Aula prática sobre influência do factor ambiental salinidade no metabolismo de bivalves

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1 Aula prática sobre influência do factor ambiental salinidade no metabolismo de bivalves

2 Objectivo da aula: Demonstrar o efeito de um factor ambiental salinidade sobre as comportamento fisiológico de bivalves Situação a testar: Qual o impacto da descarga de efluentes de ETARs (estação de tratamento de esgotos) no metabolismo de espécies de bivalves Desenho experimental: Simular 2 situações com valores de salinidade: normal (35) e 12

3 DESENHO EXPERIMENTAL EXP. FILTRAÇÃO EXP. RESPIRAÇÃO EXP. EXCRECÇÃO

4 DESENHO EXPERIMENTAL TX. FILTRAÇÃO TX. RESPIRAÇÃO TX. EXCREÇÃO CONSUMO FITOPLÂNCTON (CLOROFILA a) CONSUMO OXIGÉNIO EXCREÇÃO AMÓNIA FLUORÍMETRO OXÍMETRO FOTÓMETRO S1=0.2 S2=4.2 S3=10 S1=0.2 S2=4.2 S3=10 S1=0.2 S2=4.2 S3=10 S1F1 S2F1 S3F1 S1R1 S2R1 S3R1 S1E1 S2E1 S3E1 S1F2 S2F2 S3F2 S1R2 S2R2 S3R2 S1E2 S2E2 S3E2 S1F3 S2F3 S3F3 S1RC S2RC S3RC S1E3 S2E3 S3E3 S1CT S2CT S3CT S1EC S2EC S3ECT

5 TAXA FILTRAÇÃO Ci ÁGUA FILTRADA 200µm FILTRAÇÃO/ INGESTÃO Cf SEDIMENTAÇÃO Taxa de Filtração (TF)/Tx de ingestão (TI) (l/h/g) mgchl/h/g TF = fluxo x ((Ci chl - Cf clo)/ Cf chl))/peso seco ind. TI = fluxo x(ci chl - Cf chl)/peso seco ind. Ci chl and Cf chl= concentração de clorofila a à entrada e à saída dos recipientes

6 TAXA RESPIRAÇÃO OXÍMETRO OXÍMETRO ÁGUA FILTRADA 55µm O2 t0 t1 O2 tn Taxa de Respiração (mgo2/g/h) TR = [V/(PS x t)] x [(Ci - Cf) - (Cic - Cfc)], V= volume do recipiente (L) PS = peso seco bivalve (g) t =intervalo tempo (h), Ci and Cf = concentração de oxigénio inicial e final Cic and Cfc = concentração de oxigénio inicial e final no controlo

7 TAXA EXCREÇÃO ÁGUA FILTRADA 55µm NH4 t0 t1 NH4 Taxa de Excreção (mgnh4/g/h) TE = [V/ (PS x t)] x [(Cf - Ci) - (Cfc- Cic)], V= volume do recipiente (L) PS = peso seco bivalve (g) t =intervalo tempo (h), Cf e Ci = concentração de amónia final e inicial Cfc e Cic = concentração de amónia final e inicial e final no controlo

8 Espécie: Data: Temperatura da água: Salinidade: ºC FOLHA DADOS Conc. clorofila (TAXA INGESTÃO) Conc. Amónia (TAXA EXCRECÇÃO) Conc. O2 (TAXA RESPIRAÇÃO) #1 #2 #3 controlo #1 #2 controlo #1 #2 #3 controlo T h 15.30h 15.30h T h 16.30h 16.30h T h 17.30h 17.30h T h 18.30h 18.30h T h 19.30h 19.30h T h h h T h h h T h h h T h h h T h h h T h h h T H H H T h h h T h h h

