UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ UNIVALI CARLOS EDUARDO NEMITZ DE OLIVEIRA

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1 UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ UNIVALI CARLOS EDUARDO NEMITZ DE OLIVEIRA INFLUÊNCIA DA QUALIDADE DA ÁGUA NO DESENVOLVIMENTO DO ROBALO-PEVA Centropomus parallelus (POEY, 1860), DURANTE O PERÍODO DE PRÉ-ENGORDA, EM LABORATÓRIO Itajaí 2011

2 CARLOS EDUARDO NEMITZ DE OLIVEIRA INFLUÊNCIA DA QUALIDADE DA ÁGUA NO DESENVOLVIMENTO DO ROBALO-PEVA Centropomus parallelus (POEY, 1860), DURANTE O PERÍODO DE PRÉ-ENGORDA, EM LABORATÓRIO Monografia apresentada como requisito parcial para a obtenção do título de Oceanógrafo, na Universidade do Vale do Itajaí. Orientador: Dr. Gilberto Caetano Manzoni Itajaí 2011

3 I AGRADECIMENTOS Agradeço as pessoas que sem, não seria possível completar esta etapa de minha formação, tanto acadêmica como de vida, de crescimento, de evolução e realização. Começo a lista então por minha família, que tanto me apoiou para que até aqui chegasse. Obrigado pai, pelos anos de carinho e grande aprendizado que me propiciou e propicia. Obrigado mãe pelo carinho e pelas palavras generosas e aconchegantes que por muitas vezes me aconselharam. A minha irmã querida, agradeço a amizade, que tanto falta me fez nos últimos anos desta caminhada. A meu irmão, que além de conselhos valiosos, me proporcionou realizar muitos churrascos para matar a saudades do meu Rio Grande do Sul. A todos vocês meu especial muito obrigado. Agradeço ao meu orientador, Dr. Gilberto Caetano Manzoni, o Giba, pela valiosa bagagem de conhecimento passada e dedicação em colocar no prumo idéias que muitas vezes do nada surgiram. Da mesma forma agradeço ao Oceanógrafo Jeferson Dick, pela paciência e tempo dedicados a evolução deste trabalho, mas principalmente pela amizade adquirida. Assim como ao Renatinho, pela paciência e vontade em compartilhar informações e conhecimentos, que só têm aqueles com anos de prática. A Zí pelos deliciosos bolinhos de chuva e cafés. Ao pessoal do Laboratório de Oceanografia química, Thiago, Maicon, Naty, Carol, Paty e ao professor Jurandir, valeu a força e o apoio galera. Ao professor Léo Lynce pelo apoio estatístico, meu muito obrigado. A galera geral da Oceanografia muito obrigado pelos anos de convívio, amizade e festas, tudo valeu a pena. Porém, desse grupo ressalto um agradecimento especial para aqueles que mais convivi. Os Reges pela amizade e apoio nestes anos de faculdade e inúmeros churrascos e risadas. A Pati, Azeitão, Mineiro, Igor, Rodrigo amizades de grande valia para que seguisse adiante e crescesse como pessoa, valeu galera. A minha namorada, pelo carinho, amor e paciência a mim dedicados durante este período, te amo.

4 II SUMÁRIO AGRADECIMENTOS... I SUMÁRIO... II LISTA DE FIGURAS... IV LISTA DE TABELAS... VI RESUMO... VII 1. INTRODUÇÃO OBJETIVOS Objetivo Geral Objetivos Específicos REFERENCIAL TEÓRICO MATERIAIS E MÉTODOS Local Obtenção dos peixes Etapa 1 - Comparação do desenvolvimento dos peixes cultivados em tanque de 5000 litros, no laboratório e em tanque-rede, no mar Biometrias Coleta dos parâmetros físicos e químicos Salinidade Oxigênio Dissolvido Temperatura Potencial Hidrogeniônico (ph) Amônio (com ALFA KIT) Procedimento de Sifonagem Etapa 2 Avaliação da qualidade de água em aquários de cultivo sob diferentes taxas de renovação de água Coletas e análises das amostras de água Amônia Nitrito (NO 2 ) Nitrato (NO 3 )... 17

5 III 4.5 Tratamento estatístico dos dados RESULTADOS E DISCUSSÕEs Comparação do desenvolvimento de robalos-peva cultivados em tanque, no laboratório, e em tanque rede, no mar (etapa 1) Parâmetros físicos e químicos Salinidade Potencial Hidrogenionico (ph) Temperatura Oxigênio dissolvido Amônia Crescimento e ganho de peso Relação entre o desenvolvimento dos peixes e os parâmetros físicos e químicos na etapa Comparação dos tratamentos A (renovação parcial) e B (sem renovação), aplicados nos aquários, na etapa 2 do experimento Comparação dos parâmetros físicos e químicos nos aquários de cultivo, com diferentes tratamentos Salinidade Potencial Hidrogenionico (ph) Temperatura Oxigênio dissolvido Amônia Nitrito Nitrato Variação da biomassa Sobrevivência CONCLUSõES REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS... 41

6 IV LISTA DE FIGURAS Figura 1: localização da área de estudo, Enseada da Armação do Itapocoróy... 6 Figura 2: fluxograma dos experimentos realizados... 7 Figura 3: tanque de 5000 litros com juvenis de robalo-peva... 8 Figura 4: Tanque-rede, na Enseada da Armação do Itapocoróy... 8 Figura 5: ilustração da biometria; (a) peixes sedados; (b) medição do comprimento total dos peixes; (c) pesagem dos peixes Figura 6: oxímetro Figura 7: fitas e tabela, para medição do ph Figura 8: kit amônia indotest Figura 9: fotocolorímetro microprocessador Figura 10: aparato de sifonagem Figura 11: tela de proteção, vista superior do aquário Figura 12: proteção adesiva dos aquários e marcações de volume, sinalizadas com as setas Figura 13: metodologia de pesagem dos organismos Figura 14: aquário do tratamento B Figura 15: aquários, na bancada Figura 16: Variação da salinidade durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Figura 17: Variação do ph durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Figura 18: Variação da temperatura durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Figura 19: Variação do Oxigênio dissolvido durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Figura 20: Variação da concentração de amônia durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Figura 21: comprimento total médio de peixes cultivados em tanques no laboratório e no mar Figura 22: peso médio em gramas de robalos cultivados em tanques no laboratório e no mar Figura 23: Variação da salinidade nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 24: Variação da salinidade nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento... 26

