Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil

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1 BOLETIM TÉCNICO NO 136 ISSN Abril/2007 Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil Governo do Estado de Santa Catarina Secretaria de Estado da Agricultura e Desenvolvimento Rural Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural Governo do Estado SANTA CATARINA Epagri de Santa Catarina S.A.

2 ISSN BOLETIM TÉCNICO N o 136 Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil Hilton Amaral Júnior EMPRESA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA E EXTENSÃO RURAL DE SANTA CATARINA S.A. FLORIANÓPOLIS

3 Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina S.A. Epagri Rodovia Admar Gonzaga, 1.347, Itacorubi, Caixa Postal Florianópolis, SC, Brasil Fone: (48) , fax: (48) Internet: epagri@epagri.sc.gov.br Editado pela Gerência de Marketing e Comunicação GMC /Epagri. Primeira edição: abril de 2007 Tiragem: exemplares Impressão: Epagri É permitida a reprodução parcial deste trabalho desde que citada a fonte. Referência bibliográfica AMARAL JÚNIOR, H. Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil. Florianópolis: Epagri, p. (Epagri. Boletim Técnico, 136). Peixe de água doce, Reprodução. ISSN

4 SUMÁRIO Pág. 1 Introdução... 2 Generalidades do sistema endócrino O sistema endócrino hipotálamo-hipófise-pineal... 3 O mecanismo da reprodução dos peixes O processo de reprodução natural Processo da reprodução induzida Alternativas de indução hormonal Dosagens e tempos A extrusão e a fecundação O uso da solução fertilizante e antiaderente para fêmeas de espécies com óvulos aderentes Incubação de ovos... 4 A reprodução das carpas A reprodução natural controlada da carpa comum Cyprinus carpio sp A reprodução artificial da carpa comum Cyprinus carpio sp., carpa capim Ctenopharyngodon idella, carpa cabeça grande Hypophthalmichthys nobilis e carpa prateada Hypophthalmichthys molitrix... 5 A reprodução dos bagres A reprodução do bagre africano Clarias gariepinus A reprodução do catfish Ictalurus punctatus... 6 A reprodução do black bass A reprodução natural do black bass Micropterus salmoides

5 Pág. 7 A reprodução de tilápias A reprodução natural da tilápia do Nilo Oreochromis niloticus A reprodução artificial da tilápia do Nilo Oreochromis niloticus O ciclo produtivo de peixes de água doce: a larva/pós-larva, alevino I, alevino II e o juvenil A larva/pós-larva O alevino I O alevino II O juvenil... 8 O cultivo de Daphnia magna e Daphnia pulex... 9 Controle de pragas e predadores de alevinos Principais tipos de predadores Agradecimento Literatura citada

6 Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil Hilton Amaral Júnior 1 1 Introdução A piscicultura apresenta diferentes níveis de desenvolvimento nos diversos continentes. Enquanto nos países europeus, Japão, China, Estados, Canadá e outros está muito avançada e a preocupação básica é aumentar o mercado consumidor, em países como os da América do Sul está pouco desenvolvida. Vários problemas concorrem para que a piscicultura no sul do Brasil enfrente dificuldades para se desenvolver. Um dos maiores e mais difíceis é o das baixas temperaturas da água, dificultando as desovas naturais controladas em períodos normais, o que não acontece em regiões mais quentes do País. Para resolver problemas como a baixa temperatura e outros como a não adaptação a tanques de cultivo por peixes de piracema ou não adaptação de peixes exóticos, os produtores lançam mão das desovas induzidas por hormônios gonadotrópicos. A indução mediante a administração de indutor à base de soro hipofisário de carpa Cyprinus carpio sp. é atualmente a mais utilizada. Existem entretanto grandes dificuldades, principalmente de cunho econômico, para a aquisição destes hormônios, pois 1g de hipófise permite em média a indução de 180kg de reprodutores fêmeas (considerando 6mg/kg/reprodutor), a um custo de R$ 800,00. As diferentes alternativas de indução à desova de peixes conhecidas hoje em dia apresentam diversos inconvenientes, desde o ponto de vista da metodologia de aplicação, como estritamente técnicos ou de resultados. 1 Méd. vet., Dr., Epagri/Estação Experimental de Itajai/Centro Experimental de Piscicultura de Camboriú, C.P. 20, Camboriú, SC, fone: (47) , e- mail: hilton@epagri.sc.gov.br. 5

7 Segundo Pérez-Regadera Pérez (1993), os agentes indutores à maturação gonadal e desova mais utilizados em piscicultura são: Soro hipofisário de Cyprinus carpio sp. Gonadotropina Coriônica Humana (GCH). Gonadotropina de uso veterinário, gonadotropina sérica de égua gestante (PMSG). Hormônio Liberador do Hormônio Luteinizante (LH-RH). Análogo do Hormônio Liberador (LRH-A). Hormônio Luteinizante (LH). Muitos pesquisadores já provaram a eficácia na indução da desova de peixes de água doce, do extrato hipofisário da carpa. A GCH não tem comprovado sua eficácia, já que teoricamente e em diversos experimentos realizados não ultrapassou os 60% de taxa de desova. A PMSG apresenta resultado pouco confiável quando aplicada em peixes. O LH-RH é eficaz para a estimulação ovárica de carpas, mas para o piscicultor nem sempre é uma boa alternativa, pela dificuldade de sua técnica de administração e sua pouca disponibilidade no mercado. Outros tipos de indutores hormonais que também são utilizados em piscicultura apresentam problemas quando são aplicados para desovas posteriores. Isto acontece, por exemplo, com o LRH-A, que nas fêmeas provoca resistência na segunda desova. Entretanto, apresenta bons resultados na indução à maturação gonadal dos machos. Pesquisas com alternativas de indução à desova de peixes de água doce vêm demonstrando a viabilidade da aplicação do soro hipofisário de galinha Gallus domesticus (Amaral, 1994; Silva, 1997). As metodologias para reprodução descritas neste boletim foram desenvolvidas ou adaptadas na Epagri/Campo Experimental de Piscicultura de Camboriú CEPC, entre os anos de 1996 e Generalidades do sistema endócrino Os estudos que revelaram a importância de certos órgãos, até então com funções desconhecidas, foram realizados somente em meados do século 19. Nestes estudos identificou-se uma série de órgãos de secreção interna tais como as glândulas tireóide, hipófise, testículos, etc. Estes receberam o nome de glândulas endócrinas e as substâncias secretadas por elas de hormônios (Bowfer, 1992). Estruturalmente, os hormônios podem ser classificados em três grupos moleculares (Bowfer, 1992): 6

