,75 2,25-3,0 2,0-2,75 2,75-3,25 1,0-1,5 0-1,25 3,25-3,75 2,75-3,25 2,5 3,0 0,5-1,25 223>56 223> > > > > >76 381> >89 240> >46,3 233>72,1 233> > > ,1>175,1 256,1>209,1 163>88 163> ,1> ,1> >70 308> >96 230> > >211, LQM c (µg.l -1 ) * Padrão interno; a A primeira transição foi usada para a quantificação e a segunda para a confirmação; -- não validado. b LDI Limite de detecção instrumental; c LQM Limite de quantificação do método analítico (RIBEIRO, 2013); ,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,005 0,19 0,99 0, ,40 0,39 0,39 0,19 0,20 0,20 0,39 0,20 r 2 0,9912 0,9945 0,9930 0,9872 0,9967 0,9887 0,9972 0,9986 0,9940 0,9931 0,9997 0,

58 3.10 Limpeza das vidrarias As vidrarias utilizadas nas análises foram limpas deixando-as de molho em solução aquosa a 2% de detergente extran alcalino MA-01 (Merk) por um período de 24 horas. Em seguida, a vidraria foi enxaguada em água corrente, água deionizada e posteriormente com porções de acetona, sendo levadas então à estufa a 140º C por 2 horas. Após esfriar, foram tampadas com papel alumínio e guardadas em armários de metal. As vidrarias volumétricas foram secas à temperatura ambiente Análises físicas e químicas no campo A fim de avaliar a influência das condições ambientais no momento das coletas de água e implantação dos amostradores passivos foram medidos parâmetros físicos (turbidez e condutividade) e químicos (ph e OD) da água em todos os pontos de amostragem. Para análise de turbidez retirou-se uma alíquota de água do ponto amostral e inseriu-se num recipiente apropriado para leitura em turbidímetro portátil. Já as análises de oxigênio dissolvido (OD), ph e condutividade foram realizadas com a inserção direta na água dos respectivos eletrodos de uma sonda multiparâmetros Tratamento estatístico dos dados Utilizou-se estatística descritiva para a apresentação dos dados: valores mínimos, máximos, mediana, média e frequência de detecção. A mediana foi obtida, neste caso, levando-se em consideração todas as coletas realizadas para um determinado ponto amostral durante todo o período estudado. Já a média foi calculada com base apenas nas coletas realizadas (triplicata) em cada campanha de campo. Para fim de aplicação da estatística descritiva, devido à obtenção de dados censurados (ou seja, menores do que o limite de detecção e quantificação) foi utilizado um método de substituição em que os valores não detectados foram trocados pela metade do valor do limite de detecção. Nos casos em que a concentração ficou abaixo do limite de quantificação do método, mas acima dos limites de detecção do equipamento, substituiu-se o resultado pelo valor médio entre os limites de detecção e quantificação (CHRISTOFARO; LEÃO, 2014). 57

59 4. RESULTADOS E DISCUSSÕES Considerando a importância das condições ambientais na determinação do destino final dos pesticidas serão apresentados inicialmente os resultados das análises físicas e químicas dos parâmetros avaliados em campo, bem como os valores médios de precipitação durante o período estudado e a avaliação do potencial de contaminação em água superficial e subterrânea. Posteriormente serão apresentados e discutidos os resultados das análises dos pesticidas por amostragem instantânea e passiva. 4.1 Análises físicas e químicas da água Os resultados das análises físicas e químicas da água nos pontos de água superficial e subterrânea medidos em campo são apresentados na Tabela 9. Ocorreram pequenas variações nos valores de ph durante o período amostrado e os resultados obtidos para todos os pontos ficaram entre 4,81 a 6,65, indicando a presença de águas levemente ácidas na região de estudo. Em geral, tanto a temperatura da água quanto a temperatura do ar foram elevadas mesmo nos meses de inverno e ficaram acima dos 22 C, o que pode acarretar a perda de alguns pesticidas por volatilização. Os valores de condutividade foram baixos em todos os pontos (4,54 38,7 µs.cm -1, com um único valor extremo de 139,1 µs.cm -1 no ponto P1 em fevereiro), indicando a presença de poucos eletrólitos dissolvidos. A turbidez também apresentou valores baixos nos pontos de água superficial, indicando baixo transporte de sedimento. Contudo, os valores na Tabela 9 indicam turbidez elevada nos pontos P1, P2 e P3 no mês de dezembro, indicando possível transporte de sedimento nesses pontos associado aos índices de precipitação ocorridos. Destaca-se ainda um valor anômalo no mês de maio para o ponto P3. Devido à proximidade, a variação no nível da água nos poços de monitoramento foi semelhante para os pontos P1, P2 e P3, sendo que as menores profundidades do nível d água foram registradas no mês de março apesar do mês mais chuvoso ter sido o mês de janeiro. Ribeiro (2011) e Casara (2011) constataram o mesmo comportamento em monitoramentos anteriores na região e atribuíram isso ao tempo necessário para que a água da chuva infiltre e alcance o lençol freático. O ponto P4, localizado a jusante dos demais poços de monitoramento, apresentou os maiores valores no mês de fevereiro devido à menor profundidade do nível freático nesse ponto. 58