7 V Figura 25: média das salinidades nos tratamentos A e B Figura 26: Variação do ph nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 27: Variação do ph nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 28: médias do potencial hidrogeniônico nos tratamentos A e B Figura 29: variação da temperatura nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 30: variação da temperatura nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 31: temperatura média para os tratamentos A e B Figura 32: concentrações de Oxigênio dissolvido nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 33:concentrações de Oxigênio dissolvido nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 34: média das concentrações de oxigênio dissolvido Figura 35: concentração de amônia nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 36: concentração de amônia nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 37: média das concentrações de amônia para os tratamentos A e B Figura 38: concentração de Nitrito nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 39: concentração de Nitrito nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 40: médias das concentrações de nitrito para os tratamentos A e B Figura 41: concentração de Nitrato nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 42: concentração de Nitrato nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento Figura 43: médias das concentrações de nitrato para os tratamentos A e B Figura 44: Biomassas iniciais e finais por aquário em gramas Figura 45: relação entre médias das biomassas iniciais e finais Figura 46: média da biomassa inicial em gramas dos tratamentos A e B Figura 47: média das biomassas finais dos tratamentos A e B... 38

8 VI LISTA DE TABELAS Tabela 1: valores máximos e mínimos dos parâmetros físicos e químicos durante a etapa 1 do experimento, nos dois ambientes de cultivo Tabela 2: médias iniciais e finais de peso e comprimento, na etapa 1 do experimento Tabela 3:valores máximos e mínimos dos parâmetros físico e químicos nos dois tratamentos testados Tabela 4: valores máximos e mínimos dos compostos nitrogenados e biomassas iniciais e finais para os dois tratamentos testados... 39

9 VII RESUMO O objetivo deste trabalho foi avaliar as respostas de juvenis do robalo peva (Centropomus parallelus) a diferentes condições de manutenção em laboratório. O estudo foi conduzido no Centro experimental de Maricultura, campus Penha, da Universidade do Vale do Itajaí. O experimento foi dividido em duas etapas. Na etapa 1, foram feitas comparações de crescimento e ganho de peso de juvenis do robalo-peva em diferentes condições de cultivo. Um lote de peixes foi mantido em um tanque de 5000 litros, em laboratório, com o peso médio inicial de 4,38±1,44 e final de 5,34±1,76 gramas e comprimento total médio inicial de 7,94±0,85 e final de 8,37±0,98 centímetros. Outro lote foi mantido em um tanque-rede, no mar, onde apresentavam comprimento total médio inicial de 7,38±0,86 e final de 8,6±0,94 centímetros e peso médio inicial de 3,77±1,12 e final de 6,26±2,14 gramas. O período experimental dessa etapa foi de 91 dias e os parâmetros físicos e químicos (Oxigênio dissolvido, ph, temperatura, salinidade e Amônia) foram monitorados semanalmente nos dois ambientes e.a alimentação foi fornecida diariamente. Nesta etapa os peixes mantidos no mar tiveram um melhor desenvolvimento do que os mantidos no laboratório. Na etapa 2 os peixes foram alocados em seis aquários, com 35 peixes cada, onde foram realizados dois tratamentos, um com 50% de troca de água diária, e outro sem troca de água. Os parâmetros físicos e químicos (Oxigênio dissolvido, ph, temperatura, salinidade e compostos nitrogenados) foram monitorados diariamente. A biomassa média inicial por aquário foi de 290±15,1 gramas no tratamento A e 291±10,1 gramas no tratamento B. No final de 28 dias de experimento, foram novamente pesadas as biomassas, onde pode-se constatar uma biomassa média final de 299±15,5 gramas para o tratamento A e 231±11,6 gramas para o tratamento B, sendo que a diminuição da biomassa no tratamento B esteve associada as condições inadequadas de qualidade de água, o que ocasionou a mortalidade total dos peixes deste tratamento. PALAVRAS CHAVE: robalo-peva, biomassa, parâmetros físicos e químicos.

10 1. INTRODUÇÃO O robalo-peva Centropomus parallelus (Poey, 1860) pertence à família Centropomidae e distribui-se desde o sul da Flórida (Estados Unidos) até o litoral norte do Rio Grande do Sul (Brasil), tendo ocorrência em todo o estado de Santa Catarina. Sua presença é mais marcante em áreas estuarinas, manguezais e lagunas, ocorrendo também em águas marinhas costeiras. É uma espécie carnívora, apresentando como presas preferências pequenos peixes e camarões, e eurialina, vivendo preferencialmente em águas de baixa salinidade, porém dependentes de águas salgadas para a reprodução. Sua carne branca, saborosa e com pouca gordura, tem grande aceitação do mercado consumidor e devido a sua qualidade alcança elevados preços (CERQUEIRA, 2005). Está espécie é alvo de trabalhos em alguns locais do Brasil. No litoral de Santa Catarina, foram realizados povoamentos de canais de abastecimento de fazendas de camarão marinho com robalos, de forma extensiva, o que gerou significativa redução de competidores e predadores dos camarões nos viveiros. No Ceará e Espírito Santo, foi testado o cultivo da espécie de forma intensiva, em tanques de terra, abastecidos com água salgada, e tanques cilíndricos, abastecidos com água doce, respectivamente. Em ambos os experimentos foram alcançadas elevadas taxas de sobrevivência. A engorda da espécie pode ser feita também no mar, com gaiolas flutuantes ou tanques-rede, instalados em locais protegidos (CERQUEIRA, 2005). Este mesmo autor afirma que ainda não foram feitos experimentos que visem determinar as exigências e a tolerância do robalo-peva aos parâmetros de qualidade de água, sendo utilizadas somente observações feitas no dia-a-dia do cultivo da espécie, como maneira de sanar esse déficit de informação a respeito do assunto. Condições inadequadas de qualidade da água podem afetar negativamente o crescimento, a reprodução, a sobrevivência e a qualidade dos peixes, tornando-se indispensável o estudo dos principais parâmetros que limitam o desempenho de cada espécie em particular, bem como a produtividade do cultivo (KUBITZA, 2003; MORALES, 1991). A temperatura é um fator bastante relevante para a atividade, tendo em vista que cada espécie apresenta um melhor crescimento em determinada faixa desse parâmetro. A salinidade é outro fator importante, sua variação ocasiona certo gasto de energia para os peixes, por terem que realizar a osmorregulação. A concentração de oxigênio dissolvido é fundamental para o bom desenvolvimento dos organismos cultivados, baixas concentrações na água geram diminuição no consumo de alimento. O ph possui uma faixa de concentração para um ótimo crescimento de peixes, sua variação, quando fora do