8 Aminas: São os mais simples. O exemplo principal é a adrenalina. Esteróides: Pertencem a este grupo os hormônios sexuais e os corticóides. Péptidos e proteínas: É o grupo mais complexo. Pertencem a este grupo os hormônios hipofisários, pancreáticos, neuro-hormônios, etc. Em uma classificação funcional, as ações dos hormônios em seus tecidos afins são as mais variadas possíveis. Os principais efeitos hormonais foram resumidos por Jenkis (1962) e encontram-se na Tabela 1. Tabela 1. Principais efeitos hormonais Efeitos nos tecidos afins Cinético: Contração muscular Concentração e dispersão de pigmentos Secreção de glândulas endócrinas Secreção de glândulas exócrinas Metabólicos: Controle da respiração celular Balanceamento de glicídios e proteínas Balanceamento de água e eletrólitos Balanceamento de Ca e P Morfogenético: Crescimento geral Metamorfose Regeneração Maduração gonadal Liberação de gametos Diferenciação de condutos genitais Desenvolvimento de caracteres sexuais secundários Hormônios Adrenalina/oxitocina Melatonina ACTH, FSH, TSH Secretina Tiroxina Insulina/hormônio do crescimento ADH, aldosterona Calcitonina Hormônio do crescimento Tiroxina Hormônio do crescimento FSH LH Estrógenos/andrógenos Estrógenos/andrógenos Fonte: Jenkis (1962). 7

9 2.1 O sistema endócrino hipotálamo-hipófise-pineal Hipófise: A hipófise ou glândula pituitária tem papel importante no sistema regulador endócrino. Esta glândula, situada abaixo do quiasma óptico, é dividida em dois lóbulos: lóbulo posterior e lóbulo anterior ou adenoipófise e em três porções chamadas de pars distalis, pars intermedia e pars nervosa, conforme Figura 1. A adenoipófise ou lóbulo anterior sintetiza e libera pelo menos seis hormônios péptidos: hormônio do crescimento (GH), prolactina, folículo estimulante (FSH), luteinizante (LH), estimulante da tireóide (TSH) e adenocorticotrópico (ACTH). Os hormônios interessantes à reprodução de peixes (LH e FSH ou GN 1 e GN 2) são sintetizados e armazenados pela adenoipófise até a sua liberação. Hipotálamo Talo Hipofisário Pars distalis Lóbulo anterior Adenoipófise Pars nervosa Neuro-hipófise Pars intermedia Figura 1. Localização do hipotálamo/hipófise e suas divisões em lóbulos Hipotálamo: É o órgão regulador da hipófise. Produz sete hormônios que estimulam a liberação de hormônios hipofisários. Para a liberação dos hormônios hipofisários, entram em funcionamento os hormônios produzidos no hipotálamo. Para a liberação do LH e FSH, o hipotálamo libera o LRH (hormônio liberador do hormônio luteinizante) e o FRH (hormônio liberador do hormônio folículo estimulante). Pineal: É uma glândula situada entre os dois hemisférios cerebrais do encéfalo. Em peixes, a glândula pineal tem a função fotoreceptora direta e uma função secretora de melatonina, que depende dos estímulos luminosos para o amadurecimento das gônadas sexuais de machos e 8

10 fêmeas. O aumento de produção de melatonina pela pineal diminui as ações sexuais, ocasionando degeneração das gônadas. 3 O mecanismo da reprodução natural dos peixes Em quase sua totalidade, os peixes fazem a reprodução do tipo sexuada, ou seja: caracteriza-se pela presença de fecundação e meiose. Neste tipo de reprodução, sempre serão encontrados dois indivíduos participantes, cada um contribuindo com uma célula haplóide, o gameta, que nos machos recebe o nome de espermatozóide e, nas fêmeas, de óvulo. A união destas células forma uma célula-ovo denominada zigoto, que formará um novo indivíduo. A união dos gametas na reprodução dos peixes pode ser externa ou interna. Na maioria dos peixes de água doce, a fecundação é realizada de forma externa. Dependendo do tipo de óvulo (aderente ou não), as fêmeas irão depositá-los em ninhos previamente construídos no solo, em pedras, arbustos aquáticos, raízes etc. O macho, a seguir, depositará o líquido espermático sobre os óvulos, utilizando-se de movimentos da cauda para homogeneizar a mistura de óvulos e espermatozóides, melhorando assim a fecundação. Através destes mesmos movimentos de cauda, os reprodutores produzirão aeração, o que facilitará a oxigenação dos ovos. Para o período de ovulogênese, as fêmeas de peixe necessitam estar bem preparadas, com uma alimentação rica em proteínas, faixa de temperatura ótima para a espécie e lugar tranqüilo (Pérez-Regadera Pérez, 1993). Os hormônios gonadotrópicos regem o processo de maturação final para a reprodução. Estes hormônios são produzidos pela hipófise. O volume de secreção está regulado pelos hormônios esteróides, produzidos pelas cápsulas do folículo, o qual informa o cérebro sobre o desenvolvimento dos ovócitos (Billard, 1989). Quando se completa a vitelogênese, as ovogônias aumentam de tamanho, cessa a secreção de estrogênio pela cápsula do folículo, suspendendo-se a produção de gonadotropina pela hipófise (Amaral, 1994). Quando o meio ambiente é propício, principalmente pelo aumento constante de temperatura da água e do fotoperíodo, o hipotálamo segrega um hormônio que induz à ovulação. Se este meio não é o adequado, os produtos sexuais entram em fase de degeneração e reabsorção (atresia folicular) (Zanuy & Carrillo, 1987). 9