60 59 Tabela 9. Parâmetros físicos e químicos analisados em campo Ponto/Mês Temp. da água ( C) Temp. do ar ( C) ph Turbidez NTU Condutividade (µs.cm -1 ) OD (mg.l -1 ) Nível da água (cm) Dez Fev P1 Mar Mai Jun 27,3 25,3 26,4 25,8 23, ,11 5,12 5,02 5,30 5, , ,7 139,1 34,3 15,69 11,28 4,17 4,05 5,25 3,86 4, Dez Fev P2 Mar Mai Jun 25,3 25,4 25,0 25,3 23, ,18 5,05 5,17 5,09 5, ,29 37, ,67 14,47 10,57 17,32 7,35 4,18 4,72 4,52 3,65 4, Dez Fev P3 Mar Mai Jun 24,5 24,2 25,0 25,0 23, ,56 4,81 4,97 5,01 4, ,8 29,9 > ,90 9,08 19,31 17,47 7,72 5,39 3,29 5,32 3,46 4, Dez Fev P4 Mar Mai Jun 26,5 26,9 25,8 24,3 23, ,25 5,06 4,84 5,46 6,65 33,6 14,6 3,35 5,60 8,09 9,93 15,83 7,68 15,85 16,97 3,34 4,26 3,58 3,37 4, Dez Fev P5 Mar Mai Jun 30,0 28,0 28,0 27,9 24, ,33 5,75 5,26 5,68 5,63 2,67 2,81 2,41 2,95 1,63 10,22 5,60 5,94 7,15 5,52 5,57 5,67 6,51 6,65 7, Dez Fev P6 Mar Mai Jun 30,0 25,6 25,9 25,0 22, ,21 5,45 5,74 5,73 6,25 9,46 5,20 3,03 5,82 2,62 24,6 23,7 15,62 8,24 12,67 4,11 4,35 4,77 5,60 5, Mar P7 Mai Jun 25,6 24,1 22, ,50 5,40 4,64 7,53 7,85 5,55 5,98 5,16 4,54 6,49 6,56 6,

61 Os valores de precipitação diária e mensal acumulada foram obtidos com auxílio de um pluviômetro instalado na área de estudo e são apresentados na Figura 15. Notam-se maiores valores acumulados nos meses de janeiro e abril, indicando maiores possibilidades de ocorrência dos processos de escoamento superficial e lixiviação. Não ocorreram precipitações diárias superiores a 50 mm em todo o período estudado e os meses de janeiro, dezembro e abril, respectivamente, foram os que apresentaram o maior número de dias com precipitação. 4.2 Avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais e subterrâneas O resultado da avaliação do potencial de contaminação das águas superficiais através do método de GOSS está expresso na Tabela 10. Não foram levadas em consideração as características do solo e clima da região, mas apenas as propriedades físicas e químicas dos pesticidas (tempo de meia vida no solo, coeficiente de sorção e solubilidade em água). O método classifica o composto quanto ao potencial de transporte associado ao sedimento ou à água. O pesticida que não se enquadrou em nenhum dos critérios descritos na Tabela 4 foi classificado com potencial médio de contaminação. Tabela 10. Avaliação do potencial de contaminação em água superficial segundo os critérios de GOSS (1992). Alto potencial de contaminação Potencial médio de contaminação Baixo potencial de contaminação D.A. 1 A.S. 1 D.A. 1 A.S. 1 D.A. 1 A.S. 1 acetamiprido atrazina λ-cialotrina clorpirifós diurom metolacloro carbendazim epoxiconazol imidaclopride tebuconazole clomazona clorpirifós α,β-end. * trifluralina epoxiconazole clomazona α,β-end. * end. sulfat malationa metomil permetrina trifluralina piraclostrobina tiametoxam carbofurano tebuconazole carbosulfano atrazina λ-cialotrina diurom end. sulfat malationa metolacloro permetrina piraclostrobina tiametoxam imidaclopride carbosulfano acetamiprido metomil carbendazim carbofurano 1 D.A. Dissolvido em água; A.S. Associado ao Sedimento; * α alfa endossulfam e β beta endossulfam; Endossulfam sulfato; O índice de GUS é um indicador do potencial de contaminação das águas subterrâneas e leva em consideração o tempo de meia-vida do pesticida no solo e o coeficiente de sorção à matéria orgânica. A Tabela 11 mostra o resultado da análise feita para os pesticidas estudados. 60

