Utilizada para diagnóstico das infecções no trato urinário. As infecções podem ser causadas por higiene inadequada, retenção urinária, obstrução

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Miguel Gomes Cesário
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1 Utilizada para diagnóstico das infecções no trato urinário. As infecções podem ser causadas por higiene inadequada, retenção urinária, obstrução urinária, uso de catéteres, ato sexual... Origem das amostras; coletadas por pacientes ou coletadas por meio de aspiração suprapúbica e utilização de catéter

2 Jato médio da primeira urina da manhã após higienização local. Retenção urinária de no mínimo 2 horas. Amostras deverão ser processadas até duas horas depois da coleta ou armazenas em refrigeração, não excedendo o prazo de 24 horas

3 Homogeinizar a urina sem centrifugar. Imergir a alça calibrada de 0,01 ml ou ml na urina de forma vertical Semear a placa em Agar Cled e MacConkey Incubar em estufa de 35ºC de 18 a 24

4 Se o resultado da cultura for negativo após as 24 horas e na sedimentoscopia foi observado a presença de bactérias ou número elevado de leucócitos, incubar por mais 24 horas. Realizar a leitura de Gram.

5 Enterobactérias: E.coli, Proteus, Klebsiella, Enterobacter, etc.. Staphylococcus saprophyticus Enterococcus faecalis Staphylococcus aureus Pseudomonas aeruginosa

6 O cristal violeta presente no meio inibe o crescimento das bactérias Gram positivas, especialmente Enterococcus e Staphylococcus. Diferenciador para fermentadores de lactose que produzem colônias rosa. Bactérias não fermentadoras de lactose não produzem alteração de cor pela manutenção do ph do meio.

7 Crescimento de bactérias Gram +, Gram - e leveduras. Cor do meio; azul. Colônias lactose positiva; cor amarela Lactose negativa: cor azul.

8 Escherichia coli: colônias opacas, amarelas com ligeira cor amarelo escuro no centro, com cerca de 1,25 mm de diâmetro. As não fermentadoras de lactose formam colônias azuis

9 Espécies de Klebsiella: colônias muito mucosas, cor variável de amarelo a branco azulado

10 Espécies de Proteus: colônias azul translúcidas, geralmente menor que E.coli Espécies de Salmonella: colônias planas, cor azul Enterococcus faecalis: colônias amarelas, com cerca de 0,5 mm de diâmetro Staphylococcus aureus : colônias amarelas, com cerca de 0,75 mm de diâmetro

11 Crescimento com alça de 0,001mL (1:1000) 1 colônia = 1000 UFC/ ml com alça de 0,01 ml (1:100) 1 colônia = 100 UFC/ ml

12 Negativo para culturas inferiores a UFC/mL Positivo para culturas acima de UFC/mL

13 Observar o crescimento nas culturas Cled e MacConkey Crescimento em MacConkey e Cled: repicar a colônia para o Rugai ou série bioquímica para identificação da enterobactérias. Encubar por 24 horas a 37º C Crescimento no Cled: realizar prova de Gram e diferenciar Staphylococcus de Streptococcus

15 Utilizado para pesquisa de bactérias causadoras de alterações no trato intestinal.

16 Enterobactérias: Salmonella, Shigella, E. coli, Yersínia enterocolítica Vibriões: Campylobacter jejuni e Vibrio cholerae

17 E.coli enteroinvasiva E. coli enterotoxigênica E.coli enteropatogênica E.coli entero-hemorrágica E.coli enteroagregativa

18 Enterite: Sintomas aparecem entre 6 a 48 horas após ingestão de substâncias contaminadas, com manifestações de náusea, vômito e diarréia não sanguinolenta. Febre entérica (tifóide): As bactérias causadoras da febre entérica passam através das células que revestem os intestinos e são ingeridas por macrófagos. Multiplicam-se após serem transportadas para o baço, fígado e medula óssea.

19 Invasão e destruição da camada epitelial da mucosa com intensa reação inflamatória. Raramente invadem a circulação. Cólicas abdominais, diarréia, febre e fezes sanguinolentas

20 Bactérias Gram -,, espiraladas, móveis, não fermentadoras, catalase +, nitrato+ Causam enterite com dor abdominal, diarréia sanguinolenta, calafrios e febre.

21 Gram -, móvel, oxidase +, fermentadores de glicose e sacarose Causam cólera: doença caracterizada por diarréia súbita, intensa e vômitos

22 As amostras deverão ser coletadas em frasco apropriado, podendo ser refrigeradas de 2 a 8 ºC até 24 horas. Fezes sem conservantes devem ser processadas no prazo máximo de 1 hora após a coleta. Entre as amostras não aceitáveis estão as fezes enviadas em fraldas, colhidas com urina ou coletadas a mais de três dias.