11 3.1 O processo de reprodução natural Os hormônios gonadotrópicos regem o processo de maturação final. Estes hormônios são produzidos pela glândula pituitária (hipófise). O volume de secreção é regulado pelos hormônios esteróides, que são produzidos pela cápsula do folículo, o qual informa ao cérebro o desenvolvimento dos ovócitos. Quando se completa a vitelogênese, cessa a secreção de estrógenos pela cápsula do folículo, suspendendo-se a produção de gonadotropina pela hipófise. A fecundação da maioria dos peixes cultivados no sul do Brasil ocorre externamente, sendo que os óvulos devem ser fertilizados logo após a desova. O óvulo maduro possui uma forma esférica. Quando fertilizado, sua coloração é amarelada para a maioria das espécies (o óvulo do bagre africano Clarias gariepinus tem a cor esverdeada) e de aspecto translúcido. Quando não é fertilizado, sua cor se torna esbranquiçada ou, dependendo do grau de maturação (imaturo), pode ser expelido já com coloração esbranquiçada. O diâmetro do óvulo maduro mede em geral entre 1,3 a 1,5mm. Contém uma grande quantidade de vitelo, o que permite aos alevinos alimentaremse nos primeiros dias de vida (Lukowicz et al., 1981). Quando em contato com a água, os ovos fertilizados se hidratam e rapidamente chegam a alcançar 4,8 a 5,5mm. Na reprodução é importante usar reprodutores saudáveis, fortes e com grande quantidade de esperma. Os espermatozóides dos peixes em geral adquirem motilidade somente após o contato com a água. Para os vertebrados, as gônadas possuem uma dupla função, que é a formação dos gametas e a secreção interna, destinada à elaboração de hormônios sexuais. Os hormônios sexuais dos vertebrados pertencem ao grupo dos esteróides. Os hormônios esteróides apresentam a característica de serem muito potentes, inclusive em pequenas quantidades. Este fato é determinante quando se necessita utilizar reproduções artificiais. Em geral se pode afirmar que a presença destes hormônios (gonadotrópicos) estimulará o crescimento das gônadas, da gametogênese e a entrada da vitelogenina no ovócito, possuindo também importante papel na fase final de maturação dos ovócitos, estimulando a ovodeposição. Para Pérez-Regadera Pérez (1993), as águas ligeiramente ácidas (ph entre 6,0 e 6,5) são as mais apropriadas para a desova. Depois da eclosão das larvas, entretanto, é conveniente elevar o ph para chegar o mais próximo ao neutro (ph 7,0). Para Gupta (1975), é muito importante o padrão seguido pelas mudanças térmicas, durante o período de pré-desova. São importantes o 10

12 nível de temperatura alcançada e a sua constância. Outro padrão importante é o do fotoperíodo, que deve ser crescente tanto em machos quanto em fêmeas, para não inibir a gametogênese, conforme descrito na Figura 2. A regulação da desova está a cargo dos hormônios gonadotrópicos (GTH), que são segregados, armazenados e liberados pela hipófise (Horvath et al.,1984). Ao começar a vitelogênese dos peixes (início da maturação dos óvulos), de uma maneira geral os níveis de GTH, tanto plasmática quanto hipofisária, são baixos, aumentando rapidamente à medida que a fase de maturação avança. (Breton et al.,1980). Estímulos ambientais Temperatura Olhos Luz Pineal Impulsos elétricos Cérebro Hipotálamo Hormônio liberador/inibidor Hipófise Hormônios gonadotróficos Gônadas Figura 2. Mecanismo da reprodução natural dos peixes 3.2 Processo de reprodução induzida Quando as condições ambientais não favorecem a ocorrência de desovas naturais controladas deve-se utilizar metodologia artificial para 11

13 a obtenção de desovas, viáveis em programas de reprodução e propagação de peixes. O processo de reprodução induzida é semelhante para quase todas as espécies de peixe de água doce: tratamento hormonal para os reprodutores; obtenção dos gametas por pressão abdominal; fecundação artificial; eliminação da adesividade dos ovos; incubação em meio controlado. Em trabalhos de reprodução induzida em peixes, o primeiro ponto a ser levado em consideração é o das características sexuais apresentadas pelos reprodutores. Cada espécie possui determinados sinais que vão caracterizar o grau de desenvolvimento gonadal. Estes sinais são características anatômicas, tais como: tamanho e flacidez do ventre das fêmeas, fluido seminal ou de óvulos, tumefação e coloração do órgão genital (cloaca), etc. Toda a manipulação em reprodutores que recebem indução hormonal deve ser realizada preferencialmente em presença de água e com os peixes anestesiados, diminuindo assim o estresse e a conseqüente atresia ou estreitamento folicular e regressão gonadal, que é a reabsorção das próprias células germinativas. Após constatação das condições de maturação, os reprodutores receberão indução hormonal adequada à espécie de peixe a ser trabalhada. 3.3 Alternativas de indução hormonal A utilização de indução hormonal na reprodução de peixes é necessária em situações especiais, tais como: programas de antecipações de desovas, programa de desova de peixes exóticos, autóctones ou alóctones não adaptados ao meio ambiente, programas de melhoramento genético em regiões onde a temperatura da água não alcança a média ideal para a maturação de gônadas e gametas, etc. Para atingir a maturação sexual necessária para a desova, podese lançar mão de distintas alternativas hormonais de indução à desova para peixes. Todas estas alternativas possuem diversos inconvenientes em maior ou menor grau, tanto do ponto de vista metodológico, como estritamente técnicos e de resultados (Amaral, 1994). Os locais mais utilizados para a inoculação dos indutores hormonais são apontados na Figura 3: base da nadadeira peitoral, base da nadadeira caudal e abaixo da nadadeira dorsal. 12

14 Foto de Jurandir Largura Figura 3. Locais de aplicação de hormônio em peixes Para determinadas espécies, como carpas Cyprinus carpio sp. e tilápia Oreochromis niloticus, pode-se utilizar como indução à desova, a elevação da temperatura da água (Amaral & Appel, 1996). Para Breton et al. (1980) e Morawska (1984), um aquecimento rápido da temperatura da água (3 a 6 o C), em período de maturação sexual, antecipa desovas em até 30 dias e aumenta a fertilidade de forma geral. Os reprodutores devem ser capturados em seus tanques de cultivo e colocados preferencialmente em tanques de pré-desova de a 5.000L, deixando machos e fêmeas separados por uma tela. O período de permanência nestes tanques será aquele necessário às manipulações de pré-desova. 3.4 Dosagens e tempos Para cada tipo de indutor existem tempos e dosagens, que devem ser seguidos à risca para o êxito do trabalho de indução hormonal à desova de peixes. Estes indutores poderão apresentar-se na forma de pellet, líquido ou pó. Quando em pellet (hipófise), o induto deverá ser macerado e homogeneizado em solução fisiológica para posterior aplicação nos reprodutores. Na Tabela 2, consta o tipo de indutor, quantidade de material hormonal a ser administrada, tempo entre uma e outra dose ou dose definitiva. Os dados referem-se aos indutores mais utilizados em piscicultura 13