11 2 recomendado pode vir a causar prejuízos no crescimento, na reprodução, e chegar a ocasionar consideráveis mortalidades nos cultivos. O acúmulo de compostos nitrogenados na água é um fator que merece bastante atenção, visto que gera consumo do oxigênio dissolvido, além do aumento nas concentrações de amônia não ionizada e nitrito, componentes tóxicos quando encontrados em excesso nas águas de cultivo (BALDISSEROTTO, 2002; KUBITZA, 2003). Considerando que o maior interesse de qualquer produção de peixe é ser o mais rentável possível, é necessário compreender os limites aceitáveis de manejo para diminuir custos e aumentar a produtividade. A troca de água é a forma habitual para manter a qualidade da água dos cultivos. De maneira geral nos cultivos de peixes são realizadas trocas de água superiores a 100% diárias do volume total dos tanques (KAIDE, 2005), podendo chegar a trocas de até 350% diárias (CERQUEIRA et. al., 1995; ALVAREZ- LAJONCHERE et. al., 2002). Essas trocas quando realizadas sem um prévio conhecimento da necessidade deste fluxo, podem gerar maiores custos e mão de obra à atividade, podendo acarretar em estresse desnecessário para algumas espécies de organismos cultivados mais sensíveis ao manejo. Neste sentido faz-se necessário avaliar o comportamento dos parâmetros físicos e químicos tais como, temperatura, ph, oxigênio dissolvido e compostos nitrogenados em cultivos de robalo peva em diferentes taxas de renovação de água e a influência destas condições ambientais no desenvolvimento dos peixes cultivados. Visto isto, o presente trabalho pretende avaliar a influência de diferentes taxas de renovação de água na qualidade da água de cultivo e o conseqüente reflexo gerado na sobrevivência e ganho de peso do robalo-peva (Centropomus parallelus), durante o período de pré engorda, em laboratório.

12 3 2. OBJETIVOS 2.1 Objetivo Geral Avaliar as respostas de juvenis de robalo peva (Centropomus parallelus) em diferentes condições de cultivo, em laboratório e no mar, e de manutenção em laboratório. 2.2 Objetivos Específicos Monitorar a variação dos parâmetros físicos e químicos da água (Temperatura, ph, Oxigênio dissolvido, salinidade e compostos nitrogenados) em tanques de cultivo do robalo-peva sob diferentes taxas de renovação de água em laboratório e em cultivos no mar; Avaliar a influência da qualidade da água no ganho de peso e sobrevivência do robalo-peva (Centropomus parallelus) em sistemas de cultivo no laboratório e no mar;

13 4 3. REFERENCIAL TEÓRICO O crescimento populacional traz como conseqüência a necessidade de uma maior produção de alimentos, tendo em vista o maior consumo gerado. O pescado vem ganhando cada vez mais importância na alimentação humana, segundo dados da FAO (2008) o consumo per capto médio de pescado foi estimado em 17,1 kg / ano, no ano de 2007, tendo representatividade de 16,1 % do total de proteína animal consumida pela população mundial. A produção mundial marinha por pesca de captura alcançou seu valor máximo no ano de 1996, com 86,3 milhões de toneladas e a partir desse ano diminuiu até alcançar 79,5 milhões de toneladas no ano de Essa atividade vem gerando grande preocupação, por ser bastante impactante para algumas espécies alvo dessa prática. Ainda no ano de 2008 constatou-se que quase 30% das espécies marinhas alvos da pesca de captura estavam sobre explotadas, esgotadas ou em estado de recuperação, não podendo ser exploradas (FAO, 2010). Em resposta a problemática gerada pelo esforço excedente da pesca de captura para algumas espécies alvo e o crescimento populacional, a piscicultura marinha pode vir a suprir a demanda excedente por pescado e aliviar o esforço de pesca nestas espécies, alem de servir de alternativa de renda para as comunidades litorâneas. A piscicultura marinha é uma atividade de grande potencial, cabendo esperar uma crescente participação do produto dessa atividade na alimentação humana. O Brasil apresenta grande potencial para a produção de peixes marinhos, tendo em vista tanto a diversidade de espécies nativas presente em nosso litoral, com altos valores e excelente aceitação do mercado consumidor, quanto ao privilegiado território costeiro, que apresenta km e grande parte de sua extensão em regiões de clima tropical (kubitza, 2003). No Brasil, as espécies de peixes marinhos mais estudados são os robalos (Centropomus parallelus e C. undecimalis), o linguado (Paralichthys orbignyanus), a garoupa-verdadeira (Epinephelus marginatus), o badejo (Mycteroperca microlepis), os vermelhos (Lutjanus synagris e Lutjanus analis) e os pampos (Trachinotus carolinus, T.goodei) (SANCHES et al., 2008). A espécie Centropomus parallelus (Poey, 1860), conhecida popularmente como robalo peva ou peba, na região Sudeste e Sul, e camurim ou camuri no Nordeste e Norte do Brasil, é pertencente à subfamília Centropominae, família Centropomidae e ordem Perciformes (FIGUEIREDO e MENEZES, 1980; RIVAS, 1986; CERQUEIRA, 2005). É um peixe carnívoro, o que rotula sua carne como sendo de excelente qualidade, tendo assim grande aceitação e preços elevados no mercado, critérios essenciais para selecionar uma espécie para o cultivo (BENETTI et al., 1983; MORALES, 1991).

