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1 1 1. INTRODUÇÃO As aves descendem dos répteis, provavelmente de um tronco primitivo do pequeno e lépidos dinossauros. Archaeopteryx, o que representa uma verdadeira transiçõa entre répeteis e aves (SICK, 1997). A atividade reprodutiva das aves é um resultado da interação de estímulos externos ambientais (fotoperíodo, temperatura, disponibilidade de alimentos, bem como seu balanceamento), comportamentais (estresse, presença do parceiro, grau de bem estar) e por mecanismos de controle neuroendócrino (BENEZ, 2004). As razões para a determinação do sexo de espécies aviárias são particularmente aquelas concernentes com a criação e reprodução. Sabe-se que muitas espécies não possuem características externas que possam ser empregadas na determinação do sexo. Com a população mundial de animais silvestres decrescendo, a necessidade de realizar programas de propagação em cativeiro tornou-se primordial, observando principalmente as espécies aviárias de lenta reprodução e que não apresentam dimorfismo sexual (WILLIAN, 1984). A biotecnologia tem sido um importante coadjuvante na reprodução animal. Segundo Brillard (2006) esta pode ser aplicada desde a inseminação artificial até a manipulação de embrião, transferência de genes e sexagem. É importante lembrar que nas últimas décadas a avicultura tem se tornado altamente tecnificada e ocupa lugar de destaque dentro da agropecuária brasileira e mundial, alcançando altos índices de desempenho na produção de carne e ovos. As características de produção, tanto de aves de corte como de postura, tiveram enorme crescimento. A produção de ovos aumentou cerca de três vezes nas últimas décadas e o tempo necessário para que frangos de corte atinjam peso de abate (1,5 kg) diminuiu cerca de quatro vezes (BURT, 2002).

2 2 2. SISTEMA REPRODUTOR MASCULINO E SUA FISIOLOGIA O sistema reprodutor masculino consiste em um par de testículos intraabdominais, túbulos seminíferos, localizados no interior dos testículos que transportam o espermatozóide até o epidídimo. O ducto deferente origina-se do epidídimo, seguindo paralelo ao ureter, onde penetra da parede da cloaca. Não existem órgãos acessórios, como vesícula seminal, próstata e glândula bulbo uretral associados ao ducto deferente (ETCHES, 1996). Segundo Evans (1996) os testículos são redondos ou ovais. No entanto para Mcdonald (1996) estes são oblongos (quando maduros e em atividade sexual), ou cilíndricos (quando imaturos). O testículo esquerdo geralmente é maior que o direito, estes podem variar de tamanho dependendo da maturidade sexual da ave, da espécie, tamanho e do ciclo reprodutivo em que esta se encontra, como mostra a (Figura 1). Frequentemente em aves domésticas o tamanho do testículo é maior que o pólo cranial do rim. Já em aves silvestres, especificamente psitacídeos, o tamanho desse órgão na duração da estimulação sexual não é tão grande como em muitas outras espécies. O falo de muitas aves é pequeno e não funciona como órgão penetrante, o sêmen é transferido para a fêmea pelo contato rápido do falo rudimentar com a vagina evertida (ETCHES, 1996). O crescimento testicular é estimulado pelo FSH ou pelo LH. O LH age sobre as células de Leydig promovendo seu desenvolvimento e a produção de testosterona. O FSH age sobre as células de Sertoli. A completa função testicular é combinada com o FSH e a testosterona (DUKES, 1993).

3 3 A B Figura 1: Aparelho reprodutor masculino. A) ave em época reprodutiva, B) ave fora da época reprodutiva. Fonte: MAINA, SISTEMA REPRODUTOR DA FÊMEA E SUA FISIOLOGIA O oviduto descreve a genitália tubular da fêmea; é dilatável e largo na época da reprodução e estende-se do ovário até a cloaca. O oviduto pode ser dividido em cinco regiões funcionais a partir do ovário: infundíbulo, magno, istmo, útero e vagina. (DUKES, 1996). A cloaca tem função de cópula e excreção. O ovário esquerdo funcional fica aderido à parede dorsal da cavidade corporal, posterior ao pulmão esquerdo e o direito sofre atrofia. (DUKES, 1996) O infundíbulo, onde ocorre a fecundação, possui forma de funil e uma porção caudal de espessura mais espessa, (Figura 2). O magno é a parte mais longa do oviduto com paredes espessas e esbranquiçadas. O istmo, onde se formam as