15 e que podem ser utilizados para todas as espécies de peixes citadas neste trabalho. Cabe ressaltar que, dependendo do grau de maturação gonadal, a ovulação poderá ocorrer fora do intervalo indicado na Tabela 2. Tabela 2. Dosagens, tempo entre doses e horas/grau para desova Tipo indutor Sexo I dose II dose Tempo entre Horas/ un/kg vivo un/kg vivo doses (horas) grau Hipófise Machos 2mg /270 Fêmeas 0,6mg 5,4mg 8 210/270 GCH/dose única Machos 1.000UI /270 Fêmeas 1.000UI /270 GCH/duas doses Machos 1.000UI /270 Fêmeas 1.000UI 1.000UI /270 LRH-A Machos 3,5mg 3,5mg 8 210/270 Femeas 8,3mg 8,3mg 8 210/270 Nota: Un: Unidade e UI: Unidade Internacional. A administração das horas/grau para calcular o tempo provável da desova após a última aplicação de hormônios é muito simples. Toma-se como exemplo um reprodutor fêmea de 3kg de peso, que receba na primeira dose 1,8mg e na segunda dose 16,2mg de indutor hormonal. Para esta fêmea, montou-se como exemplo a Tabela 3. Tabela 3. Horas/grau à desova de peixes induzidos com hormônios Tomada de tempo da Temperatura da Somatória de última dose hormonal em horas água em o C horas/grau 1: : : : : : : : : : :

16 A partir de 10 horas após a segunda administração da solução hormonal, esta fase de terminação da maturação gonadal conta com 212 horas/grau e esta fêmea estará em condições mais prováveis para a extrusão. 3.5 A extrusão e a fecundação Após a aplicação do indutor hormonal, os reprodutores deverão voltar aos tanques (em geral tanques pequenos de até 5 mil litros), e esperar o momento de proceder-se à extrusão dos produtos gonadais. Chegado o momento da extrusão (estipulado em horas/grau), os reprodutores serão envoltos em tecido macio, machos e fêmeas liberarão seus produtos gonadais. A extrusão será realizada por leve pressão abdominal e os produtos gonadais (óvulos e espermatozóides) deverão ser recolhidos em uma bandeja plástica, para em seguida proceder-se a homogeinização destes produtos, segundo a Figura 4. Esta mistura deverá ser realizada em seco, sem a presença de água, utilizando-se um material macio (por exemplo, uma pena de ave). Figura 4. Extrusão de produtos gonadais Os hormônios contidos no extrato hipofisário que se administra aos peixes estimulam a maturação final dos ovócitos, desencadeando a ovulação por um período determinado, durante o qual é necessário recolher estes gametas. Os óvulos não devem entrar em contato com a água. Se isto 15

17 ocorrer, o óvulo se hidrata e obstrui o micrópilo (orifício pelo qual irá penetrar o espermatozóide para fecundar o óvulo), não permitindo que o espermatozóide fecunde o óvulo (Horvath et al., 1984). 3.6 O uso da solução fertilizante e antiaderente para fêmeas com óvulos aderentes O próximo passo, após a mistura de óvulos e espermatozóides, é a utilização de solução fertilizante desenvolvida por Elek Woynarowich, que consiste em adicionar 40g de NaCl + 30g de uréia a 10L de água. Esta solução deverá ser adicionada aos poucos, em um período de no máximo 60 minutos, e deve ser renovada a cada 20 minutos, até a completa hidratação dos ovos. Após rápida lavagem dos ovos com água corrente, adiciona-se uma segunda solução, também desenvolvida por Elek Woynarovich, chamada de solução antiaderente, que serve para retirar a adesividade de ovos, quando necessário. Esta solução utiliza para cada 10L de água, 85g de uréia. O tempo de utilização pode chegar a 60 minutos, sendo substituída a cada 20 minutos. Durante todo o tempo de uso das soluções, os ovos deverão estar em movimento dentro do recipiente. Esse movimento deve ser realizado com auxílio de uma pena de ave. Outra alternativa de solução antiaderente menos traumática para o ovo é utilizar 250ml de leite integral + 750ml de água. As espécies carpa comum, bagre africano clarias, e black bass possuem ovos aderentes. Quando for realizada reprodução induzida artificialmente nestas espécies, será necessária a lavagem dos ovos em solução antiaderente e fertilizante. 3.7 Incubação de ovos Para a incubação artificial de ovos de peixes são utilizados vários equipamentos (Figura 5). As incubadoras do tipo garrafa são confeccionadas com materiais como vidro, plástico ou fibra de vidro, com capacidade variada (6, 20, 60, 200L). Servem para a incubação de ovos de várias espécies de peixes, como por exemplo: carpa comum Cyprinus carpio sp., carpa capim Ctenopharymgodon idellus, carpa cabeça grande Arystichthys nobilis, pacu Piaractus mesopotamicus, etc. Outros tipos de incubadoras (do tipo canaleta, Figura 6) podem ser confeccionadas em pedra, cimento, madeira, etc. Elas servem para a incubação de várias espécies de peixes, principalmente bagres, como o catfish Ictalurus punctatus ou o jundiá Rhamdia sp. O jundiá responde bem à incubação em incubadoras do tipo funil e do tipo canaleta. 16

18 Figura 5. Tipos distintos de incubadoras para ovos de peixes Figura 6. Incubadora tipo bandeja A temperatura da água determina o tempo de eclosão das larvas, podendo variar de 2 dias até quase um mês, dependendo da temperatura e da espécie em questão. Os ovos de carpas, black bass e bagres possuem tempo de incubação de 2 dias em média, a tilápia cerca de 6 dias e a truta, por exemplo, quase 30 dias. 17

19 A incubação dos ovos é uma fase delicada e deve-se ter cuidado com vários aspectos: a temperatura da água não deverá estar abaixo dos 22 0 C para peixes de águas temperadas; o nível de oxigênio deverá estar sempre acima de 5ppm; a higiene de materiais, além da luminosidade ambiental, que deverá ser de baixa incidência. Todos esses fatores determinarão as taxas de eclosão e sobrevivência de larvas. 4 A reprodução das carpas 4.1 A reprodução natural controlada da carpa comum Cyprinus carpio sp. São peixes da família Cyprinidae, espécie de água doce de origem asiática, trazida para o Brasil no ano de Este gênero no Brasil possui três variedades: carpa escama Cyprinus carpio, carpa espelho Cyprinus carpio specularis e Carpa colorida Cyprinus carpio koralli, conforme Figura 7. Foto de Jurandir Largura Figura 7. Exemplar de carpa espelho Cyprinus carpio specularis Estes peixes devem ser criados em ambientes fechados, pois são de grande rusticidade e suportam baixas concentrações de oxigênio dissolvido na água. Atualmente, no sul do Brasil, as distintas variedades de carpas ocupam lugar de destaque na produção de peixes de água doce, sendo um dos peixes mais produzidos em sistemas de cultivo semiintensivo e extensivo. 18