14 5 Para o sucesso da atividade é de suma importância que se considere a qualidade de água utilizada, principalmente nas primeiras fases do cultivo, que englobam desde a reprodução, incubação dos ovos, larvicultura até a pré-engorda dos juvenis, etapas comumente realizadas em laboratório. Condições inadequadas de qualidade da água afetam negativamente o crescimento, a reprodução, a saúde, a sobrevivência e a qualidade dos peixes, logo torna-se indispensável o conhecimento dos principais parâmetros de qualidade de água que limitam o desempenho de cada espécie em particular, bem como a produtividade do cultivo (KUBITZA, 2003; MORALES, 1991). Como principais fatores de influência na água estão o oxigênio dissolvido e a concentração de amônia. Parte do alimento ingerido pelo peixe não é aproveitado, sendo excretado, na forma de fezes no próprio ambiente de cultivo, onde irá sofrer degradação biológica, consumindo oxigênio e liberando gás carbônico, amônio e diversos nutrientes na água (KUBITZA, 2003; VINATEA, 2004). Behling (2008) afirma que a amônia é um composto resultante do catabolismo de proteínas, e proveniente da alimentação em pisciculturas intensivas. Diz ainda que o controle da quantidade e qualidade do alimento, bem como a renovação de água diariamente, são indispensavelmente importantes na manutenção da qualidade de água em sistemas de cultivos em laboratórios. Vinatea (2004) diz que para obter índices satisfatórios destes dois parâmetros (OD e amônia) as formas mais usuais e simples a serem adotadas são a troca de água e a aeração mecânica. Exposições contínuas de peixes a concentrações de amônia tóxica (não ionizada) acima de 0,2 mg/l podem causar irritação e inflamação das brânquias, atraso no crescimento e maior suscetibilidade ao manuseio e doenças. O consumo de oxigênio dissolvido varia conforme a espécie, o tamanho, o estado nutricional e ainda o grau de atividade dos organismos, devendo ser mantidas concentrações acima de 60% da saturação ou 4 mg/l de oxigênio dissolvido em cultivos de peixes (KUBITZA, 2003). Quanto a salinidade, Cerqueira (2005) afirma que o robalo é considerado uma espécie eurialina, podendo ser aclimatado até mesmo para a água doce, em menos de 24 horas. Quanto ao ph, a faixa recomendada para a produção de peixes, de maneira geral, é de 6,5 a 9 (BALDISSEROTTO, 2002). Portanto, de acordo com o sistema de cultivo, densidade, conversão alimentar e outras variáveis associadas ao manejo realizado, como as taxas de renovação de água empregadas, ocorrem variações nos parâmetros físicos e químicos da água e consequentemente no desenvolvimento dos organismos cultivados.

15 6 4. MATERIAIS E MÉTODOS 4.1 Local O experimento foi realizado nas estruturas do laboratório do Centro Experimental de Maricultura (CEMar/Penha) CTTMar, da Universidade do Vale do Itajaí (UNIVALI), na enseada da Armação do Itapocorói, em Penha / Santa Catarina, Brasil, localizado na latitude 26º46 S e longitude 48º37 W, conforme Figura 1. Figura 1: localização da área de estudo, Enseada da Armação do Itapocoróy 4.2 Obtenção dos peixes Os juvenis de robalo-peva (Centropomus parallelus), deste experimento foram provenientes do Laboratório de Piscicultura Marinha da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC - LAPMAR). Os peixes foram transportados em um veículo utilitário, dentro de recipientes plásticos, com 1/3 de seu volume com água salgada, com o restante sendo preenchido com ar. Estes peixes chegaram ao CEMar em 29/03/2011, onde foram acondicionados em um tanque circular de 5000 litros. O estudo foi realizado em duas etapas. Na etapa 1 foi avaliado o ganho de peso, sobrevivência e crescimento dos juvenis de robalo em laboratório e em um tanque rede, no mar. Ao término dessa etapa, realizou-se

16 7 um gradeamento com os indivíduos, separando-os em duas classes de tamanho, para início da etapa 2 com a classe de maior tamanho, reduzindo assim a disparidade do grupo. A etapa 2 foi realizada com seis aquários, onde foram mantidos dois tratamentos. Figura 2: fluxograma dos experimentos realizados 4.3 Etapa 1 - Comparação do desenvolvimento dos peixes cultivados em tanque de 5000 litros, no laboratório e em tanque-rede, no mar Em um tanque circular com volume útil de 5000 litros, foram acondicionados 1150 juvenis de robalo-peva (Figura 3), que apresentavam comprimento médio de 7,94±0,85 cm e peso médio de 4,38±1,44 gramas, resultando uma biomassa de 1007,4 g/m 3. No mar, em um tanque-rede, foram alocados 2700 peixes, com comprimento médio de 7,38±0,86 cm e peso médio de 3,77±1,12 g, resultando uma biomassa de 159g/m³ (Figura 4). O experimento teve duração de 91 dias, no período de 30 de maio a 28 de agosto do ano de Realizaram-se sifonagens diárias no tanque do laboratório para retirada do excesso de matéria orgânica, com posterior reposição da quantidade de água retirada, o equivalente a aproximadamente 10% (50 l) do volume útil do mesmo, e trocas semanais de 80% (4000l) da água. A aeração foi mantida constante durante todo o experimento neste tanque. A alimentação foi fornecida à saciedade, sendo que em laboratório foram alimentados com maior freqüência (2 a 4 vezes por dia), enquanto no tanque-rede, no mar, a alimentação era fornecida uma vez por dia. A quantidade de ração era estimada por pesagem, com a diferença dos pesos inicial e final. Utilizou-se ração para carnívoros marinhos, extrusada, com 50% de proteína bruta e tamanho de pellet de 2,5 mm.

17 8 Figura 3: tanque de 5000 litros com juvenis de robalo-peva Figura 4: Tanque-rede, na Enseada da Armação do Itapocoróy Biometrias Para avaliar o desenvolvimento (peso-tamanho) dos robalos mantidos no laboratório foram realizadas duas biometrias durante o experimento, sendo uma no início e outra no final do mesmo. Uma amostra de 50 peixes era retirada aleatoriamente do tanque com um puçá, para então serem sedados com benzocaína a uma concentração de 0,075 g, em um recipiente circular de 2 litros. Quando sedados (Figura 5 a) os organismos eram retirados e