62 Figura 15. Precipitação diária e mensal acumulada na área de estudo entre dezembro de 2015 e julho de

63 Tabela 11. Avaliação do potencial de contaminação em água subterrânea segundo os critérios de GUS (1989). Não lixiviável GUS < 1,8 Faixa de transição 1,8 < GUS < 2,8 Provável lixiviação GUS > 2,8 Acetamiprido Carbosulfano Malationa Permetrina Trifluralina Piraclostrobina Clorpirifós λ-cialotrina α - Endossulfam Carbendazim Carbofurano Diurom Epoxiconazole Metomil Metolacloro Metribuzim Atrazina Clomazona Imidaclopride Tebuconazole Tiametoxam Analisando os resultados obtidos nas avaliações do potencial de contaminação, constata-se que os pesticidas atrazina, clomazona, imidaclopride e tebuconazole apresentam alto ou médio potencial de contaminação das águas superficiais (dissolvido em água ou associado ao sedimento) e alto em relação às águas subterrâneas (lixiviação). Houve a aplicação do herbicida atrazina e do inseticida tiametoxam na margem esquerda da área de estudo durante o período amostrado (Tabela 6) e os resultados das análises de campo mostram a detecção de três destes princípios ativos: atrazina, imidaclopride e tiametoxam. Isso confirma o alto potencial de contaminação destes compostos. 4.3 Amostragem instantânea Pesticidas em águas subterrâneas Os resultados obtidos com o uso da amostragem instantânea mostraram a presença de 8 dos 23 pesticidas analisados nas amostras de água subterrânea. Houve detecção em 60,7% das amostras, sendo que na maioria dos meses estudados foi encontrado pelo menos um princípio ativo em todos os pontos. A Tabela 12 mostra todos os pesticidas detectados durante o período de amostragem, bem como o valor mínimo, máximo e a mediana das concentrações por ponto de coleta. Todos os pesticidas detectados apresentaram valores abaixo dos limites estabelecidos pela legislação brasileira (Tabela 3). Entretanto, observa-se que em todos os pontos foi detectado pelo menos um princípio ativo com concentração acima dos limites permitidos pela União Europeia, que é de 0,1 µg.l -1 para um único pesticida e 0,50 µg.l -1 para o somatório de todos os pesticidas detectados (EUROPEAN UNION, 1998). A situação mais grave ocorreu no ponto P1 no mês de dezembro, onde no somatório das concentrações obteve-se um valor 62

64 quase seis vezes superior ao permitido para águas destinadas ao consumo humano (Figura 16). Analisando a Figura 15, verifica-se que neste mês houve precipitação no dia da amostragem (7 mm) e também no dia anterior (15 mm), o que pode ter contribuído para o deslocamento dos pesticidas até o ponto amostral. O herbicida metolacloro foi o que apresentou a maior frequência de detecção (Tabela 12). Seu baixo coeficiente de sorção (120 mg.l -1 ), elevada solubilidade (530 mg.l -1 ) e tempo de meia-vida no solo (90 d) o tornam susceptível ao processo de lixiviação. Esse resultado comprova o grande potencial para atingir as águas subterrâneas como já previsto pelo índice de GUS. Da mesma forma, o inseticida imidaclopride, que apresentou os maiores valores de concentrações detectadas, também possui propriedades que lhe garantem alto potencial de contaminação, tais como elevada solubilidade em água (610 mg.l -1 ) e elevado tempo de meia-vida no solo (191 d), explicando assim a sua presença. O inseticida carbofurano foi detectado de forma inconstante em todos os pontos, principalmente nos meses dezembro e março, onde ocorreram precipitações de 115 e 92 mm, respectivamente (Figura 15). Pode-se atribuir isso ao fato deste pesticida apresentar alta solubilidade em água (322 mg.l -1 ). O mesmo pode ser observado para o inseticida tiametoxam, que apresenta solubilidade em torno de 4100 mg.l -1, para explicar sua detecção no ponto P1 em dezembro. Os pesticidas trifluralina e malationa foram encontrados em pequenas quantidades, confirmando o baixo potencial de contaminação desses compostos. O transporte destes pesticidas provavelmente ocorreu devido à pequena profundidade do lençol freático e das características do solo. A presença do fungicida carbendazim em apenas um mês de coleta (dezembro) no ponto 1 pode ser explicada pela sua baixa solubilidade (8,0 mg.l -1 ) e tempo de meia-vida no solo (40 d). Este pesticida apresenta maior probabilidade de ser encontrado em matrizes de sedimento (RIBEIRO et al., 2013). Pode-se afirmar o mesmo quanto ao herbicida diurom, que apesar de ter sido detectado em todos os pontos no mês de dezembro, não apresenta alto potencial de contaminação devido à sua média solubilidade (35,6 mg.l -1 ) e coeficiente de sorção (813 ml.g -1 ). O ponto P1 foi o mais impactado pela contaminação por pesticidas (Figura 16) e isso pode ser devido ao fato deste ponto estar mais perto das áreas agricultáveis e apresentar menor cobertura vegetal se comparado com os demais, o que lhe confere maior 63