20 O alto grau de crescimento, aliado à sua rusticidade, favorece o cultivo em integração com outros peixes (policultivo), ou em consorciamento com outros animais ou produtos (arroz, suínos, aves, etc.). O relato a seguir é produto da adaptação de várias tecnologias utilizadas para desovas induzidas artificialmente em carpas integradas a um sistema de desova natural controlada, em vegetação artificial de posicionamento vertical. Os objetivos deste tipo de reprodução são: otimizar a produção de pós-larvas de Cyprinus carpio; aumentar o índice de reposta à desova em fêmeas induzidas artificialmente; otimizar a adaptação de um meio artificial às condições naturais de desovas da espécie; melhorar o índice de fecundidade em desova de carpas; diminuir a incidência de infestação de fungos em ovos fecundados. Na realização do trabalho de reprodução semi-artificial de carpa comum, utiliza-se indução hormonal e ambiente controlado para a desova natural em substrato tipo ráfia, com tanques construídos em cimento, conforme Figura 8. Estes tanques oferecem controle de entrada e saída de água, além de possibilitarem a instalação de um sistema artificial de aeração, bem como o aquecimento desta água. Para o aquecimento pode-se utilizar aquecedores de lítio com potência de 1.000W ou outro tipo de aquecimento (gás, caldeira, etc.). Para a aeração, podem ser instalados aeradores de hélice, compressores elétricos, etc. Figura 8. Demonstração de reprodução natural controlada em tanques de cimento 19

21 Entre os meses de junho e setembro, os reprodutores devem ser acondicionados em tanques de terra. Nestes meses de inverno, os reprodutores recebem cerca de 1,5% de seu peso vivo em ração a 36% de proteína bruta. A partir do mês de setembro, os reprodutores são retirados sucessivamente do tanque de terra, ao se constatar o grau de maturação gonadal (abdômen inchado, papila genital protuberante e rosada (fêmeas), líquido espermático fluindo (machos), e levados aos tanques de cimento. Deve-se ter o cuidado de levar os reprodutores em ambiente aerado e com pouca manipulação nos reprodutores. Passado um período de 24 horas para adaptação, estes reprodutores recebem uma dose única de extrato hipofisário, sendo 3mg de indutor por cada 1kg de peso do reprodutor para as fêmeas e 1mg de extrato hipofisário por 1kg de peso para os reprodutores machos. No tanque de desova, instala-se previamente a vegetação artificial, o aquecimento e a aeração da água. Todas as desovas deverão ocorrer em um espaço de 230 a 250 horas/grau. Os ovos serão incubados por um período médio de 2 dias, permanecendo neste tanque por mais 3 dias, saindo para o período de larvicultura e alevinagem em tanques de terra. Os reprodutores, em número de 1 fêmea e 2 machos, pesando de preferência, em média, 3kg para a fêmea e 2kg para os machos, são colocados nos tanques previamente aquecidos, a uma temperatura de 22ºC, subindo gradativamente até os 25 o C em um período de 12 horas. Os tanques devem ser equipados com vegetação artificial do tipo ráfia, disposta de maneira vertical entre o fundo do tanque e a superfície da água, para que a fêmea possa depositar seus óvulos entre esta vegetação, como mostrado na Figura 8. Após a desova, os reprodutores são retirados do tanque, ficando apenas o kakabans (substrato artificial) com os ovos aderidos para a incubação. Se necessário, fazer desinfecção com permanganato de potássio a 2ppm, deixando água corrente suficiente para renovar o tanque em 12 horas. O substrato para que os ovos fiquem aderidos é confeccionado com fios de ráfia com 1cm de largura e 20cm de comprimento atados a uma tela de plástico de malha 3cm. A vantagem que apresenta este substrato é a posição em que fica na água, facilitando a deposição de óvulos bem como sua fertilização pelo macho. Esta vegetação ocupa 80% do tanque, ficando os restantes 20% como área de circulação, o que vem facilitar a retirada destes reprodutores, conforme Figura 9. O posicionamento dos fios de ráfia facilita a aderência dos óvulos, permitindo uma melhor fecundação e, conseqüentemente, uma diminuição 20

22 também no ataque de fungos, já que o número de ovos não fecundados será menor que o obtido em desovas artificiais. Figura 9. Tanque de desova com kakabans tipo espanhol A incubação dos ovos de carpas nos fios de ráfia, conforme Figura 10, dispensa outro tipo de incubadora, viabilizando a utilização deste método em propagação natural de peixes por todas as propriedades rurais produtoras de alevinos de peixes. Figura 10. Posicionamento dos fios de ráfia no kakabans modelo espanhol 21

23 A média de pós-larvas por quilo de fêmea deverá ser entre 55 mil e 70 mil, e o índice médio de sobrevivência de alevinos é de 23,8% (até 2g) por fêmea. Um número entre 100 mil e 200 mil óvulos por quilo de fêmea é satisfatório, segundo Horvath et al. (1984). Para este mesmo autor, a taxa de fecundação que se espera está entre 80 ou 90%, ou seja, perto de 120 mil larvas por quilo de peso. Em função do pequeno tamanho da boca, as larvas deverão receber como primeira alimentação, após a absorção do saco vitelínico, ovo microencapsulado, que é um produto de baixo custo, eficiente e de fácil manuseio. Para preparar o ovo microencapsulado, deve-se proceder da seguinte maneira: adicionar a gema e a clara de um ovo de galinha em 150ml de água quente e levar ao liquidificador por 30 segundos; após adicionar 850ml de água fria, liquidificar novamente por mais 30 segundo e tem-se 1 litro de solução, que servirá para alimentar 100 mil larvas. 4.2 A reprodução artificial da carpa comum, Cyprinus carpio sp., carpa capim Ctenopharyngodon idella, carpa cabeça grande Hypophthalmichtys nobilis e carpa prateada Hypophthalmichtys molitrix O processo de maturação gonadal em um peixe é muito complexo. Muitas espécies, principalmente as de ciclo anual de amadurecimento, com uma ou no máximo duas desovas por ano, passam por longos períodos de pré-amadurecimento, ficando expostas a variações inconstantes de luminosidade, temperatura, secas, etc. que prejudicam o processo para a desova, comprometendo muitas vezes uma reprodução. Por estes motivos, aliados a outros, como a não adaptabilidade de espécies, é que se utiliza a indução artificial para desovas. A desova induzida artificialmente por hormônios apresenta índices inferiores de fertilização, sobrevivência de larvas e de alevinos, se comparada com resultados apresentados por desovas naturais (Pérez-Regadera Pérez, 1993). Para Carolsfeld (1989), todo o ciclo de maturação gonadal dependerá da interferência de vários fatores, tais como: idade do reprodutor, estado fisiológico, luz, temperatura da água, etc. Segundo Silva (1989), a maturação final depende em muito da temperatura da água. Todo este processo, que culminará com a desova, será mais eficiente se percorrer todas as fases de maneira natural. 22