4 4 membranas, situa-se entre o magno e o útero, e são no istmo que se secretam as membranas da casca, formando um saco fechado e serve como suporte no qual a casca dura será depositada. O útero ou glândula da casca é uma região curta em forma de bolsa, que serve para adicionar líquido ao ovo, dando a este sua forma tradicional. A vagina termina com uma abertura em forma de fenda, na parede lateral da cloaca, sua função parece ser o transporte armazenamento de esperma e o transporte de ovos, mas esta não possui nenhum papel na formação da estrutura do ovo, podendo contribuir com a formação de uma cutícula que atua no preenchimento dos poros da casca. (DUKES, 1996) O FSH é o hormônio responsável pelo crescimento e desenvolvimento folicular e o LH é responsável por determinar o momento da ovulação. A fecundação do folículo ocorre na porção cranial do oviduto, aproximadamente aos 15 minutos da ovulação. É importante lembrar que em aves não há formação de corpo lúteo após a ovulação, fazendo com que os níveis de progesterona sejam reduzidos rapidamente (DUKES, 1993). Figura 2: Sistema urogenital feminino. Fonte: EVANS, 1996.

5 5 No momento da cópula, a fêmea estende a abertura vaginal para fora dos lábios da cloaca evertida. O macho, então, monta sobre o dorso da fêmea, efetua o contato da cloaca e o sêmen é depositado na abertura vaginal (ROBERT, 1990). Imediatamente a fêmea recolhe a abertura vaginal na cloaca e retém o sêmen na vagina. A movimentação do espermatozóide depende do líquido seminal e embebem-se nas secreções que revestem a parede do oviduto, utilizando os flagelos, auxiliado pelo movimento vaginal, estes migram por toda extensão do oviduto. Na extremidade anterior do oviduto estes ficam à espera de uma gema recém-ovulada e muitos deles fixam-se no óvulo do infundíbulo (ROBERT, 1990). 4. DIMORFISMO SEXUAL A determinação do sexo é muito importante na reprodução das aves. Muitas espécies são monomórficas, onde macho e fêmea parecem semelhantes. O dimorfismo é utilizado em espécies cuja diferenciação é clara através da plumagem. Mas a técnica do dimorfismo também pode ser utilizada em espécies monomórficas com diferenças biométricas entre os sexos (tamanho corporal, tamanho da cabeça, tamanho do bico, peso, etc.), nas quais o sexo poderá ser determinado, mas deve ser restringido a especialistas (RUPLEY, 1999). 5. DIFERENÇAS DE COMPORTAMENTO É observada em algumas espécies monomórficas a existência de um tipo de comportamento muito diferenciado segundo o sexo da ave (RUPLEY, 1999). Os machos tendem a cantar para demarcar território, tem postura mais agressiva e provocativa, mesmo com outros indivíduos de sua espécie, no entanto nas fêmeas observa-se que estas se preocupam mais em encontrar um local de nidificação (RUPLEY, 1999). É importante salientar que a visualização de cópula em espécies que o sexo não é estabelecido, não é indicativa de ser um casal, devido ao fato de ser observado conduta homossexual, como, aceitação de cópula e imitação de postura de ovos (RUPLEY, 1999).