9 PROCEDIMENTOS PRÁTICOS Taxa Ingestão circuito fechado - Colocar cada grupo de bivalves em recipientes contendo 200 ml água do habitat natural da espécie; -Um recipiente control sem bivalves será utilizado para corrigir a taxa de sedimentação; - Medir a concentração de clorofila a in vivo inicial e após cada 30 min. durante uma hora. Para tal, retirar 5 ml de água com pipeta volumétrica e ler em cuvette de vidro. -De forma a calibrar a concentração de clorofila a in vivo, retirar amostras de água do branco inicial e filtrar através de filtros fibra de vidro Whatman GF-F, colocar em tubos de polipropileno e conservar a 80ºC, no escuro até procedimento de clorofila extrativa pelo método de Lorenzen (1967)

10 PROCEDIMENTOS PRÁTICOS Taxa de excreção (TE): - Colocar os bivalves em erlenmeyers contendo 200 ml de água previamente saturada em oxigénio e filtrada por filtros Millipore (0,2 µm); - Colocar dois erlenmeyers adicionais (controlo) sem bivalves para detectar variações da concentração de amónia. - Após 45 min, retirar 10 ml de água de cada um dos erlenmeyers e determinar a concentração de amónia

11 PROCEDIMENTOS PRÁTICOS Taxa de respiração -Os bivalves serão transferidos para recipientes acrílicos fechados de volume conhecido (~780ml); - A concentração de oxigénio será medida em intervalos de tempo regulares com uma sonda de oxigénio durante aproximadamente 1 hora, antes que a concentração diminua abaixo dos 30% do valor inicial de controlo; - Um recipiente control sem bivalves será utilizado para corrigir respiração bacteriana, electrodos,etc.

12 PROCEDIMENTOS PRÁTICOS Taxa Ingestão circuito aberto - Colocar cada grupo de bivalves em recipientes contendo 200 ml água do habitat natural da espécie; -Um recipiente controlo sem bivalves será utilizado para corrigir a taxa de sedimentação; - Medir a concentração de clorofila a in vivo inicial e após cada 30 min. durante uma hora. Para tal, retirar 5 ml de água com pipeta volumétrica, colocar numa cuvette de vidro para leitura. -De forma a calibrar a concentração de clorofila a in vivo, retirar amostras de água do branco inicial e filtrar através de filtros fibra de vidro Whatman GF-F, colocar em tubos de polipropileno e conservar a 80ºC, no escuro até procedimento de clorofila extractiva pelo método de Lorenzen (1967) - Medir e pesar os bivalves (peso húmido), depois calcular peso seco (100ºC, 24h) e peso seco livre cinzas (450ºC, 3 h)

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14 AULA PRÁTICA DE ECOLOGIA ABSORÇÃO DE NUTRIENTES POR VEGETAÇÃO DO SAPAL Tema: Absorção de nutrientes por vegetação do sapal: Spartina sp. Objectivo da aula: testar a capacidade de retenção de Fosfatos ou Nitratos por vegetação do sapal (Spartina sp.)

15 Dados: Análise da capacidade absorção de N por vegetação do sapal Valor máximo admissível (VMA) de NO3 na descarga de ETAR = 50 mg/l Questão: Qual a capacidade de retenção de N por vegetação do sapal? Experiência: Analisar as taxas de absorção de N por vegetação do sapal, simulando valores de descarga de N superiores ao VMA,

16 Enquadramento: O sapal é um ecossistema de transição entre o sistema aquático, pelo que podem desempenhar um papel importante no controlo da entrada de materiais nos sistemas aquáticos, nomeadamente nutrientes que, se em excesso, podem promover blooms de algas, degradação da qualidade da água e eutrofização. Alterações nas margens dos rios e ribeiras causadas por práticas agrícolas, ou diminuição das zonas de sapal como consequência da urbanização excessiva ou de alterações na hidrodinâmica dos sistemas (p.ex. provocadas por barragens) podem reduzir a densidade e ameaçar a presença deste tipo de vegetação. A reconstrução de ecotonos é uma medida de gestão ambiental com potencialidade de ser usada sempre que se pretender reduzir a entrada de nutrientes ou alguns tipos de poluentes nos sistemas aquáticos. Para além disso, a vegetação de sapal pode ser utilizada na construção de barreiras para retenção de nutrientes e controlo da qualidade da água nos sistemas aquáticos adjacentes.