24 Bromage et al. (1992) afirmam que as fêmeas que completarem a vitelogênese de maneira natural, sem interferências, podem receber indução hormonal por hipofização, Gonadotropina Coriônica Humana, ou outro tipo de indutor hormonal, aumentando a efetividade na desova e na fertilização. O início de um processo de atresia folicular (cessa o processo de maturação do óvulo) e conseqüente reabsorção dos produtos gonadais (GRIF) podem ser causados por manipulações pré-desova ou no momento que antecede a extrusão (Amaral, 1994). Para impedir que estes fatores influenciem os resultados finais de um programa de desova de peixes é interessante, quando possível, a utilização de indução artificial à desova, hormonal ou por aumento rápido de temperatura da água e desovas naturais em ambiente controlado. As carpas do gênero Ctenopharyngodon e Hypopthalmichtys são originárias da China e vieram para o Brasil no ano de 1961 para a Estação Experimental de Biologia e Piscicultura em Pirassununga, SP. São peixes de crescimento muito rápido, podendo atingir, em 3 anos de cultivo, de 8 a 10kg individualmente. Sua maturidade sexual é atingida ao completarem os 3 anos de vida (Figura 11). Figura 11. Exemplar de carpa capim 23

25 A carpa capim Ctenopharyngodon idella é um peixe da família Cyprinidae. Possui a forma do corpo alongado, escamas de tamanho médio, cabeça plana, olhos pequenos, dentes faríngeos e em forma de pente, tubo digestivo de duas a três vezes o tamanho do corpo, brânquias com funções respiratórias e alcança até 1m de comprimento e 50kg. Sua alimentação é à base de matéria verde, diurna e pode chegar até 100% de seu peso corporal. No Brasil, atinge a maturidade sexual aos 3 anos de idade, produz grande número de óvulos/larvas, deve ser submetida à reprodução induzida artificialmente e o período de incubação de ovos dura em média 2 dias. A carpa cabeça grande Hypopthalmichtys nobilis (Figura 12) é um peixe da família Cyprinidae, espécie de crescimento muito rápido, forma do corpo alongada, escamas pequenas, corpo prateado e amarelo no ventre, peso semelhante ao da carpa capim, Filtra alimento através das brânquias e o alimento principal é zooplâncton. A idade de reprodução no Brasil é de aproximadamente 4 anos. Produz grande número de óvulos/ larvas, seu tipo de reprodução é induzida artificialmente, sendo o período de incubação de 2 dias. Foto de Figura 12. Exemplar de carpa cabeça grande 24

26 A carpa prateada Hypophthalmichtys molitrix (Figura 13) é um peixe da família Cyprinidae, possui forma do corpo alongada, escamas pequenas, corpo de coloração prateada, pesa até 30kg e 1m de comprimento. É uma espécie filtradora (algas azuis), seu alimento principal é o fitoplâncton. Atinge a maturidade sexual aos 4 anos de idade, seu tipo de reprodução é induzida artificialmente e produz grande número de óvulos/larvas. Foto de Jurandir Largura Figura 13. Exemplar de carpa prateada As variedades de Cyprinus carpio sp., além de adaptadas à desova natural controlada, também são amplamente utilizadas em desovas artificiais. A exemplo das três espécies de carpas chinesas cultivadas no Brasil carpa capim, Ctenopharyngodon idella; carpa cabeça grande; Hypophthalmichtys nobilis e carpa prateada, Hypophthalmichtys molitrix, utiliza-se a prática da desova artificial induzida geralmente por hormônios gonadotrópicos, quando houver a necessidade por problemas de baixa temperatura da água, na antecipação da desova ou pela falta de adaptação das espécies. Os procedimentos descritos a seguir, para a realização de desovas artificiais, são os mesmos para todas as espécies de carpas citadas, pois todas respondem bem a estes tratamentos, exceto as soluções antiaderentes e fertilizantes, utilizadas apenas para as variedades do gênero Cyprinus carpio sp., carpa comum. Escolha de reprodutores: A escolha dos reprodutores deve seguir os mesmos procedimentos da escolha de reprodutores para a desova natural. 25

27 Época de desova: A época de desova das espécies citadas é geralmente na entrada da primavera. Os reprodutores estarão preparados para a desova quando a temperatura da água ultrapassar 18ºC por um número constante de dias, tiverem sido alimentados adequadamente e em ambiente tranqüilo. Procedimentos pré-desova: Os reprodutores machos e fêmeas devem ser levados para um tanque de pré-desova, preferentemente com aquecimento de água, a qual deverá estar perto dos 25 o C constantes. Este tanque deverá estar dividido por uma tela com malha de pelo menos 5cm entre nós, separando machos de fêmeas. A proximidade entre os reprodutores servirá para estimular a maturação gonadal. Não se pode esquecer que a concentração de oxigênio dissolvido deve estar sempre acima de 5mg/L. Indução hormonal: De um modo geral, as carpas fêmeas devem sofrer duas aplicações de indutor hormonal, sendo uma de 10% da dose total e outra com os 90% restantes em intervalo de 10 a 12 horas entre uma e outra dose. Os machos receberão uma dose apenas do indutor, geralmente ao mesmo tempo em que é administrada a segunda dose nas fêmeas (Tabelas 2 e 3). Nesta fase, deve-se ter muito cuidado para não estressar os peixes reprodutores. O manejo dos reprodutores neste período deve ser realizado em local tranqüilo, com a utilização de anestésico em um tanque previamente preparado e a mesma temperatura da água do tanque pré-desova. Este anestésico (benzocaína, quinaldina, etc.) deverá ser utilizado sempre que o peixe for manipulado. Um cuidado importante é quanto ao tempo de permanência do reprodutor no tanque com anestésico. Neste tanque o peixe deverá ser apenas tranqüilizado, não ultrapassando em média 2 minutos. Utilizando-se benzocaína, a diluição deverá ser de 1ml/5ml de álcool/12l de água ou quinaldina 1g/5ml de álcool/12l de água. Sutura cloacal: Quando for administrada a segunda dose de indutor hormonal na fêmea de qualquer espécie e esta estiver com um grau de maturação gonadal muito elevado, deveremos suturar a região cloacal, conforme a Figura 14, impedindo que ocorra uma desova indesejada, já que não temos como precisar com exatidão o momento certo em que ocorrerá uma desova. Esta sutura poderá ser em forma de X e o fio utilizado deve ser confeccionado em algodão. Este procedimento deverá ser realizado com o peixe anestesiado, para que se torne menos estressante. Extrusão: Depois de passado o período de maturação dos gametas, o peixe estará pronto para sofrer a extrusão de seus produtos gonadais. Esta extrusão deverá ser realizada de maneira a causar a menor injúria possível aos reprodutores. A massagem abdominal deverá ser feita com pouca pressão, já que um reprodutor em estado de ovulação solta os gametas com muita facilidade. Devemos observar que as desovas difíceis, onde os 26