6 6 6. TÉCNICAS DE SEXAGEM Apesar da dificuldade na diferenciação sexual das aves, há relatos na literatura de algumas técnicas que possibilitam esta sexagem para auxiliar a conservação de espécies e o manejo em criatórios. Dentre as técnicas mais abordadas por pesquisadores podemos citar: sexagem através do otoscópio, sexagem pela Tomografia por Ressonância Magnética Nuclear e Método Genético de Sexagem (KIRK, 1984). 6.1 Sexagem através do otoscópio É uma técnica cirúrgica que faz a utilização de equipamento barato e simples. O otoscópio tem sido empregado na determinação do sexo de centenas de indivíduos de muitas espécies, inclusive psitacídeos, aves de rapina e garças (KIRK, 1984). Primeiramente a ave a ser sexada será examinada e pesada. Para anestesia é utilizado Cloridrato de Quetamina (0,03 a 0,04 mg/g de peso corpóreo) via intramuscular (KIRK, 1984). O paciente é colocado em decúbito lateral direito, de modo que o lado esquerdo possa ser examinado, e esta ficará sobre uma almofada térmica. É empregada a contenção manual, feita por um assistente, utilizando cordões ou tiras de borracha. A asa esquerda e estendida craniodorsalmente, e a pata esquerda é estendida posteriormente. Depena-se uma pequena parte da área cranial dos músculos da coxa, a seguir realiza-se a assepsia do local (KIRK, 1984). Posteriormente faz-se uma incisão na pele dorsoventral, sobre o último espaço intercostal, em seguida fazem a incisão dos músculos intercostais, com uso do bisturi, para que ocorra penetração do saco aéreo torácico posterior. A abertura é ampliada com ajuda de afastadores, o que permite a penetração do especulo do otoscópio, devidamente esterilizado por autoclavagem (KIRK, 1984). Pode-se observar claramente o campo desejado mediante o uso do otoscópio, com iluminação própria e lente de ampliação. As costelas são flexíveis e se distenderão para acomodar o instrumento (KIRK, 1984). A execução desse procedimento em aves muito pequenas poderá haver uma interferência na visualização, devido a uma pequena membrana que separa os sacos aéreos torácicos e abdominais. Esta membrana pode ser puncionada com uma

7 7 agulha e em seguida aumenta o orifício com afastadores, em posição dorsal a essa membrana podemos visualizar o ovário ou testículo no pólo cranial do rim (KIRK, 1984). A incisão pode ser suturada com material absorvível. A recuperação da anestesia será acelerada, caso permita-se que as aves fiquem em um ambiente aquecido em torno de 27 a 32 C (KIRK, 1984). Se o procedimento cirúrgico for efetuado cuidadosamente o risco será mínimo. A percentagem de acertos na determinação do sexo é de 100% para pássaros maturos e sadios (KIRK, 1984). Figura 3: Local de incisão entre as duas últimas costelas. Fonte: KIRK, 1984.

8 8 Figura 4: Retração posterior do músculo sartório para exposição do local da incisão. Fonte: KIRK, Figura 5: Otoscópio posicionado para visualização da gônada. Fonte: KIRK, Tomografia por Ressonância Magnética Nuclear A tomografia por ressonância magnética nuclear é um método por diagnóstico de imagem baseado nas propriedades magnéticas naturais dos núcleos atômicos. As

9 9 imagens podem ser obtidas em qualquer plano do corpo, não havendo necessidade de mudar o paciente de posição (ROSENBERG, 1993 e PANEPUCC, 1985). Tem a capacidade de reproduzir imagens com alta resolução e são muito superiores as da tomografia por raios-x (BACHESCHI, 1999). A diferença dos métodos convencionais é que esta técnica utiliza radiação de freqüência muito menor, portanto não oferece riscos biológicos (KODAIRA, 1999). O uso da TRMN em aves oferece uma resolução melhor no contraste dos tecidos moles (ROMAGNANO et al., 1996) Contenção das aves Existem dois tipos de contenção na Medicina Veterinária, a contenção física ou mecânica (antecede a contenção química), (Figura 6) e a contenção química ou farmacológica. O método de contenção utilizado deve garantir a segurança do paciente e da equipe envolvida, permitindo a realização adequada do procedimento (MANGINI, 1998). Figura 6: Método de contenção física para as aves.