18 9 posicionados em uma placa de plástico plana e então, com o auxílio de um paquímetro, medidos seus comprimentos totais (Figura 5 b), e de imediato eram levados a uma balança, onde eram pesados (Figura 5 c). Feito isso estes peixes eram transferidos para um tanque de 200 litros com circulação constante de água, para voltarem ao seu estado normal e então realocados novamente no tanque de 5000 litros. Figura 5: ilustração da biometria; (a) peixes sedados; (b) medição do comprimento total dos peixes; (c) pesagem dos peixes. Paralelamente as biometrias realizadas com os peixes mantidos em laboratório, foram realizadas, da mesma forma, 2 biometrias em amostras de peixes cultivados em tanquesrede, no mar, sendo uma inicial e outra final, para comparação do ganho de peso, calculado pela diferença entre os pesos médios final e inicial, e o crescimento, sendo também feito pela diferença entre os comprimentos médios inicial e final Coleta dos parâmetros físicos e químicos Os parâmetros físicos e químicos foram coletados semanalmente, durante a etapa 1 do experimento, tanto no tanque de 5000 litros, no laboratório, quanto no tanque-rede, no mar. Na etapa 2 os mesmos parâmetros foram aferidos, porém diariamente Salinidade A salinidade foi medida com um refratômetro. Uma gota da água a ser analisada era depositada no amostrador, e então lido o valor correspondente a salinidade em psu, no leitor do equipamento Oxigênio Dissolvido As concentrações de oxigênio dissolvido foram realizadas com um oxímetro microprocessador, modelo AT-150, da empresa ALFA KIT, o qual era padronizado pela salinidade. Ao ligar, o equipamento realizava uma auto calibragem, e posteriormente era

19 10 acertada a salinidade presente do momento nos aquários, pré-mensurada com um refratômetro, para então medir a concentração, em mg/l, de oxigênio dissolvido na água. A sonda do equipamento era inserida no local de coleta, na água, realizando movimentos circulares contínuos até que a leitura no aparelho fosse estabilizada, para então registrar a concentração de oxigênio dissolvido. Figura 6: oxímetro Temperatura A temperatura foi medida juntamente com o oxigênio dissolvido, através do oxímetro, já citado acima. A temperatura era diretamente lida depois de estabilizada no equipamento, com o mesmo processo de movimento circular da sonda na água analisada Potencial Hidrogeniônico (ph) As medidas de ph foram feitas com fitas de ph. Essas eram posicionadas em contato com a água de cultivo por 10 minutos e então retiradas e comparadas com o padrão de cores, presente na cartela do kit.

20 11 Figura 7: fitas e tabela, para medição do ph Amônio (com ALFA KIT) As análises das concentrações de amônia total (NH 3 + (NH + 4 )) foram feitas com um kit de reagentes e lido em um fotocolorímetro. Em amostra de 5 ml de cada aquário eram adicionadas 3 gotas de cada um de três reagentes (1, 2 e 3 respectivamente). Dez minutos eram esperados para a amônia reagir, e em seguida efetuada a leitura da concentração de amonia total presente na amostra com o fotocolorímetro, gerando a concentração em mg/l de amônia total. Figura 8: kit amônia indotest

21 12 Figura 9: fotocolorímetro microprocessador Procedimento de Sifonagem Esse procedimento visava a realização das trocas de água e a retirada do excesso de matéria orgânica presente no fundo dos locais de cultivo em laboratório (tanque e aquários) oriundos do resto de ração não consumida e da excreção dos peixes. Nesse processo foi utilizada uma mangueira acoplada a um cano de PVC. Para realizar o procedimento a mangueira era completamente preenchida com água, posteriormente o cano era mergulhado rapidamente no local a ser realizaria a troca ou a sifonagem. A outra extremidade da mangueira ficava ao nível do chão, e por diferença de pressão formava um fluxo de água de dentro para fora do local. Ao posicionar a extremidade submersa do cano próximo ao fundo a matéria orgânica era retirada por sucção. Quando o nível da água alcançava o volume de troca desejado o aparato era simplesmente retirado e o fluxo de água cessado. Figura 10: aparato de sifonagem

22 Etapa 2 Avaliação da qualidade de água em aquários de cultivo sob diferentes taxas de renovação de água Após o gradeamento, para separação dos peixes em duas classes de tamanho, a segunda etapa do experimento teve início. Com duração de 28 dias, no período de 24 de agosto a 20 de setembro do ano de Os peixes, com peso médio de 8,29 gramas, foram alocados em seis aquários de formato retangular com volume útil de 125 litros, onde apresentavam duas marcações de medida, uma limitando os 125 litros (volume útil) e outra demarcando os 62,5 litros (50% do volume útil). Uma proteção externa lateral com material adesivo preto foi fixada em todos os aquários, com a finalidade de minimizar a incidência direta de luminosidade e isolar as réplicas do meio externo e outra proteção de tela foi fixada na parte superior dos aquários, para evitar que os peixes pulassem dos mesmos. Figura 11: tela de proteção, vista superior do aquário Figura 12: proteção adesiva dos aquários e marcações de volume, sinalizadas com as setas Foram realizadas duas pesagens no experimento, sendo uma inicial e outra final, com o término do mesmo, com a finalidade de verificar o ganho de biomassa para os diferentes tratamentos e a relação entre biomassa inicial e final, valor esse que resulta da divisão da

23 14 biomassa final pela biomassa inicial dos aquários, onde com o resultado desta equação podemos visualizar o ganho, ou a perda de biomassa, sendo valores maiores que 1, ganho de biomassa, e valores menores perda. As pesagens foram realizadas com a transferência dos indivíduos para um becker preenchido com um litro de água salgada, sobre um balança previamente tarada (Figura 7). Figura 13: metodologia de pesagem dos organismos Foram povoados os seis aquários com 35 peixes cada. O experimento foi realizado sobre uma bancada, onde ficavam os aquários (Figura 9), visando evitar a exposição dos organismos a presença antrópica no laboratório e facilitar o manejo nos aquários. O experimento foi dividido em 2 tratamentos. No tratamento A (aquários 1, 2 e 3) foram feitas trocas diárias de 50% do volume útil dos aquários (62,5 l). Durante essa troca foram realizadas sifonagens para retirada do excesso de matéria orgânica e troca de água, da mesma forma descrita na etapa 1 do experimento. Quando o nível da água dos aquários alcançava a marca de 62,5 litros, a retirada de água era cessada. Posteriormente os aquários deste tratamento eram preenchidos até a marcação de 125 litros, seu volume útil, com água do mar filtrada. No tratamento B (aquários 4, 5 e 6) não houve troca de água ou sifonagem dos aquários, objetivando assim, verificar a variação dos parâmetros físicos e químicos de acordo com a deterioração da qualidade da água, e a influência destes parâmetros no desenvolvimento dos peixes cultivados.