65 Tabela 12. Mínimo (Min), máximo (Max) das concentrações detectadas dos pesticidas e mediana (Md) (µg.l -1 ) das concentrações em todas a amostras em água subterrânea por ponto de coleta, porcentagem de detecção e potencial de periculosidade ambiental. Pesticida P1 P2 P3 P4 % Min Max Md Min Max Md Min Max Md Min Max Md detecção PPA* Carbendazim Carbofurano Diurom Imidaclopride Malationa Metolacloro Tiametoxam Trifluralina 1,03 <0,03 0,32 0,28 <0,99 <0,20 <0,39 2,65 0,84 0,34 <0,20 0,28 <0,03 <0,08 <0,03 0,32 <0,08 <0,99 <0,20 <0,39 <0,03 0,34 <0,08 <0,03 <0,08 <0,03 <0,08 <0,20 <0,39 <0,03 <0,08 <0,03 <0,08 0,66 0,34 <0,08 <0,20 <0,39 0,72 0,40 <0,08 <0,03 0,34 <0,08 3,6 19,6 19,6 5,4 5,4 35,7 3,6 1,8 III II II III II II III II * Potencial de Periculosidade Ambiental (I Altamente perigoso, II Muito perigoso, III Perigoso, IV Pouco perigoso). Fonte: Adapar,

66 vulnerabilidade à contaminação. Analisando a sua localização e o perfil das curvas de nível na região (Figura 7) percebe-se que teoricamente este é o primeiro ponto pelo qual o fluxo de água passa. Outra hipótese é a movimentação da água no perfil do solo através de canais após eventos de intensa precipitação, sem que haja interação com a matriz do solo. Tal fenômeno é chamando de transporte preferencial e pode fazer com que haja maior contaminação de um ponto em relação a outro (SOUSA, 2014). Ribeiro (2011), durante o período de , detectou 10 pesticidas em poços de monitoramento na mesma região (metolacloro, atrazina, tiaclopride, α e β endossulfam, endossulfam sulfato, clorpirifós, trifluralina, flutriafol e malationa). O pesticida mais frequentemente detectado foi o metolacloro (70%), fato que se repete no presente estudo, mas em menor proporção (Tabela 12). A concentração máxima deste pesticida foi de 12,17 µg.l -1, valor 30 vezes maior do que os obtidos no presente estudo. Ainda segundo a autora, os pesticidas trifluralina, malationa, diurom e carbofurano apresentaram concentrações médias de 1,37, 0,14, 28,3 e 1,71 µg.l -1, respectivamente, e a frequência de detecção de todos foi de 1,6%. Casara (2011), em outro monitoramento na região detectou 7 pesticidas nas águas subterrâneas (atrazina desisopropil (DIA), atrazina, metolacloro, flutriafol, tiacloprido, β endossulfam e endossulfam sulfato). Destes, o metolacloro também foi o mais detectado (40%) com concentrações na faixa de 0,02-1,16 µg.l -1. Constata-se que houve uma redução na porcentagem de detecção do herbicida metolacloro em relação aos estudos anteriores e um pequeno aumento na frequência para os pesticidas trifluralina, malationa, diurom e carbofurano em comparação com os resultados reportados por Ribeiro (2011). Contudo, as concentrações foram mais baixas (exceto para a malationa), o que pode ser um forte indicativo de que a recuperação da mata ciliar esteja contribuindo para a diminuição da contaminação do lençol freático da região. Essa diminuição significativa na quantidade de metolacloro pode ser devido à diminuição no uso deste composto nas lavouras, uma vez que não foi usado na margem esquerda durante o período amostrado. Já o aumento na frequência para os pesticidas citados se deve ao maior número de coletas realizadas nos monitoramentos anteriores em relação ao presente estudo. Tal fato faz com que um número maior de detecções fosse necessário anteriormente para que se atinja um percentual igual ou semelhante aos do trabalho atual. Destaca-se ainda que no presente trabalho foi amostrado somente o período de safra enquanto nos trabalhos de Ribeiro (2011) e Casara (2011) foram feitas coletas também no período de 65