17 ABSORÇÃO DE FÓSFORO F E AZOTO POR VEGETAÇÃO DE SAPAL PREPARAÇÃO DAS AMOSTRAS DE VEGETAÇÃO: LAVAGEM DOS SEDIMENTOS SPARTINA PESAGEM DAS AMOSTRAS DE VEGETAÇÃO PREPARAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO INICIAL DE NUTRIENTES (P+N)

18 ABSORÇÃO DE FÓSFORO POR VEGETAÇÃO RIPARIANA E DE SAPAL NITRATOS (>VMA) NITRATOS (<VMA) Sal. 2 Sal. 2 T0 T1 (3h) MEDIÇÃO DAS CONCENTRAÇÕES INICIAIS DE NUTRIENTES (P + N) Turma 1 COLOCAÇÃO DE 200 ml DE SOLUÇÃO COM NUTRIENTES NOS COPOS RESPECTIVOS E USAR NOMENCLATURA ADEQUADA MANTER COPOS COM VEGETAÇÃO EXPOSTOS AO FOTOPERÍODO NORMAL MEDIR CONCENTRAÇÕES DE NUTRIENTES NOS INTERVALOS DE TEMPO ESTABELECIDOS

19 Planeamento experimental: 1 separar os conjuntos de cada tipo de vegetação 2 pesar cada conjunto e apontar valores 3 colocar num copo cada conjunto separadamente e colocar etiqueta 4 preparar solução com concentrações de fosfatos/nitratos 5 medir as concentrações no fotómetro (seguir cuidadosamente as indicações relativas à quantidade e tipo de reagentes a utilizar). Estas medições constituem os valores T0. 6 anotar os valores medidos 7 colocar os frascos com a vegetação junto à janela para permitir o fotoperíodo normal. 8 efectuar medicões da concentração de fosfatos/nitratos nos copos com vegetação e brancos nos intervalos de tempo determinados

20 Procedimentos Práticos 1 lavar a vegetação e remover sedimento 2 pesar cada conjunto e apontar valores 3 colocar num copo cada conjunto separadamente e identificar copo 4 preparar solução com concentração de Azoto 5 medir as concentrações no fotómetro (seguir cuidadosamente as indicações relativas à quantidade e tipo de reagentes a utilizar). Estas medições constituem os valores T0. 6 anotar os valores medidos 7 colocar os frascos com a vegetação junto à janela para permitir o fotoperíodo normal. 8 efectuar medições da concentração nos copos com vegetação e brancos nos intervalos de tempo determinados (T1-3h; T2-6h;T3-24h) 9 pesar cada conjunto e apontar valores

21 EXPERIÊNCIA TAXA RETENÇÃO NUTRIENTES POR VEGETAÇÃO Data: Espécie: Local origem: Sapal Ria Formosa Salinidade 1: Salinidade 2: TURMA 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 2 SALINIDADE 2 Peso vegetação Conc. =T0 Conc. N (T1)=3 HORAS TURMA 2 SALINIDADE 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 2 SALINIDADE 2 Conc. N (T2)=6 HORAS Conc. =T2 (6H) TURMA 3 SALINIDADE 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 2 SALINIDADE 2 Conc. N (T3)=24 HORAS Conc. =T3 (24H) Peso vegetação TURMA 4 SALINIDADE 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 2 SALINIDADE 2 Peso vegetação Conc. =T0 Conc. N (T1)=3 HORAS TURMA 5 SALINIDADE 1 SALINIDADE 1 SALINIDADE 2 SALINIDADE 2 Conc. N (T2)=6 HORAS Conc. =T2 (6H) Peso vegetação

22 Desenho experimental NITRATOS (>VMA) Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 T0 T1 (3h) T2 (6h) T3 (24h) Turma 1 Turma 2 Turma 3 NITRATOS (>VMA) Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 Sal. 2 T0 T1 (3h) T2 (6h) Turma 4 Turma 5

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