24 15 Figura 14: aquário do tratamento B Durante todo o experimento, nos seis aquários dos dois tratamentos, foi mantida aeração constante para oxigenar a água. Através da uma mangueira acoplada a uma fonte de ar em uma extremidade, e a uma pedra porosa e um lastro na outra. Essa última permanecia dentro da água dos aquários, por volta de 2 cm acima do fundo. Foi fornecida para os organismos do experimento ração para carnívoros marinhos, extrusada, com 50% de proteína bruta e tamanho de pellet de 2,5 mm. A alimentação foi fornecida diariamente a 3 % da biomassa média dos aquários, o equivalente a 8,7 g, uma vez por dia, antes das coletas de parâmetros e amostras de água, em total silêncio, afim de não levar ao estresse dos organismos, o que poderia influenciar o interesse pela ração e consequente ausência ou diminuição da alimentação dos peixes. Assim, durante a alimentação foi monitorado visualmente o comportamento (interesse) alimentar dos organismos. A sobrevivência foi avaliada com a retirada e contagem dos organismos mortos. O monitoramento da temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido, ph e amônia com o kit fotocolorimétrico, foi feito da mesma forma da etapa 1 do experimento. As coletas de amostra de água, feitas somente para a etapa 2, realizaram-se diariamente ao final da tarde, sendo preferencialmente entre ás 17:00 e 19:00 horas.

25 16 Figura 15: aquários, na bancada Coletas e análises das amostras de água Amostras de água foram coletadas diariamente, filtradas e congeladas, para posterior análise dos compostos nitrogenados (amônio, nitrito e nitrato), com espectrofotômetro, no Laboratório de Oceanografia Química (LOQ), no campus Itajaí, da UNIVALI Amônia Uma amostra filtrada de 15 ml de água, alocada em recipiente branco, numerado, onde era adicionado 0,5 ml de fenol, para fixação do amônio, por ser bastante volátil, era posteriormente congelada. Antes do procedimento analítico, as amostras foram descongeladas. Para a leitura da absorbância das amostras, eram adicionados três reagentes respectivamente, R1 (solução de fenol), R2 (solução de citrato de sódio) e R3 (Trione). O tempo de 6 horas era esperado para o amônio reagir e então lida a absorbância das amostras no espectrofotômetro. Este valor lido correspondia a amônia total (NH 3 + (NH + 4 )),onde somente a parcela não ionizada (NH 3 ) é tóxica para os organismos. Assim foi posteriormente calculada a concentração de amônia não ionizada, através da retirada do efeito salino da amostra e do cálculo de porcentagem de amônia não ionizada presente na amostra.

26 Nitrito (NO 2 ) Uma amostra filtrada de 50 ml de água, alocada em recipiente branco, numerado, era congelada. Antes do procedimento analítico, as amostras eram descongeladas e a curva de calibração feita. Para a leitura da absorbância das amostras, eram adicionados dois reagentes respectivamente, R1(sulfanilamida), R2 (N-(1-naftil)-etilenodiamina dicloroidrato). O tempo de 10 minutos era respeitado para o amônio reagir e então lida a absorbância das amostras no espectrofotômetro Nitrato (NO 3 ) O nitrato foi reduzido a nitrito, com a passagem das amostras em uma coluna redutora de cádmio. Posteriormente o mesmo procedimento já descrito para o nitrito era realizado na amostra e lida no espectrofotômetro a concentração de nitrito somado a de nitrato presente na amostra, para então ser subtraída desse valor a concentração de nitrito, obtendo-se, assim a concentração de nitrato da amostra. 4.5 Tratamento estatístico dos dados No tratamento estatístico dos dados foi utilizado para tal o software Statística 6.0, onde foram feitos os testes de Mann- Whitney, em que possibilita a verificar se duas amostras independentes provêm de populações idênticas. Essa foi utilizada para verificar se havia diferenças significativas entre as biomassas iniciais e finais nos aquários e entre os tratamentos. Para avaliar se existia diferença significativa entre os parâmetros observados nos diferentes tratamentos foram feitos gráficos do tipo boxplot no mesmo software.

27 Salinidade (ppm) RESULTADOS E DISCUSSÕES 5.1 Comparação do desenvolvimento de robalos-peva cultivados em tanque, no laboratório, e em tanque rede, no mar (etapa 1) Parâmetros físicos e químicos Salinidade A salinidade se manteve na faixa de 31 a 36 psu no laboratório e de 27 a 35 no mar (Figura 18). Como os robalos são considerados eurialinos, pode-se considerar que estas variações de salinidade não foram estressantes para esses organismos, visto sua tolerância a grandes oscilações de salinidade, pois conforme Cerqueira (2005) os robalos podem ser adaptados da água salgada para a água doce em menos de 24 horas SALINIDADE (Mar) SALINIDADE (Lab) Tempo ( semanas) Figura 16: Variação da salinidade durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Potencial Hidrogenionico (ph) O ph é um fator de elevada importância para a atividade aquícola, devendo ser monitorado, visto que pode causar efeitos sobre o metabolismo dos peixes. Os valores de ph nesta etapa do experimento tiveram variações entre 7,5 e 8,6 de ph, para os dois ambientes de cultivo, ocorrendo uma diferença maior do parâmetro entre esses nas três primeiras semanas de experimento, apresentando valores entre 7,7 e 8 no laboratório e entre 8,4 e 8,6 no mar.

28 ph 19 A faixa de ph considerada adequada para o cultivo de peixes é de 6,5 a 9, considerando como valores máximos e mínimos letais ph 4 e 11, respectivamente (BOYD, 1990 apud VINATEA, 2004). Durante o experimento os valores de ph não se sobressaíram da faixa recomendada para o cultivo de organismos aquáticos, visto que ocorreram entre 7,5 e 8,6, respeitando assim os valores sugeridos pela bibliografia (Figura 17). 8,8 8,6 8,4 8,2 8 7,8 7,6 7, Tempo (semanas) ph (Mar) ph (Lab) Figura 17: Variação do ph durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Temperatura Com relação à temperatura, as oscilações se mantiveram entre a faixa de 15 e 22 o C, para os dois ambientes, sendo que em laboratório a temperatura mínima foi de 15,3 o C e para o mar de 16,2 o C (Figura 17). Cerqueira (2004) diz que a temperatura letal para este peixe é de 10 0 C, e considera ótima para o crescimento a faixa entre 25 e 30 0 C. Cerqueira (2005) afirma que abaixo de 14 0 C os robalos não se alimentam, dos 14 aos 18 0 C há um baixo consumo de alimento e de 18 a 22 o C alimentam-se razoavelmente. Aoki et al. (1998) ainda observaram que a temperatura letal para pré-juvenis de C. parallelus é de 10,64ºC. No presente trabalho foi observado que nas semanas 2 e 3 do experimento, uma menor temperatura no laboratório, entre 15 e 16 o C, quando no mar estava entre 19 e 21 o C neste mesmo período (Figura 18), o que leva a crer que os organismos cultivados no laboratório, por estarem mantidos nestas condições de temperaturas mais baixas, diminuiram a injestão de alimento se comparados com os do mar. No restante do experimento se mantiveram sem grande diferença entre os ambientes de cultivo.