67 entressafra quando é menos provável haver a detecção dos pesticidas devido à baixa pluviosidade e ao fato de não haver aplicação dessas substâncias. Dos oito pesticidas detectados, três são considerados perigosos segundo a classificação realizada pelo IBAMA através da Normativa n. 84/96 e cinco muito perigosos (Tabela 12). Embora as concentrações não tenham sido tão altas quando comparadas com estudos anteriores, esse resultado gera uma preocupação quanto à segurança em relação ao uso desses compostos no ambiente e fica um alerta para que boas práticas de manejo sejam realizadas na região. 66

68 Figura 16. Concentrações médias (µg.l -1 ) dos pesticidas detectados em água subterrânea por ponto e data de coleta e precipitação acumulada mensal. 67

69 4.3.2 Pesticidas em águas superficiais O monitoramento dos pesticidas em água superficial nos pontos P5 e P6 foi realizado de dezembro de 2015 a junho de O ponto P7 foi amostrado apenas nos meses de março, maio e junho. Ao todo foram encontrados 9 dos 23 pesticidas analisados e houve detecção de pelo menos um pesticida em 41% das amostras. Nenhum princípio ativo foi detectado no mês de maio. A Tabela 13 mostra todos os pesticidas detectados durante o período de amostragem, bem como o valor mínimo, máximo e a mediana das concentrações por ponto de coleta. O inseticida carbofurano foi o princípio ativo mais detectado, sendo o único encontrado em todos os pontos (Figura 17). Sua elevada solubilidade em água (322 mg.l -1 ) pode estar entre os fatores que explicam sua frequente detecção. A presença do fungicida carbendazim nos pontos P5 e P6 no mês de dezembro pode ser atribuída ao seu elevado tempo de meia-vida no solo (40 d) que o torna susceptível ao transporte pela ação da força da chuva através do escoamento superficial associado ao sedimento, uma vez que apresenta baixa solubilidade em água (8 mg.l -1 ). A detecção dos pesticidas trifluralina e permetrina provavelmente ocorreu pela mesma via, já que esses compostos possuem baixíssima solubilidade em água e elevados coeficientes de sorção. Esses resultados corroboram o que foi previsto pelo método de GOSS. Ao contrário do que foi verificado nas análises em água subterrânea, o herbicida metolacloro apresentou baixa frequência de detecção (7,7%), embora pelas suas características físicas e químicas tenha alto potencial para contaminação especialmente durante o período chuvoso. Este fato deve estar relacionado com a dinâmica mais intensa das águas superficiais sendo que pode haver a diluição ou o transporte dos pesticidas para áreas a jusante mais rapidamente além dos processos de degradação que também podem ocorrer mais intensamente nas águas superficiais do que nas subterrâneas devido à maior presença de agentes que promovem a transformação dos pesticidas tais como radiação solar, maiores concentrações de oxigênio dissolvido e presença de maiores quantidades de microrganismos (DORES; DE-LAMONICA-FREIRE, 2001). Essa observação explica a menor porcentagem de detecção da maior parte dos pesticidas em águas superficiais. Os pesticidas malationa, diurom, imidaclopride e acetamiprido foram detectados apenas uma vez, porém de forma inconstante em relação aos meses de coleta. O acetamiprido possui alta solubilidade em água (2950 mg.l -1 ) e baixo coeficiente de sorção (200 ml.g -1 ), o que indica relação direta com o índice pluviométrico ocorrido na região durante o mês de fevereiro (162 mm). Já para a malationa provavelmente outra via de contaminação (como a 68

70 volatilização e deriva) justificam sua detecção no mês de junho, visto que este composto apresenta elevado valor para a constante de Lei de Henry (1,00 x 10-3 Pa m 3 mol -1 ). A presença do herbicida diurom pode ter sido ocasionada pelo transporte associado às partículas em suspensão, pois o mesmo apresenta valor médio de Koc (813 ml.g -1 ) e solubilidade (35,6 mg.l -1 ) e foi classificado como de potencial alto de contaminação de águas superficiais dissolvido em água (Tabela 10). É possível observar na Figura 17 uma tendência de diminuição das concentrações nos meses de maior pluviosidade de dezembro a abril. Apesar de a maior pluviosidade intensificar os processos de escoamento superficial, ocorre em paralelo a diluição das concentrações pelo aumento da vazão. Além disso, a presença da vegetação ciliar contribui para reter os contaminantes diminuindo as concentrações nos corpos d água próximos (BOYD et al., 2003). Ressalta-se que ocorreram precipitações no dia da coleta nos meses de dezembro e fevereiro, sendo que em dezembro também ocorreu no dia anterior, fato que não se repetiu nos meses subsequentes (Figura 15). Isso pode ter contribuído para o deslocamento dos pesticidas até o corpo hídrico e ajuda a explicar porque esses meses apresentaram o maior número de princípios ativos detectados. De acordo com a resolução n. 357 de 17 de março de 2005 do CONAMA, que dispõe sobre os padrões de qualidade da água para fins de enquadramento, os pesticidas trifluralina e malationa apresentaram valores acima do permitido (Tabela 3) pela legislação brasileira. No caso do inseticida malationa esse valor foi quase 10 vezes superior ao limite. Os demais pesticidas estão de acordo com a legislação, lembrando que nem todos são contemplados. Entretanto, se considerarmos os padrões exigidos pela Comunidade Europeia, as concentrações detectadas ficaram acima do permitido para os pontos P5 (dezembro/15 e junho/16) e P6 (dezembro/15). Percebe-se que os pontos P5 e P6 apresentaram um nível de contaminação maior. Esses pontos estão localizados em uma área em que a vegetação ciliar ainda se encontra em processo de recuperação, enquanto o ponto P7 se encontra mais protegido pela mata ciliar. Além disso, é importante ressaltar também que o ponto P7 se encontra à jusante em relação aos outros dois pontos e que processos de diluição dos pesticidas pelas águas da chuva podem ocorrer fazendo com que a concentração desses compostos fique abaixo do limite de detecção neste último ponto. 69