28 gametas demoram para ser expulsos das gônadas, ocorrem por que geralmente não estavam em estado de total maturação e, por isso, não serão fecundados. Figura 14. Local de sutura em período de desova Fecundação: Levar em conta que primeiro devem ser retirados os produtos gonadais das fêmeas. Estes devem ser acondicionados em recipientes apropriados (tipo bacias plásticas). Em um período de não mais de 3 minutos, deve-se extrusar os reprodutores machos e espalhar de maneira uniforme o líquido espermático sobre os óvulos por um período de aproximadamente 2 minutos. Para ativação dos espermatozóides, deve-se, conforme a espécie, utilizar água ou soluções fertilizantes e antiaderentes na proporção de uma parte de solução ou água para uma parte de mistura de gametas, por um período de até 5 minutos. Após este tempo, realizam-se os procedimentos de hidratação dos ovos, descritos anteriormente. Incubação: A incubação dos ovos deverá ser em recipientes apropriados, conforme Figura 15, e também por um período que compreenda o desenvolvimento do embrião, eclosão, absorção do saco vitelino e primeira alimentação. Todo este processo com as carpas dura em torno de 4 dias, se a temperatura da água estiver próxima aos 25 o C. Larvicultura: A partir do momento em que as larvas começarem a alimentar-se, elas deverão passar para tanques maiores, onde iniciarão o processo de larvicultura e alevinagem. Estas larvas deverão receber como primeira alimentação, após a absorção do saco vitelino, o ovo microencapsulado. 27

29 Figura 15. Incubadoras do tipo Zoug em vidro e fibra 5 A reprodução dos bagres 5.1 A reprodução do bagre africano Clarias gariepinus O bagre africano ou clarias clarias gariepinus é um peixe de excelente crescimento, chegando a pesar cerca de 2kg em 1 ano de cultivo em sistema semi-intensivo. É um peixe de origem africana e, no sul do Brasil, esta espécie de bagre foi introduzida há mais de uma década (Figura 16). Atualmente alguns Estados do País, como o Rio Grande do Sul, proibiram o cultivo desta espécie, por acreditarem ser um peixe nocivo ao meio ambiente, em decorrência da sua grande resistência à baixa quantidade de oxigênio e sua característica de deslocamento de um tanque ao outro, quando existe a necessidade de procurar alimento. Por ser um peixe exótico, de pouco tempo em nosso meio ambiente, o clarias ainda não está completamente adaptado, necessitando, para a sua reprodução, de indução hormonal e desova artificial. Os procedimentos para a desova artificial desta espécie, desde os tratamentos pré-desova, bem como os de indução, extrusão, fecundação e incubação, são semelhantes aos realizados com as carpas. Principalmente as fêmeas de clarias chegam mais tarde à maturação gonadal. Ao final da primavera, já próximo ao final do mês de novembro e o início do mês de dezembro, estas fêmeas estarão aptas a serem extrusadas. 28

30 Os machos, entretanto, ficam maduros mais cedo, cerca de 30 dias antes. Diferente dos machos de carpas, o macho do clarias necessita ser sacrificado para a retirada dos produtos gonadais, justamente devido a sua pouca adaptabilidade ao nosso meio ambiente. Foto de Gosuke Sato Figura 16. Exemplares de bagre africano Outro procedimento que se poderá aplicar, dependendo do estado de maturação das gônadas das fêmeas, é a sutura da cloaca, semelhante à que se faz com as carpas, quando da administração da segunda dose de indutor, impedindo assim uma desova indesejada. Durante o período de incubação e larvicultura, deve-se tomar o cuidado de não permitir uma diminuição da temperatura da água para menos de 26 0 C. Estas larvas deverão receber como primeira alimentação, após a absorção do saco vitelino, ovo microencapsulado. 5.2 A reprodução do catfish Ictalurus punctatus O bagre americano ou catfish, Ictalurus punctatus, é um peixe de crescimento considerável, chegando a atingir perto dos 2kg em 1 ano de cultivo, no sul do Brasil. Nesta região, sua criação está mais restrita aos 29

31 cultivos intensivos, em tanques com boa aeração e alimentação exclusivamente à base de ração, Figura 17. Figura 17. Exemplar de catifish Seu cultivo é relativamente fácil, exigindo poucos cuidados. Os tanques de engorda são maiores que os tradicionais para outras espécies, chegando a medir 20 mil m 2 ou mais. É um peixe exótico que se adapta muito bem às temperaturas do sul do País. Em uma variação entre os 15 e 30 o C, o catfish cresce muito bem, respondendo com uma boa conversão alimentar. Sua reprodução ocorre de maneira natural, sendo necessários alguns controles para se ter uma boa sobrevivência de alevinos. A primeira maturação sexual desta espécie é ao fim do segundo ano de vida, tanto para machos como para fêmeas. Ao final da primavera (final do mês de novembro) os reprodutores estarão em fase de maturação gonadal e deverão ser separados em tanques. Separa-se um tanque do outro por telas, conforme Figura 18. É necessária a colocação de ninhos, que podem ser confeccionados com bombonas plásticas de pelo menos 20L de capacidade, recortadas em sua parte inferior, para facilitar o acesso dos reprodutores ao ninho. Coloca-se em cada tanque um casal de catfish, que realizará a desova de maneira natural. É necessário que, a cada 2 dias, o piscicultor verifique a existência de desovas nestes ninhos (Figura 19). Após a constatação da desova, o piscicultor recolhe a massa de ovos (os ovos do catfish são aderentes), levando-a para uma incubadora do tipo canaleta, para uma melhor incubação destes ovos. O piscicultor deve preocupar-se com a aeração dos ovos, que é muito importante neste período. A pouca aeração é a grande causadora das mortes embrionárias. Após um período que poderá chegar a 5 ou 6 dias, as pós-larvas estarão prontas para serem levadas a um tanque de larvicultura. Estas pós-larvas deverão receber como primeira alimentação, após a absorção do saco vitelino, ovo microencapsulado. 30