29 Temperatura (C ) T C (Mar) T C (Lab) Tempo ( semanas) Figura 18: Variação da temperatura durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Oxigênio dissolvido O Oxigênio dissolvido apresentou oscilações durante o período experimental na faixa de 5 a 8 mg/l para os dois ambientes de cultivo, sendo que os menores valores foram observados no tanque do laboratório, variando entre 5 e 7 mg/l, entretanto estes valores estavam dentro do padrão esperado, assim comoos observados no tanque-rede, no mar, onde os valores oscilaram entre 5,8 e 8 mg/l (Figura 16). Segundo Kubitza (2003) para o cultivo de peixes devem ser mantidas concentrações acima de 4 mg/l. Já Cerqueira (2004; 2005) diz que o robalo é um peixe pouco exigente com relação ao oxigênio dissolvido, relatando observações freqüentes desse organismo em ambientes com concentrações de até 1 mg/l. Neste sentido, a faixa de oscilação do Oxigênio dissolvido, tanto para o laboratório, quanto para o mar, na etapa 1 do experimento foi satisfatória, pois os valores observados estiveram dentro da faixa adequada para o peixe cultivado.

30 Oxigênio Dissolvido (mg/l) 21 8,5 8 7,5 7 6,5 6 5,5 5 4, Tempo ( semanas) OD (Mar) OD (Lab) Figura 19: Variação do Oxigênio dissolvido durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Amônia Durante a etapa 1 do período experimental os níveis de amônia não ionizada não foram observados no mar, porém em laboratório, apresentaram oscilações na faixa de 0 a 0,045 mg/l. De acordo com Kubitza (1999), valores de 0,2 mg/l de amônia não ionizada levam a uma toxicidade crônica, influenciando negativamente o crescimento e a resistência dos peixes a enfermidades. Esse autor ainda afirma que níveis acima de 0,7 mg/l desse composto podem ser letais para peixes em curtos espaços de tempo. Noga (2000 apud KUBITZA, 2003) recomenda evitar concentrações acima de 0,5 mg/l de amônia não ionizada, sendo que em concentrações de 0,2 mg/l já pode causar irritações nas brânquias e atraso no crescimento. Assim, as concentrações observadas no laboratório não foram acima das recomendadas. Entretanto, exposições periódicas dos peixes mantidos no laboratório podem ter causado estresse, reduzindo assim o apetite dos organismos, ocasionando, assim, no menor crescimento e ganho de peso em comparação com os peixes mantidos no mar (Figura 15 e 16), onde não foram verificados níveis de amônia.

31 Comprimento total (cm) Amônia (mg/l) 22 0,06 0,05 0,04 0,03 0,02 NH3 (Mar) NH3 (Lab) 0, Tempo ( semanas) Figura 20: Variação da concentração de amônia durante a etapa 1 do experimento, em tanque no laboratório e no mar Crescimento e ganho de peso Com relação ao crescimento e ganho de peso os peixes mantidos no tanque de 5000 litros, no laboratório, que inicialmente apresentaram um comprimento total médio de 7,94±0,85 cm e peso médio de 4,38±1,44 g, alcançaram, em 91 dias de cultivo, 8,37±0,98 cm e 5,34±1,76 g de média. Os organismos cultivados em tanque-rede, no mar, que apresentavam inicialmente um comprimento total médio de 7,38±0,86 cm e peso médio de 3,77±1,12 g, ao fim dos 91 dias de experimento, atingiram 8,6±0,84 cm e 6,26±0,84 g de média (Figura 21 e 22). 8,80 8,60 8,40 8,20 8,00 7,80 7,60 7,40 7,20 7,00 6,80 6,60 Inicial Final TANQUE 5000 l TANQUE REDE Biometrias Figura 21: comprimento total médio de peixes cultivados em tanques no laboratório e no mar

32 Peso médio total (g) 23 7,00 6,00 5,00 4,00 3,00 2,00 TANQUE 5000 l TANQUE REDE 1,00 0,00 Inicial Final Biometrias Figura 22: peso médio em gramas de robalos cultivados em tanques no laboratório e no mar Relação entre o desenvolvimento dos peixes e os parâmetros físicos e químicos na etapa 1 Os parâmetros físicos e químicos da água são de grande importância para o cultivo de organismos aquáticos, visto que esses podem levar ao sucesso ou ruína da atividade, através do atraso no crescimento, desenvolvimento de enfermidades e mortalidade dos organismos. Durante a etapa 1 do experimento, foram observados, no laboratório, os valores destes parâmetros menos propícios para os peixes cultivados, se comparados com as condições no mar, mesmo estando dentro dos considerados adequados para estes peixes (Tabela 1). Tabela 1: valores máximos e mínimos dos parâmetros físicos e químicos durante a etapa 1 do experimento, nos dois ambientes de cultivo Ambiente Salinidade (psu) ph Temperatura ( o C) O. D. (mg/l) Amônia (mg/l) Mín. Máx. Mín. Máx. Mín. Máx. Mín. Máx. Mín. Máx. Laboratório ,5 8,49 15,2 21,6 5,02 6,87 0 0,045 Mar ,55 16,5 21,8 5,87 8, Esta condição de menor qualidade ambiental da água pode ser observada quando comparamos o crescimento e ganho de peso nos dois ambientes, onde no tanque de 5000 litros, no laboratório, os peixes apresentaram um crescimento médio pro peixe de 0,44 cm. Já os organismos cultivados em tanque-rede, no mar, o crescimento médio por peixe foi de