71 Tabela 13. Mínimo (Min), máximo (Max) das concentrações detectadas dos pesticidas e mediana (Md) (µg.l -1 ) das concentrações em todas a amostras em água superficial por ponto de coleta, porcentagem de detecção e potencial de periculosidade ambiental. P5 P6 P7 % Pesticida Min Max Md Min Max Md Min Max Md detecção PPA* Acetamiprido Carbendazim Carbofurano Diurom Imidaclopride Malationa Metolacloro Permetrina Trifluralina 0,052 0,92 0,34 <0,10 0,28 <0,99 <0,20 <0,19 0,94 0,34 <0,10 0,28 <0,20 <0,03 <0,10 <0,08 <0,03 0,34 0,36 <0,08 <0,19 <0,99 <0,20 <0,39 <0,03 0,34 0,38 <0,08 <0,03 <0,10 <0,08 <0,03 <0,10 <0,08 <0,20 <0,03 <0,10 <0,08 <0,03 <0,10 <0,08 * Potencial de Periculosidade Ambiental (I Altamente perigoso, II Muito perigoso, III Perigoso, IV Pouco perigoso). Fonte: Adapar, ,6 12,8 35,9 5,1 5,1 7,7 7,7 5,1 5,1 II III II II III II II II II 70

72 Em um monitoramento realizado por Casara (2011) na mesma região foram detectados 6 pesticidas (atrazina, endossulfam sulfato, flutriafol, metolacloro, trifluralina e tiacloprido). Destes, o que apresentou maior frequência de detecção foi o tiacloprido (23,2%) e apenas a trifluralina apresentou concentrações maiores do que as permitidas pela legislação brasileira. O pesticida metolacloro apresentou concentrações na faixa de 0,5-0,82 µg.l -1 e foi detectado em 4,3% das amostras. Ribeiro (2011) detectou 8 pesticidas na região (metolacloro, α e β endossulfam, atrazina, endossulfam sulfato, flutriafol, trifluralina e carbofurano). O herbicida metolacloro foi o mais detectado (12%) em concentrações na faixa de 0,23-1,40 µg.l -1. Trifluralina e carbofurano apresentaram concentrações máximas de 0,44 e 5,61 µg.l -1, respectivamente, e frequência de detecção de 1,5%. Sendo assim, todos os pesticidas detectados no presente estudo apresentaram concentrações máximas inferiores às reportadas em estudos anteriores, embora a frequência de detecção tenha sido maior na maior parte dos casos pelos mesmos motivos já citados. O inseticida carbofurano, por exemplo, apresentou concentrações até 28 vezes menores do que as obtidas por Ribeiro (2011). Ressalta-se que tanto nos estudos realizados por Casara (2011) e Ribeiro (2011) ocorreram precipitações mais intensas, o que pode ter contribuído para o maior deslocamento dos pesticidas no sentido de contaminar o lençol freático e as águas superficiais da região. Analogamente ao resultado obtido no monitoramento das águas subterrâneas, constatou-se que dos nove pesticidas detectados, apenas dois são classificados como perigosos de acordo com o potencial de periculosidade ambiental (PPA), sendo os demais considerados muito perigosos (Tabela 13). Embora as concentrações também tenham diminuído em relação a estudos anteriores, verifica-se a importância da cobertura vegetal em áreas de nascente no sentido de minimizar os impactos causados pelas práticas agrícolas. Segundo Carbo (2009), a vegetação é um componente de extrema importância na contenção do transporte superficial de pesticidas. Sendo assim, a redução na concentração de alguns pesticidas provavelmente tem relação com a recuperação da mata ciliar iniciada em anos anteriores, que certamente já está exercendo um papel fundamental na contenção desses compostos, evitando sua entrada nos corpos hídricos da região. 71