23 Meios diferenciais: Agar MacConkey Agar E.M.B (eosina-azul de metileno) Meios seletivos: Ágar SS

24 Cor original do meio: vermelho alaranjado. Colônias com centro negro (H²S) ou colônias incolores: suspeita de Salmonella. Colônias incolores: suspeita de Shigella spp. Colônias cor de rosa ou vermelho: suspeita de Escherichia coli ou Klebsiella spp.

25 As bactérias não fermentadoras de lactose são incolores. As bactérias fermentadoras de lactose aparecem na cor rosa.

26 Selenito : utilizado para o enriquecimento e isolamento de Salmonella spp. e Shigella spp. Tetrationato: Meio de enriquecimento para Salmonella spp

27 Semear uma alçada de fezes no Mac Conkey e S.S Semear 3 ou 4 alçadas no caldo selenito Incubar as placas a 35ºC +/- 1 grau por 18 a 24 horas e o selenito por 12 a 18 horas. Após as 18 horas de incubação e não havendo crescimento no Agar S.S, semear uma amostra da superfície do caldo selenito em outra placa de S.S e incubar de 18 a 24 horas.

28 Fezes líquidas ou material colhido em swab: Semear diretamente nas placas Fezes sólidas: Preparar solução 10% salina tamponada glicerinada (para enterobactérias). Semear em macconkey, SS e caldo tetrationato ou selenito Do tetrationato, semear em Verde brilhante (VB) ou SS

29 Repicar as colônias desenvolvidas nas placas em meio Rugai ou E.P.M e incubar a 35ºC +/- 1 grau de 18 a 24 horas. Identificação conforme tabela Realizar a soroaglutinação em diagnóstico positivo para Salmonella spp e Shigella spp

30 Em uma lâmina colocar uma colônia isolada e pingar uma gota de anti-soro correspondente a cada sorotipo. Homogeinizar e fazer a leitura Positivo para a aglutinação com o respectivo antisoro.

32 Prova de sensibilidade aos antibióticos Utilizado para microorganismos cuja sensibilidade às drogas normalmente não seja previsível

33 Verificação quantitativa da atividade do antibiótico. Diluições do antibiótico são incorporadas ao meio de caldo ou Agar, o qual é inoculado com o organismo em teste. A menor concentração que inibe o crescimento na incubação noturna de 12 horas é conhecida como CMI (concentração inibitória mínima)

34 Discos de papel com antibiótico são colocados na superfície do ágar semeado com a bactéria. O método informa se a bactéria é resistente, sensível ou se possui sensibilidade intermediária à determinado antibiótico pela medição do halo de inibição

35 Composição do meio de cultura: algumas substâncias presente no meio de cultura podem atuar na diminuição do halo de inibição. Por este motivo, utiliza-se a padronização do meio de cultura, utilizando-se para o antibiograma o meio Mueller Hinton.

36 Enzimas bacterianas: quantidade de produção da enzima beta lactamase com relação aos discos de cefalosporinas e penicilinas. No teste, o nível da enzima pode ser baixo produzindo um halo, mas não indicando necessariamente que a bactéria é sensível ao antibiótico.

37 Densidade do inóculo: quanto maior o inóculo, menor a sensibilidade e por este motivo é necessária a utilização de uma padronização.

38 Difusibilidade do antibiótico: alguns antibióticos tais como vancomicina e colistina não se difundem rapidamente a partir do disco no ágar, por esta razão o diâmetro do halo é extremamente pequeno

39 Período de incubação: quanto maior o período de incubação, maior é a probabilidade do aparecimento de bactérias menos sensíveis a ação do antibiótico à medida que a droga deteriora.

40 Teste indireto: realizado com cultura pura de bactérias devendo ser feito Gram antes do antibiograma. Teste direto: utilização do material pesquisado (urina, sangue, pus, etc). A desvantagem da utilização direta destes materiais dá-se pela dificuldade de controle da quantidade de inóculo e o isolamento da bactéria.

41 Com a alça de semeadura, transferir 3 a 4 colônias (teste indireto) com a mesma morfologia e inocular em 2,0 a 3,0 ml de solução fisiológica estéril. Esperar 15 minutos observando a turbidez da solução. Utilizar como referência de turbidez o tubo 0,5 da escala de Mac Farland ( tubo com água e cloreto de bismuto).

42 Com um swab estéril, semear a solução no Agar Mueller Hinton. Aguardar 5 minutos à temperatura ambiente para que o inóculo seja completamente absorvido pelo ágar. Colocar o disco com o auxílio de uma pinça previamente flambada.

43 Incubar de 18 a 24 horas à 35 +/- 1º C Medir o diâmetro dos halos. Classificá-los quanto a resistência, sensibilidade intermediária e sensibilidade.

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