32 Figura 18. Tanques para desova de catfish Figura 19. Ninhos para desova de catfish As técnicas de reprodução dos bagres jundiá Rhamdia sp. e mandi Pimelodus maculatus (Figuras 20 e 21) são semelhantes às técnicas relatadas para a desova artificial do gênero Clarias gariepinus.. Para o Jundiá e mandi, deve-se dar maior atenção aos 20 primeiros dias de vida, pois o canibalismo nesta espécie é bastante acentuado. Nesta 31

33 fase, a alimentação deve ser ofertada quatro vezes ao dia, a ração deve conter pelo menos 46% de proteína bruta e a água do tanque de cultivo não deve ser clara, pois águas mais escuras (verdes) servem para proteção, aumentando bastante a sobrevivência das pós-larvas. Figura 20. Exemplar de jundiá Rhamdia quelem Figura 21. Exemplar de mandi Pimelodus maculatus 6 A reprodução do black bass 6.1 A reprodução natural do black bass Micropterus salmoides O black bass é um peixe da família Centrarchidae, originário do sul do Canadá e Estados Unidos da América, indo até o Golfo do México. Está difundido por todos os países da Europa e do continente africano (Galli & Torloni, 1984). É considerado o peixe nobre da pesca esportiva por sua voracidade e pelo sabor de sua carne. Exemplares desta espécie chegam a atingir um máximo de 80cm de comprimento, entre 6 ou 7kg de peso (Pérez-Regadera Pérez, 1993). 32

34 Este peixe possui mandíbula superior que se projeta para trás dos olhos. As escamas laterais estão repartidas em número de 60 a 68. Procura águas tranqüilas e limpas, características de açudes, lagos e rios de pouca correnteza. Seu requerimento em oxigênio é alto, sempre acima de 8ppm (Pardo, 1965). Esta espécie foi introduzida no Brasil no ano de 1922 em Belo Horizonte, MG (Nomura, 1984). A base da alimentação inicial das larvas de black bass constitui-se de pequenos crustáceos e larvas de insetos. Para esta fase é interessante a oferta de Daphnia sp. Já nesta fase e na de alevinagem, poderá ser ofertada ração comercial a 48% de proteína bruta (PB). Nos estados juvenil e adulto, concomitante à ração, pode-se oferecer ao black bass grandes invertebrados e pequenos pedaços de outros peixes (Palácios & Martinez, 1985). Com uma boa alimentação, o black bass poderá chegar ao final de 1 ano de cultivo com peso em torno a 600 ou 700g. Num segundo ano de cultivo, este peixe aumentará muito em tamanho e, dependendo da quantidade de alimento disponível no viveiro, poderá triplicar de peso (Pérez-Regadera Pérez, 1993), conforme Figura 22. Foto de Juan José P.R. Pérez Figura 22. Exemplar de black bass Micropterus salmoides 33

35 Ao iniciar a primavera e a temperatura da água estiver por vários dias acima dos 18ºC, machos e fêmeas adultos irão alcançando sua maturidade sexual. Para desovas naturais, o macho do black bass escolhe lugares pré-determinados que possuam fundos arenosos ou de cascalho. A fêmea do black bass faz desovas fracionadas que são completadas ao final de 3 horas. O número de óvulos por cada fêmea é pequeno, em torno de 2 mil a 6 mil/kg. Estes óvulos são de cor amarelada, aderentes e medem aproximadamente 1,5 mm de diâmetro (Palácios & Martinez, 1985). Após a desova e a conseqüente fecundação, o macho expulsa a fêmea do ninho e defende este território até a eclosão das larvas. Ao final de 2 a 4 dias (dependendo da temperatura da água de incubação), as larvas eclodem e começam a absorver o saco vitelínico. Quando termina a reabsorção do saco vitelínico, a larva começa a procurar alimento vivo na água e, neste momento, torna-se presa fácil da ação de predadores maiores. A falta de alimento nos locais de cultivo desta espécie faz com que exista ação de canibalismo entre as larvas. O black bass permite também o trabalho com reprodução induzida artificialmente, através da administração de extratos hipofisários de carpa comum, hormônio luteinizante (LH) e gonadotropina coriônica humana (HCG) (Pérez-Regadera Pérez, 1993). O black bass é um peixe com exigência em oxigênio acima de 8ppm, temperatura para maturação gonadal 18ºC e época de reprodução no início da primavera. As temperaturas para sobrevivência, alimentação e crescimento, encontram-se na Tabela 4. Tabela 4. Medidas de temperatura necessárias para cada fase da vida do black bass Fase da vida Temperatura mínima Temperatura máxima...ºc... Sobrevivência 4 38 Alimentação Crescimento (1) (1) Intervalo ideal para o desenvolvimento da espécie. 34

36 Os alevinos de black bass alcançam alto valor no mercado e são disputados por piscicultores, principalmente os ligados à pesca esportiva. Atualmente o comércio com estes alevinos está limitado ao cultivo de reprodutores em sistemas extensivos e, nas épocas de desova (entre setembro e novembro). As pós-larvas ou alevinos sobreviventes aos predadores naturais (pássaros, peixes, anfíbios, etc.), são capturados no ambiente natural e comercializados. Por este motivo o número de alevinos é muito pequeno e o valor comercial muito alto. Na Europa o problema de oferta de alevinos desta espécie foi resolvido há muito tempo. Na Espanha, na década de 70, o black bass foi estudado em seu habitat natural. Durante um determinado tempo, foi analisado seu costume alimentar, período de engorda, período de maturação sexual, hábitos de acasalamento, necessidade de ambiente para a desova, taxa de fecundação, incubação de ovos, eclosão, alimentação de larvas, pós-larvas e alevinos. De posse destes dados, a desova do black bass foi levada para dentro de uma estação produtora de alevinos e realizada em cativeiro. Segundo Amaral et al. (1996), os resultados de desova em cativeiro desta espécie adaptadas no sul do Brasil apresentaram excelentes resultados. A seguir, relacionam-se alguns procedimentos necessários para a reprodução natural do black bass. O primeiro procedimento recomendado ao piscicultor é construir um tanque apropriado, que servirá para o condicionamento, acasalamento, desova, incubação, larvicultura e alevinagem. Também será necessária a construção de ninhos, que deverão ser feitos com caixas plásticas nas dimensões de (80 x 30 x 10cm), conforme a Figura 23. Figura 23. Ninho para desova de black bass 35