33 24 1,22 cm, sendo esse 2,77 vezes maior que o apresentado em laboratório. Para o ganho de peso nota-se o mesmo comportamento, no laboratório os peixes apresentaram um ganho de 0,95 g por peixe em média, o que para os organismos cultivados em tanque-rede no mar foi de 2,49 g por peixe em média, apresentando um ganho de peso médio por peixe de 2,62 vezes maior que o ganho em laboratório. Este comportamento, além de possivelmente ter sido afetado pelas diferenças dos parâmetros físicos e químicos nos dois ambientes de cultivo, pode também ser resultado do menor estresse dos peixes cultivados no mar, que encontravam-se em seu ambiente natural, não sendo expostos a presença humana constantemente, o que ocorria no laboratório. Outra hipótese é de que os peixes no mar, possivelmente tenham se alimentado de organismos que eventualmente entravam no tanque-rede, visto que os robalos são peixes de hábito carnívoro, ou seja, existe a possibilidade de não terem se alimentado somente de ração. Não foram realizadas análises estatísticas entre os resultados de crescimento dos peixes mantidos no laboratório e no mar pelo fato de as condições de cultivo terem sido diferentes, não somente em relação as estruturas, como também nas condições de biomassa (densidade). Tabela 2: médias iniciais e finais de peso e comprimento, bem como os respectivos incrementos dos robalospeva, nas diferentes condições de cultivo, na etapa 1 do experimento Ambiente Peso médio (g) Comprimento médio (cm) Inicial Final Incremento Inicial Final Incremento Laboratório 4,38±1,44 5,34±1,76 0,95 7,94±0,85 8,37±0,98 0,44 Mar 3,77±1,12 6,26±0,84 2,49 7,38±0,86 8,6±0,84 1,22

34 Salinidade (psu) Comparação dos tratamentos A (renovação parcial) e B (sem renovação), aplicados nos aquários, na etapa 2 do experimento Comparação dos parâmetros físicos e químicos nos aquários de cultivo, com diferentes tratamentos Salinidade A salinidade se manteve na faixa de 28 a 31 psu nos dois tratamentos (Figura 36 e 37). Como já citado, os robalos são considerados eurialinos, podendo-se considerar que essas variações de salinidade não foram estressantes para os organismos, visto que toleram grandes oscilações de salinidade, podendo serem adaptados da água salgada para a água doce em menos de 24 horas (CERQUEIRA, 2005). 31, , , , ,5 Aquário 1 Aquário 2 Aquário 3 Data Figura 23: Variação da salinidade nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento

35 Salinidade (psu) 26 31, , , , ,5 Aquário 4 Aquário 5 Aquário 6 Data Figura 24: Variação da salinidade nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento A salinidade não demonstrou diferença significativa entre os tratamentos empregados (p>0,05), sendo que o valor mais elevado no tratamento B foi conseqüência da evaporação da água, a qual não foi reposta SAL A TRAT B Mean ±SE ±0.95 Conf. Interval Figura 25: média das salinidades nos tratamentos A e B Potencial Hidrogenionico (ph) A faixa de ph considerada adequada para o cultivo de peixes é de 6,5 a 9, considerando como valores máximos e mínimos letais para peixes ph 4 e 11, respectivamente (BOYD, 1990 apud VINATEA, 2004). Nesta etapa do experimento, para ambos os tratamentos empregados, os valores de ph não se sobressaíram da faixa recomendada para o cultivo de organismos aquáticos, visto que as variações de ph estiveram entre 7,5 e 8 (Figura 33 e 34), estando assim conforme os valores recomendados.

36 ph ph 27 8,1 8 7,9 7,8 7,7 7,6 7,5 7,4 Aquário 1 Aquário 2 Aquário 3 Data Figura 26: Variação do ph nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento 8,1 8 7,9 7,8 7,7 7,6 7,5 7,4 Aquário 4 Aquário 5 Aquário 6 Data Figura 27: Variação do ph nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento O ph não demonstrou diferença significativa entre os tratamentos (p>0,05).

37 ph A TRAT B Mean ±SE ±0.95 Conf. Interval Figura 28: médias do potencial hidrogeniônico nos tratamentos A e B Temperatura A temperatura apresentou oscilações dos valores na faixa de 15,8 e 19,6 o C para os dois tratamentos empregados (Figura 30 e 31), tendo da mesma forma um aumento gradativo. Cerqueira (2005) afirma que os robalos são limitados pela isoterma de 15 o C em ambiente natural, sendo raras as ocorrências em temperaturas mais baixas e que experimentos realizados com lotes de cultivo demonstraram que na faixa de 14 a 18 o C têm baixo consumo de alimento, e na faixa de 18 a 22 o C, alimentam-se razoavelmente. Neste experimento mesmo durante a faixa de temperatura de 14 a18 o C os peixes cultivados se alimentaram de maneira satisfatória. Entretanto, nos aquários sem troca de água (tratamento B) mesmo a temperatura tendo apresentado aumento, observou-se uma redução no consumo de ração, a partir do 17 o dia do período experimental.

38 Temperatura (C o ) Temperatura (C o ) Aquário 1 Aquário 2 Aquário 3 15 Data Figura 29: variação da temperatura nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Aquário 4 Aquário 5 Aquário 6 15 Data Figura 30: variação da temperatura nos aquários do tratamento B, ao longo da etapa 2 do experimento A temperatura não apresentou diferença significativa entre os tratamentos empregados (p>0,05).

39 Oxigênio dissolvido (mg/l) TC A TRAT B Mean ±SE ±0.95 Conf. Interval Figura 31: temperatura média para os tratamentos A e B Oxigênio dissolvido As oscilações deste parâmetro, durante o período experimental, apresentaram variações na faixa de 4,5 a 8 mg/l para o tratamento A (Figura27). Conforme já citado anteriormente a faixa de oscilação para o tratamento A pode ser considerada satisfatória para o peixe cultivado, mantendo-se em uma faixa adequada. 8 7,5 7 6,5 6 5,5 5 4,5 4 3,5 3 2,5 2 Aquário 1 Aquário 2 Aquário 3 Data Figura 32: concentrações de Oxigênio dissolvido nos aquários do tratamento A, ao longo da etapa 2 do experimento Já para o tratamento B, inicialmente, durante 23 dias os valores de Oxigênio dissolvido estiveram na faixa de 5,4 a 7.5 mg/l. entretanto, após o 24º dia os níveis de Oxigênio dissolvido começaram a decrescer, mesmo tendo disponível uma fonte de oxigênio