73 Figura 17. Concentrações médias (µg.l -1 ) dos pesticidas detectados em água superficial por ponto e data de coleta e precipitação acumulada nas 72 horas anteriores ao dia da coleta. 72

74 4.4 Amostragem Passiva Ensaios de recuperação As porcentagens de recuperação para dois níveis de fortificação são apresentadas na Tabela 14. O método de extração proposto apresentou baixa recuperação para todos os pesticidas estudados, uma vez que se considera ideal quando as recuperações se encontrem numa faixa de 70 a 120% para análises de pesticidas (ABREU; MATTA; MONTAGNER, 2008). No nível de fortificação de 2,0 µg ocorreram maiores variações na recuperação, tornando o resultado menos confiável. Entretanto, como o presente estudo se trata de um trabalho exploratório, foram consideradas as recuperações obtidas para o nível de fortificação de 1,0 µg para o cálculo da taxa de amostragem e da concentração final dos pesticidas detectados. Além da maior confiabilidade, este também foi o nível de fortificação utilizado diariamente na calibração. Tabela 14. Porcentagem média de recuperação dos pesticidas (n=5) e níveis de fortificação no adsorvente. Recuperação (%) Pesticida Níveis de fortificação (µg) 1,0 2,0 Acetamiprido 83,50 (±22,1) 57,99 (±24,4) Atrazina 52,05 (±7,9) 53,07 (±19,1) Carbosulfano 55,43 (±5,2) 44,44 (±12,8) Piraclostrobina 45,02 (±10,6) 55,74 (±26,4) Tiametoxam 31,17 (±25,9) 18,30 (±8,2) * Os valores entre parênteses representam o desvio padrão. O adsorvente utilizado (Oasis HLB) apresenta maior capacidade para reter compostos polares, sobretudo com coeficiente de partição octanol-água menor que 4,0 (ALVAREZ et al., 2004), embora também consiga captar compostos acima desse valor (MORIN et al., 2012). Analisando o referido parâmetro na Tabela 2, espera-se uma interação forte com o adsorvente para todos os pesticidas estudados, porém em menor proporção no caso do inseticida carbosulfano (log Kow = 7,42). Os pesticidas atrazina e carbosulfano apresentam constante da Lei de Henry relativamente altas (1,50 x 10-4 e 1,24 x 10-1 Pa m 3 mol -1, respectivamente) e podem ter sofrido volatilização durante o transcurso analítico. A utilização apenas de metanol como solvente pode não ter sido adequada para a extração eficiente dos analitos. 73

75 4.4.2 Calibração e taxa de amostragem (Rs) As maiores taxas de amostragem (Rs) foram obtidas para os pesticidas acetamiprido e atrazina (Tabela 15). Mazzella et al. (2007) e Alvarez et al. (2007) encontraram valores parecidos aos obtidos no presente estudo (0,239 e 0,240 L.d -1, respectivamente) para o herbicida atrazina sob condições similares de calibração, embora não iguais. A Tabela 15 apresenta os valores obtidos na calibração e as taxas de amostragem dos pesticidas estudados. Tabela 15. Mínimo, máximo e média (µg) das quantidades dos pesticidas detectados na calibração e taxa de amostragem calculada (L.d -1 ). Pesticida Min Max Média Rs Acetamiprido Atrazina Carbosulfano Piraclostrobina Tiametoxam - Não foi possível determinar; 2,10 0,83 <LD <LD 0,10 2,54 3,05 <LD <LQ 0,17 2,34 1,72 <LD <LQ 0,14 0,20 0, ,03 Tomando como exemplo o herbicida atrazina, tem-se que a quantidade média obtida na calibração foi de 1,72 µg. Considerando-se que a taxa de recuperação foi de 52,05% (Tabela 14) obteve-se um valor aproximado de 3,30 µg. Rearranjando e substituindo os valores na equação (2), tem-se: Rs = (3,30 µg /220 mg). 220 mg/1,0 µg.l d Rs = 0,24 L.d -1 Existe uma ampla gama de valores encontrados na literatura para os mais diversos compostos, porém para efeitos de comparação é necessário utilizar amostradores com as mesmas características (tipo e área da superfície da membrana, quantidade de adsorvente), condições ambientes semelhantes e tipo de extração equivalente. Devido à inexistência de um padrão para a realização de tal procedimento, obtêm-se muitas vezes valores bem diferentes. Alvarez (1999) reportou uma taxa de amostragem de 0,050 L.d -1 para a atrazina em um experimento conduzido sem agitação, com adsorvente na configuração pesticida e amostrador com área de exposição em torno de 18 cm 2. Em outro estudo feito por Hernando et al. (2005), o valor de Rs apresentado foi de 0,042 L.d -1 para o mesmo pesticida. As condições foram praticamente as mesmas do presente estudo, diferenciando apenas no fato de ter sido utilizada água salgada. 74