10 Procedimento TRMN Realizou-se em aves psitaciformes da espécie Aratinga leucophthalmus,(figura 7) onde a maioria são monomórficas (GRANDO, 2002). Primeiramente foi realizado um estudo preliminar que serviu como guia em um experimento, estabelecendo os critérios da anestesia, aquisição das imagens, posicionamento do animal dentro do tomógrafo. Ficou estabelecido o posicionamento da ave na bandeja em decúbito ventral, pois se observou que os rins e as gônadas eram melhor observados nesta posição. Para este procedimento é necessário utilizar a contenção farmacológica para que os animais permanecessem imóvies, pois qualquer movimento pode deixar a imagem distorcida. Utilizou-se então a associação de cloridrato de quetamina e cloridrato de xilazina, devido ao fato desses anestésicos já terem sido utilizados por várias outras vezes em aves para essa mesma técnica (VERHOYE et al., 1998; BARTELS et al., 2001). Sobre a asa esquerda é colocado um pequeno tubo com óleo (Figura 8) para que possa haver diferenciação do lado direito e esquerdo na imagem,(figura 9) uma vez que o ovário da fêmea esta localizado deste mesmo lado; a ave permanece cerca de 30minutos dentro do aparelho (GRANDO, 2002). O animal então é envolto por um filme plástico,(figura 10) para que permaneça imóvel durante a aquisição das imagens. Logo é feita a programação da máquina, a ave e colocada na bandeja (Figura 11) e as imagens são formadas (GRANDO, 2002). Após a realização do procedimento e recuperação anestésica a ave é enrolada em uma folha de jornal para se manter aquecida e evitar e dissipação de calor corpóreo e assim amenizar a hipotermia causada pela anestesia (GRANDO, 2002). Observou que em aves machos não maduros o exame não é eficaz, devido ao fato dos testículos estarem pequenos. Mas é bastante eficaz em aves fêmeas maduras sexualmente (GRANDO, 2002).

11 11 Figura 7: Contenção física do periquito-maracanã. Fonte: GRANDO, 2002 Figura 8: Tubos contendo óleo em seu interior. Fonte: GRANDO, 2002 Figura 9: Tubo com óleo, colocado sob a asa esquerda. Fonte: GRANDO, 2002

12 12 Figura 10: Periquitão-maracanã (Aratinga leucophthalmus) dentro da bandeja envolto por um filme plástico. Fonte:GRANDO,2002 Figura 11: Posicionamento do periquitão-maracanã (Aratinga entro do Tomógrafo. Fonte: GRANDO, leucophthalmus)

13 13 Como mostram as figuras 12 e 13, podemos observar os rins e testículos no macho, e na fêmea o ovário esquerdo e os rins. GRANDO, Figura 12: A) Rins (seta branca) e testículos (seta azul) de Arara Canindé (Arara ararauna), fixados em formol a 10%. B) Imagem tomográfica dos rins (seta branca) e testículos (seta azul) de Arara Canindé, fixados em formol a 10%. Fonte: GRANDO, Figura 13: A) Rins (seta branca) e ovário esquerdo (seta azul) de fêmea madura sexualmente de papagaio cinza africano (Psittacus erithacus). B) Imagem tomográfica dos rins, (seta branca) e glândulas adrenais (seta vermelha) de um periquitão-maracanã (Aratinga leucophthalmus). Fonte: GRANDO, 2002.

14 Método Genético É considerado o método de maior confiabilidade dentre as técnicas não cirúrgicas de determinação do sexo em aves. Para sabermos com segurança o sexo destes animais recorremos ao método de sexagem através do DNA, que gera certeza do sexo estando a ave em qualquer idade. Ao descobrir o sexo da ave há a possibilidade de formar casais com precisão, obter filhotes e melhorar o convívio na gaiola, ou em um criatório. (Laboratório Unigen, disponível em 12 de agosto, 2007). Para determinar o sexo da ave utiliza-se a técnica de PCR (Reação em Cadeia de Polimerase). Em que a presença ou ausência de um gene específico caracteriza a sexagem, o qual só pode ser encontrado nas fêmeas e nunca nos machos. O exame de sexagem através do sangue é o mais utilizado. Para coletar existem algumas formas diferenciadas, através do corte da unha, através da veia braquial e através das penas. É importante antes de qualquer coleta, relembrar para que não se encoste ao filtro do cartão de coleta para evitar possíveis contaminações. (Laboratório Unigen, disponível em 12 de agosto, 2007). Corte da unha: Primeiramente deve-se limpar a unha da ave e o cortador com algodão e álcool. Cortar a pontinha da unha da ave (Figura 14) e esperar que saia o sangue, com cuidado para que não esteja comprimindo a pata da ave, pois assim o sangue não sairá. Coletar no mínimo 2 manchas de 2mm, ou 1 mancha de 4mm, concentrando na região central do papel filtro do cartão de coleta e deixe secar por 10 minutos. Se for necessário estancar o sangue, utilize os mesmos produtos de banho e tosa para corte de unha de cães e gatos. Dobre o cartão de coleta, de maneira que os dados da ave fiquem para fora e o sangue para dentro. Como mostra a figura 14. (Laboratório Unigen, disponível em 12 de agosto, 2007).

15 15 Figura 14: Local do corte da unha da ave. Fonte: Coleta da veia braquial: A ave deve estar contida na posição dorsoventral, então abre-se a asa, passe álcool na região da veia braquial e com uma agulha faz-se uma pequena perfuração, pegue o cartão de coleta faça 2 manchas de 2mm ou 1 de 4mm, deixe secar por 10 minutos (Figura 15). Faça uma compressão na região onde se coletou e em seguida dobre o cartão com a identificação para fora e o sangue para dentro, como observado na foto abaixo. (Laboratório Unigen, disponível em 12 de agosto, 2007). Figura 15: Coleta da veia braquial.

16 16 Figura 16: Cartão de coleta, para verificação do sexo da ave. Coleta através das penas: Na etiqueta escreva os dados da ave e cole a etiqueta na embalagem plástica. Retire três penas em crescimento da região peitoral e/ou abdominal da ave. As penas devem ser pequenas e conter o bulbo (raiz). Em seguida coloque-as no plástico e feche-o, e envie as penas no prazo máximo de 48 horas. É importante relembrar que as penas possuem uma grande quantidade de células, onde é possível extrair o DNA. (Laboratório 12 de agosto, 2007). Unigen, disponível em

17 17 Figura 17: Amostra de penas para exame de DNA. Fonte: MÉTODO DA PCR Normalmente, um indivíduo herda um conjunto de genes completos, um do pai e outro da mãe. Esses genes estão dispostos em estruturas conhecidas como cromossomos. O número, o tamanho e a forma dos cromossomos variam de espécie para espécie, porém, na grande maioria das espécies, os cromossomos ocorrem em pares. Em um desses pares cromossômicos são encontrados os genes, que determinam o sexo, sendo assim chamados de cromossomos sexuais. Desta forma a chave para a determinação do sexo é a diferença encontrada nos cromossomos sexuais. Nas aves os cromossomos sexuais recebem nomes diferentes e sua relação com o sexo é oposta à dos mamíferos, aves macho são ZZ e as fêmeas, ZW. (GUICHARD, 1996). A descrição dos genes CHD (chomo- helicase-dna- bilding), genes localizados nos cromossomos sexuais da maioria das aves, fez com que a tecnologia do DNA aplicada a esses animais viesse a ser utilizada na identificação dos sexos dos

18 18 indivíduos. Esse gene apresenta formas diferentes, o que é chamado de polimorfismo, entre os dois tipos de cromossomos. Assim aves com dois cromossomos Z, ou seja, machos, vão apresentar duas cópias iguais do gene CHD, também chamado de CHD-Z. Da mesma forma as aves fêmeas, com cromossomos sexuais diferentes Z e W, irão apresentar uma cópia do gene CHD-Z e outra do gene CHD-W. Então observa-se que, o gene CHD-Z está presente em ambos os sexos, enquanto que o gene CHD-W está presente apenas nas fêmeas. (GUICHARD, 1996) Após extrair o DNA genômico, presente nos cromossomos sexuais da ave é feita uma amplificação pela técnica de PCR, um processo molecular pelo qual consegue amplificar um determinado segmento do DNA por milhares de vezes. A técnica permite a amplificação de um segmento de um cromossomo. Assim cada vez que forem visualizados dois segmentos de DNA é certeza de que se trata de uma fêmea (GRANDO, 2002). Quando não se conhece a seqüência do material amplificado, associada ao cromossomo W, supõe-se duas coisas, ou o indivíduo é do sexo masculino, ou houve erro no processo. Por isso que é amplificado também cromossomo nãosexual, quando for macho aparecerá uma linha amplificada específica não-sexual, se for fêmea aparecerá duas linhas (GRANDO, 2002) Técnica da PCR Ao realizar técnicas de biologia molecular em amostras biológicas de aves, pode-se determinar quais os tipos do gene CHD que elas apresentam. Inicialmente, o DNA é extraído dessas amostras (uma gota de sangue é suficiente), e submetido a técnica PCR( polymerase chain reaction), são obtidos então fragmentos de DNA das aves, os quais correspondem aos genes CHD presentes. A molécula de DNA é bastante estável, mantendo as ligações adenina-timina e guanina-citosina por meio de pontes de hidrogênio, mas quando, na técnica PCR, é aquecida a 94 C, as pontes se rompem e separam-se as duas hélices. (GUICHARD,1996). Quando se resfria a molécula em 30 a 65 C, a mesma volta a se ligar. Nesta fase ocorre acoplamento dos primers (seqüência de 20 a 30 nucleotídeos que se ligam a uma das hélices, delimitando a fragmento a ser copiado) nos locais pré-