76 Com exceção da atrazina, a escassez de dados na literatura para os demais pesticidas impossibilitou uma análise comparativa para estes compostos mesmo para calibrações realizadas sob outras condições. Os baixos valores detectados para o inseticida carbosulfano provavelmente possuem relação direta com o seu alto valor do coeficiente de partição octanol-água (log Kow 7,42). Além disso, este pesticida sofre degradação rápida quando ph é igual a 5 que é exatamente a faixa de ph da água usada na calibração. Isso não acontece para os demais compostos estudados, pois são estáveis nessa faixa (PPDB, 2016). De acordo com Li et al. (2010), o ph é extremamente importante na performance do adsorvente. Para analitos ácidos, a adsorção é mais eficiente após o ajuste das amostras de água para um valor de ph baixo e, para analitos alcalinos, após ajuste para ph alto. Fica evidente pelos dados apresentados na Tabela 14 e resultados obtidos nos ensaios de recuperação que o coeficiente de partição octanol-água não é o único fator que influencia na taxa de amostragem. O inseticida acetamiprido, que possui o segundo menor coeficiente de partição dentre todos os pesticidas selecionados para o estudo (log Kow 0,8) foi o que apresentou a maior taxa de amostragem e não o inseticida tiametoxam (log Kow - 0,13) como esperado. MacLEOD et al. (2007) também não encontrou tendência geral observável para os seus compostos estudados com base no coeficiente de partição. Portanto, fatores como a temperatura, ph, fluxo de água, salinidade e incrustação podem afetar o valor de Rs e uma análise da água, da membrana e do adsorvente se fazem necessárias para entender os mecanismos de captação. Outra questão ainda não respondida é o fato de poder existir um processo de adsorção competitiva, onde um composto fracamente retido pode ser substituído por outro com mais afinidade pelo adsorvente ao longo do tempo de exposição (HARMAN; ALLAN; VERMEIRSSEN, 2012) Parâmetros físicos e químicos e recuperação do amostrador A Tabela 16 apresenta os resultados dos parâmetros físicos e químicos analisados no campo no dia da implantação dos amostradores. Os valores de condutividade medidos (4,94-7,15 µs.cm -1 ) foram baixos durante todo o período amostrado, indicando baixa presença de eletrólitos dissolvidos. Os valores de ph indicam presença de água levemente ácida nos dois pontos amostrais, o que pode influenciar na captação de determinados pesticidas como o carbosulfano (PPDB, 2016). Esta faixa de ph corresponde àquela utilizada no ensaio de 75

77 calibração. A turbidez mede a presença de partículas em suspensão ocasionada principalmente por areia, argila e microrganismos, sendo que em todo o período verificou-se baixos valores para esta variável. Tabela 16. Parâmetros físicos e químicos analisados em campo no dia da implantação do amostrador. PARÂMETROS Temp. da água ( o C) Temp. do ar ( o C) ph OD (mg.l -1 ) Condutividade (µs.cm -1 ) Turbidez (NTU) * 09/03; 31/03; P5 mar* mar mai jun 27,6 33,0 5,66 6,27 5,14 3,95 28,0 34,0 5,26 6,51 5,94 2,41 27,9 35,0 5,68 6,65 7,15 2,95 24,5 30,0 5,63 7,88 5,52 1,63 P7 mar* mar mai jun 25,9 28,0 5,21 6,41 5,94 8,87 25,6 29,0 5,50 6,49 5,98 7,53 24,1 28,0 5,40 6,56 5,16 7,85 22,0 27,0 4,64 6,90 4,54 5,55 Após os 14 dias de exposição em cada campanha de campo, os amostradores foram recuperados do campo e foi possível constatar a presença de material depositado na superfície da membrana variando na quantidade entre os dois pontos (Figura 18). Figura 18. Diferença entre os amostradores após período de exposição de 14 dias nos pontos P5 (A) e P7 (B). Como previsto, em todas as campanhas de campo verificou-se uma maior quantidade de material depositado nos amostradores implantados no ponto P7. Isso ocorreu porque este ponto apresenta um maior fluxo de água que consequentemente traz consigo maior quantidade de matéria orgânica dissolvida, além de material particulado e outros componentes presentes no ambiente. O ponto P5 caracteriza-se por ser um ambiente lêntico e, portanto, menos susceptível a impactos dessa natureza. Os resultados apresentados na Tabela 16 para a variável turbidez nos dois pontos comprova isso. 76