19 19 determinados. Como existe grande quantidade de primers, estes acoplarão nos sítios específicos, constituindo um local para iniciar o sequenciamento dos nucleotídeos. A solução é reaquecida a 72 C, temperatura ideal para a atuação da polimerase, que a partir do primers, inicia a adição do nucleotídeo correspondente no sequenciamento. Após isso o fragmento de DNA foi duplicado. Essa seqüência poderá ser repetida várias vezes.(guichard,1996) Os fragmentos de DNA são então, aplicados em um suporte sólido (gel) e submetidos a forte corrente elétrica (eletroforese). As moléculas de DNA são carregadas, migrando em função da corrente aplicada; as cópias de diferentes tamanhos se separam, e as idênticas migram para a mesma posição. Após o tempo necessário para a separação, o DNA é corado e pode-se visualizar o gene na forma de uma banda. Desta forma os machos irão apresentar uma única banda, pois possuem duas cópias do gene CHD-Z, enquanto que as fêmeas apresentarão duas bandas, porque possuem uma cópia do gene CHD-Z e outra do gene CHD-W (GUICHARD, 1996). 7. Sexagem em frangos de corte Com a criação sexada, o avicultor tem condições de estimular o máximo desenvolvimento das aves, reduzir o custo da produção e evitar o desperdício da ração, já que cada sexo vai receber os alimentos de acordo com suas necessidades. A conversão alimentar otimizada e a maior uniformidade dos lotes são outros pontos positivos da técnica. Apesar de todas essas vantagens, antes de adotar essa prática o avicultor precisa ter certeza de colocação no mercado do produto final, que é diferente do que se consegue na criação mista, e dispor de fornecedores de pintinhos sexados. O principal beneficio da criação sexada é mesmo o aproveitamento de todo o potencial de desenvolvimento das aves. Quando são separados, a ração é elaborada e balanceada exatamente de acordo com as exigências nutricionais de cada sexo. (Disponível em: Infelizmente a sexagem dos pintos de um dia é muito difícil e normalmente feita por pessoas especializadas. Para os iniciantes, visualmente só é possível identificar

20 20 o sexo da ave quando esta atinge algumas semanas de vida, observando o crescimento da crista (que é maior no macho). O ideal é após o nascimento ou pintinhos de 1 dia, mas depende da espécie, em raças do tipo corte ( Cobb,Ross ) todos nascem da mesma cor, em incubatórios são amarelinhos e em criações caseiras de cor branca aos de incubatório a cor amarela se da pelo uso do formol utilizado para cicatrização do umbigo já que nascem em grande quantidade, pintinhos de corte nestes casos eles tem duas camadas de pena nas asas, no sentido em que elas nascem se as de cima forem menores que a camada de baixo são fêmeas. Do contrario se as penas da camada de cima forem maiores ou iguais as da segunda camada são machos. Em raças de postura como (Isa brow vermelha) as fêmeas são todas vermelhas e os machos são brancos, na variedade (Isa brow branca) usa-se o método de sexagem pelas penas, mas vale dizer que em raças de corte com 20 dias já é possível ver características de machos como crista e barbela associado ao desenvolvimento corporal maior que as fêmeas. Estudos realizados em codornas japonesas mostram que a sexagem é feita pela cor, as fêmeas são mais claras, essa característica foi atribuída devido a um trabalho de seleção genética, que foi muito importante para o serviço da granja. Estudos foram durante anos, para que fosse descoberta essa diferenciação entre os sexos, melhorando a qualidade e reduzindo os custos. (Disponível em: 8. CONSIDERAÇÕES FINAIS A determinação do sexo em aves monomórficas é fundamental para o sucesso reprodutivo de espécies silvestres mantidas em cativeiro. Como também são importantes para a indústria avícola, já que com a biotecnologia, sendo um grande coadjuvante da reprodução animal, fazendo com que nossas matrizes sejam de boa qualidade aumentando assim cada vez mais nossa produção. A identificação do sexo de aves por DNA confere 99,9% de certeza ao diagnóstico, precisão não alcançada pelas demais técnicas, e não causa estresse

21 21 nem lesões, pois somente algumas penas ou gotas de sangue são necessárias para análise de laboratório. Diante disto, podemos observar que outras técnicas, que necessitam de anestesias, são invasivas, estressam mais e necessitam de um tempo de recuperação e cuidados pós-operatórios. Com esta pesquisa, observamos, não só o crescimento da biotecnologia, como também a utilização de várias técnicas, que podem ser utilizadas para um mesmo propósito. Mas nem todas são precisas, isto pode ocorrer devido à manipulação incorreta, local inadequado, barulho próximo aos animais, higienização dos materiais incorreta, dentre outros. Lembrando que a utilização de todas as técnicas necessitam anteriormente de um trabalho de pesquisa, monitoração e cuidados especiais para precisão dos resultados. Existem diferenças entre os métodos de sexagem para aves silvestres e aves domésticas (galinhas), neste ultimo é necessário uma técnica rápida, não-invasiva, devido ao fato de ser um trabalho em que haverá grande quantidade de animais para realização deste procedimento, um método simples e eficaz é logo após o nascimento onde através da casca do ovo, ou seja através de sua membrana interna pode-se através de testes, descobrir o sexo da ave e desde cedo organizar, para que os casais sejam formados. Uma outra também é feita a olho nu onde pintinhos de corte possuem duas camadas de pena nas asas, no sentido em que elas nascem se as de cima forem menores que a camada de baixo são fêmeas. Do contrario se as penas da camada de cima forem maiores ou iguais as da segunda camada são machos. Observamos que as aves domésticas não necessitam dos mesmos métodos de sexagem das aves silvestres, devido uma maior facilidade e até mesmo por várias espécies possuírem características que podem ser descritas a olho nu, ou seja, cor da penugem, tamanho da crista, em pintinhos observa-se através do tamanho das pensa das asas. Nas as aves silvestres eram utilizados métodos cirúrgicos, mas hoje em dia, devido à praticidade, rapidez e precisão o DNA é o mais utilizado.

22 22 9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS Aveword. Fisiologia da reprodução das aves domésticas, São Paulo. Capturado em 28 de setembro de Disponível na internet: BENEZ, S. M. (1998). Aves: Criação clínica teórica prática, silvestres ornamentais avinhados. São Paulo, Robe Editorial. p : Anatomia e fisiologia das aves. EVANS, H.E. (1969), Anatomy of the budgerigar. In: PETRAK, M. L. Diaseases of cage and aviary birds. Philadelphia, Lea & Febiger. p EVANS, H. E. (1996), Anatomy of the budgerigar and other birds. In: ROSSOKOPF JR., WOERPEL, R.W. Diaseases of cage and aviary birds. Baltmore, Williams & Wilkins. p GUICHARD A, Cedard L, Haffen k. Aspect comparative de la synthese de steroids sexuals par les gonads embryonaires de Poulet a differents stades du development. Gen Comp Endocrinol, v.20, p , GRANDO, A. P. Utilização de tomografia por ressonância magnética nuclear para sexagem de aves silvestres sem dimorfismo sexual f. Tese. (Mestrado) Curso de Pós-graduação em Bioengenharia, Escola de engenharia de São Carlos, Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo. Healthgene. Molecular Diagnostic and Research Center. Capturado em 25 de abril de Disponível na internet. http;//www.healthgene.com/avian/fag.asp Laboratório Unigen. Sexagem de aves pelo DNA, São Paulo. Capturado em 12 de agosto de Disponível na internet :http:// = 20. LEITE, S. A. M. Coleta de sêmen e inseminação artificial em galinhas. Minas Gerais, f. Tese Universidade Federal de Lavras. Disponível na internet: 71. pdf. MAINA, J.N. (1996). Perspectives on the structure and function in birds. In: ROSSOKOPF JR., W.J., WOERPEL, R.W. Diaseases of cage aviary birds. Baltimore, Williams & Wilkins. p

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